WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     | 1 |   ...   | 81 | 82 || 84 | 85 |   ...   | 101 |

Донецкий национальный университет, биологический факультет, г. Донецк В живых организмах протекают различные химические реакции, среди которых следует выделить окислительно-восстановительные, продуктами этих реакций являются свободные радикалы. Свободнорадикальные процессы играют определенную роль при развитии многих заболеваний. Для защиты от разрушительного действия свободных радикалов организмы используют компоненты антиоксидантной защиты.

Таким образом, важной составляющей мероприятий по защите и реабилитации больных является антиоксидантная терапия. В состав компонентов антиоксидантной защиты организма входит фермент пероксидаза (КФ 1.11.1.7). Он способен катализировать оксидазные, оксигеназные и пероксидазные реакции.

Каразинские естественнонаучные студии Каразінські природознавчі студії Karazin natural science studios Пероксидаза способна катализировать реакции с участием перикиси водорода, восстанавливая последнюю до воды и при этом окисляя различные неорганические и органические соединения [3].

Обнаружены широкие возможности применения пероксидазы в качестве диагностического реагента или маркерного фермента при острых, хронических, бактериальных и вирусных (в том числе СПИД), инфекционных, аллергических, аутоиммунных, эндокринологических заболеваний и злокачественных новообразований методом иммунологического анализа, как консерванта в пищевой промышленности, для детоксикации промышленных отходов. Возрастает дефицит фермента, несмотря на промышленное получение растительной пероксидазы. В связи с этим возникла проблема поиска новых источников фермента микробиологического и грибного происхождения и изучения его свойств. Однако грибов, которые имеют способность к повышенному синтезу пероксидазы, обнаружено немного, это Pyricularta filamentosa, Caldariomyces fumago, грибы рода Myrothecium, Pleurotus ostreatus, Mucor hiemalis, Phellinus linteus и Linteus edodus. Важной задачей разработки биотехнологии культивирования продуцента и получения данного фермента является изучение влияния компонентов питательной среды на биосинтез [4].

Цель данной работы – изучении влияния источников углеродного питания на пероксидазную активность штамма А-1 гриба Agrocybe aegerita Fayod.

Штамм культивировали при 27,5°С в колбах Эрленмейера объемом 250 мл на глюкозо-пептонной среде (рН0 = 5,55) объемом 50 мл [1], где глюкозу (контроль) заменяли на 14 источников углеродного питания, а именно: моносахариды (пентозы) – арабиноза, ксилоза; гексозы – глюкоза; олигосахариды (дисахариды) – сахароза, лактоза; полисахариды – крахмал; многоатомные спирты – глицерин; насыщенные дикарбоновые кислоты – щавелевая кислота, янтарная кислота; карбоновые кислоты – салициловая кислота; гидроксикарбоновые кислоты – яблочная кислота; гексозы-кетозы – фруктоза, которые были взяты в эквиваленте по содержанию углерода в перерасчете на такое содержание в глюкозе. Интенсивность пероксидазной активности в культуральном фильтрате и мицелиальном гомогенате измеряли на 10-е сутки методом, который базируется на фотоелектрокалометрическом измерении интенсивности окраски продукта окисления о-дианизидина перексью водорода, образовавшегося при действии фермента пероксидазы.

Статистическую обработку экспериментальных данных проводили по методу дисперсионного анализа, сравнение средних арифметических – по методу Дункана [2].

Результаты исследований позволяют сделать следующие выводы. Источники углеродного питания влияют на пероксидазную активность изучаемого штамма. Так максимум ферментативной активности мицелия наблюдается на питательной среде с глюкозой, минимум – с дульцитом. Максимум ферментативной активности культурального фильтрата наблюдается на питательной среде с крахмалом, минимум – с фруктозой. Максимальное накопление биомассы на 10-е сутки наблюдается на питательной среде с маннитом.

Выявлено влияние источника углерода на рН культурального фильтрата, который изменяется в широких пределах. Не зафиксирован рост культур на средах со щавелевой, янтарной, яблочной и салициловой кислотами Литература Дудка И.А. методы экспериментальной микологии. Справочник / И.А. Дудка, С.П. Вассер, И.А. Элланская. – К.: Наук. Думка, 1982. – 550 с.

Приседський Ю.Г. Статистична обробка результатів біологічних експериментів / Ю.Г. Приседський.

– Донецьк: Кассиопея, 1999. – 210 с.

Рогожин В.В. Пероксидаза как компонент антиоксидантной системы живых организмов / В.В. Рогожин. – СПб.: ГИОРД, 2004. – 240 с.

Свердлова Н.И. Получение пероксидазы из базидиальных грибов / Н.И. Свердлова, В.П. Гаврилова, И.И. Шамолина // Методы получения, анализа и применения ферментов: Всес. научн. конф.: тезисы докл.

– Рига, 1990. – С. 90.

БИОХИМИчЕСКИЙ СОСТАВ КЛЕТОК porphyrIDIUM pUrpUrEUM СОХРАНЯЕМЫХ ПРИ НИЗКИХ ТЕМПЕРАТУРАХ С КРИОПРОТЕКТОРАМИ Харчук И. А.

Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского НАН Украины Одной из важных задач современной биологии является надёжное сохранение культур микроводорослей и создание генетических банков штаммов. В альгологической практике применяется широкий спектр методов, позволяющих сохранять микроводоросли в жизнеспособном состоянии: содержание на Каразинские естественнонаучные студии Каразінські природознавчі студії Karazin natural science studios жидких средах длительного хранения, агаре, альгинате, при помощи лиофилизации, криосохранения с использованием защитных сред и криопротекторов.

Основные действия в консервации культур микроводорослей направлены на сохранение максимального числа жизнеспособных и неповрежденных клеток с исходными гено- и фенотипическими свойствами, важными для их идентификации и использования в научных исследованиях и биотехнологических процессах.

Ряд современных методов консервации относительно эффективны при поддержании лабораторных культур микроводорослей. Однако эффективная консервация с полным сохранением популяций представляет собой не до конца решенную проблему, особенно если учесть физиологическое разнообразие микроводорослей и тот факт, что способность сохранять жизнеспособность в определенных условиях оказывается связанной с родом, видом и подвидом. Поэтому актуальным остается анализ природных процессов, в ходе которых многие микроводоросли успешно сохраняются в природе. Одним из таких процессов является анабиоз, это обратимое состояние организма, при котором жизненные процессы настолько замедлены, что отсутствуют все видимые проявления жизни.

При низких температурах многие микроорганизмы переходят в состояние анабиоза, которое сопровождается целым рядом конформационных физико-химических и биохимических изменений и перестроек, связанных с белками, липидами, углеводами, ДНК, РНК и свободными нуклеотидами. Физико-химические и биохимические процессы, протекающие в микроводорослях, зависят как от самого вида, так и от условий, при которых происходила заморозка.

Цель данной работы изучить биохимический состав клеток Porphyridium purpureum сохраняемых при низких температурах с добавлением криопротекторов.

Объектом исследования была культура Porphyridium purpureum (Bory) Ross in Drews et Ross (штамм IBBS – 70), из коллекции отдела биотехнологий и фиторесурсов ИнБЮМ НАН Украины. Микроводоросли выращивали методом накопительной культуры в условиях круглосуточного освещения. Интенсивность освещения на поверхности среды в культиваторах с P. purpureum составляла 8 кЛк. В качестве питательной среды использовали среду Тренкеншу. По достижению водорослей стационарной стадии роста, клетки отделяли от питательной среды с помощью центрифугирования и производили их закладку на хранение в морозильную камеру при температуре (-14°С). Образцы отличались друг от друга протекторами, добавленными к пасте микроводорослей перед замораживанием. В первом варианте к клеткам добавляли 10% глицерин, который вносили в культуру за 24 ч до закладки в морозильную камеру. Во втором варианте, клетки замораживали с дополнительно внесёнными природными полисахаридами, которые микроводоросли синтезировали в процессе своего роста и были выделены при центрифугировании клеток. В третьем варианте, клетки, заморожены без протекторов.

Биохимический анализ культур проводили через два года хранения в морозильной камере. Для этого изымали навеску микроводорослей необходимую для исследования, размораживали её и анализировали.

Сравнительный анализ содержания биохимических компонентов культур P. purpureum сохраняемых при низкой температуре (-14°С) выявил, что в клетках водорослей замороженных без протекторов доля каротиноидов на 38 % и РНК на 31 % ниже, чем в клетках с предварительно внесённым 10 % глицерином. Значения остальных показателей биохимического состава у сравниваемых образцов статистически не отличались. По сравнению с культурой замороженной с природными полисахаридами снижалось содержание хлорофилла «а» на 44 %, каротиноидов – на 54 %, липидов – на 56 %, РНК – на 19 %, запасных углеводов – на 35 %, структурных углеводов – на 54 %.

Сопоставление содержания биохимических компонентов в культурах сохраняемых с полисахаридами и 10 % глицерином зарегистрировало, что в клетках замороженных с 10 % глицерином доля хлорофилла «а» ниже на 38 %, каротиноидов – на 26 %, липидов – на 53 %, свободных нуклеотидов – на 14 % и структурных углеводов – на 29 %, чем в клетках заложенных на хранение с дополнительно внесёнными полисахаридами. Характерной особенностью было то, что во всех культурах, независимо от добавленного протектора так и без него, значения ДНК и белков были статистически одинаковы.

Такое отличие в данных, возможно, из-за качества применяемых протекторов. Известно, что избежать образования льда можно снижением точки замерзания раствора путем накопления электролитов или спиртов типа глицерина, углеводов – сахаров. Глицерин – криопротектор проникающего действия, он препятствует формированию кристаллов за счёт образования водородных связей с молекулами воды.

Полисахариды синтезируемые и выделяемые клетками P. purpureum в процессе их жизнедеятельности являются естественными криопротекторами, которые стабилизируют клеточные мембраны и содержимое клеток. Вероятно по этому, они наиболее эффективные консервирующие субстанции. Экзополисахариды позволяют лучше сохранить пигменты (хлорофилл в 1,8 раза, каротиноиды - в 2,2 раза), липиды Каразинские естественнонаучные студии Каразінські природознавчі студії Karazin natural science studios - 2,3 раза, РНК - 1,2 раза, белок - 1,15 раза и структурные углеводы - 1,4 раза, по сравнению с культурой, замороженной без добавок. И результативнее применения 10 % глицерина, т.к. сохраняют хлорофилл в 1,раза выше, каротиноиды - в 1,4 раза, липиды - 2,15 раза, белок - 1,3 раза, свободных нуклеотидов в 1,2 раза и структурные углеводы - 1,4 раза.

Таким образом, экспериментальным путём установлено, что использование протекторов позволяет предохранить биохимический состав микроводорослей от деградации при низких температурах хранения.

Дополнительное внесение экзополисахаридов повышает сохранность пигментного комплекса, липидов и структурных углеводов.

ДИНАМІКА ПЕРЕКИСНОГО ОКИСНЕННЯ ЛІПІДІВ їСТІВНИХ ЛІКАРСЬКИХ ГРИБІВ LEntInULa EDoDES ТА FLaMMULIna VELUtIpES чайка О.В.

Донецький національний університет, м. Донецьк В теперішній час багато зусиль спрямовується на розвиток грибних біотехнологій через перспективи широкого використання грибних метаболітів у фармацевтичній, хімічній та харчовій промисловості, сільському господарстві [1, 2].

Процеси перекисного окиснення ліпідів (ПОЛ) відіграють важливу роль в життєдіяльності всіх організмів. Встановлено, що вільнорадикальне окиснення ліпідів може регулювати ріст і поділ клітин грибів, а його продукти мають важливе значення для розвитку грибів та забезпечення захисних реакцій грибного організму. Відомо, що в процесі деградації лігніну ксилотрофами також велике значення мають реакції вільнорадикального окиснення. З іншого боку, підвищена інтенсивність ПОЛ в багатьох випадках є або наслідком, або причиною тих чи інших патологічних змін в клітинах та тканинах. Внаслідок неконтрольованих процесів ПОЛ відбувається порушення структури біологічних мембран, розбалансування окислювально-відновних процесів, інгібування мембранзв’язаних ферментів [3, 4].

Метою досліджень було визначення динаміки інтенсивності перекисного окиснення ліпідів штамів 340, 511 та 523 Lentinula edodes і штаму F-06 Flammulina velutipes.

Умови культивування штамів були встановлені під час попередніх дослідів [5]. Термін культивування – 20 діб, показники росту та інтенсивності ПОЛ культурального фільтрату (КФ) і міцеліального гомогенату (МГ), фіксували через кожні 5 діб ферментації. Інтенсивність ПОЛ визначали за допомогою тесту з тіобарбітуровою кислотою [5]. Накопичення біомаси визначали ваговим методом, рН культурального фільтрату – на рН-метрі [6]. Отримані експериментальні дані обробляли з використанням пакету програм для проведення статистичної обробки результатів біологічних експериментів.

Після проведення культивування штамів l. edodes і F. velutipes та обробки отриманих експериментальних даних, можна сказати, що кожен з досліджених штамів має як індивідуальні, так і загальні характеристики ростових показників та інтенсивності ліпідної пероксидації. Було відмічено поступове зниження водневого показника культурального фільтрату під час культивації, на фоні збільшення біомаси штамів з початку експерименту до 20-ї доби росту (виключенням став штам 511, в якого найменший рН КФ зафіксовано на 15-ту добу росту). За накопиченням біомаси на глюкозо-пептонному живильному середовищі штами розташовуються в такому порядку убування: F-06, 340, 523 та 511. Інтенсивність процесів ПОЛ в міцелії штамів різко зростала з початку культивування до максимального рівня на 5-ту добу росту, потім планомірно знижувалася впродовж ферментації до мінімального рівня на 15-ту добу, з подальшим незначним підвищенням на 20-ту добу. Встановлено, що інтенсивність перекисного окиснення ліпідів в міцелії штамів l. edodes знаходиться на вищому рівні, ніж у дослідженого штаму F. velutipes.

Більш високий рівень накопичення біомаси був відмічений у культур з меншим рівнем інтенсивності ліпідної пероксидації. Так, штам 340 характеризується високими показниками біомаси та низьким рівнем інтенсивності ПОЛ, а штам 511 має найвищій рівень перекисних процесів та найнижчу біомасу. Показники інтенсивності ПОЛ культурального фільтрату усіх штамів є нижчими у порівнянні з показниками ПОЛ міцелію, і набувають підвищених значень в другій половині культивації (для усіх штамів l. edodes), або знаходиться приблизно на одному рівні впродовж всього строку ферментації (штам F-06 F. velutipes).

Pages:     | 1 |   ...   | 81 | 82 || 84 | 85 |   ...   | 101 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.