WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!


1

На правах рукописи

ЧЕРНЫХ Олег Юрьевич

ИНФЕКЦИОННЫЕ БОЛЕЗНИ НУТРИЙ В ЗВЕРОВОДЧЕСКИХ ХОЗЯЙСТВАХ СЕВЕРНОГО КАВКАЗА (этиология, особенности эпизоотологии, патогенез, клиника, диагностика и специфическая профилактика) Специальности:

06.02.02 – ветеринарная микробиология, вирусология, эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология 06.02.01 – диагностика болезней и терапия животных, патология, онкология и морфология животных

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора ветеринарных наук

Иваново - 2010

Работа выполнена на кафедре микробиологии ФГОУ ВПО «Кубанский государственный аграрный университет», ГУ «Кропоткинская зональная ветеринарная лаборатория», в звероводческих хозяйствах Краснодарского и Ставропольского краев, Ростовской области, ФГУ «Армавирская биофабрика».

Научный консультант:

доктор ветеринарных наук, профессор ШЕВЧЕНКО Александр Алексеевич

Официальные оппоненты:

-доктор ветеринарных наук, профессор БУРДЕЙНЫЙ Василий Владимирович -доктор ветеринарных наук СКЛЯРОВ Олег Дмитриевич -доктор ветеринарных наук КУВШИНОВ Вадим Леонидович

Ведущая организация: ФГУ «Федеральный центр охраны здоровья животных» (ФГУ ВНИИЗЖ)

Защита состоится «5» октября 2010г. В 1000 часов на заседании диссертационного совета Д 220.029.01 в ФГОУ ВПО «Ивановская государственная сельскохозяйственная академия имени академика Д.К. Беляева».

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Ивановской ГСХА (г.Иваново, ул.Советская, 45).

Автореферат разослан «1» сентября 2010г.

Ученый секретарь диссертационного совета, доцент С.В. Егоров ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Звероводство является важной отраслью животноводства. Значительную часть дохода этой отрасли приносят нутрии.

Нутриеводство служит дополнительным источником мяса, которое относится к диетическим продуктам питания. Оно сочное, нежное и по вкусовым свойствам лучше мяса птицы и кроликов, а по количеству белка превосходит говядину, баранину и свинину, так как содержит относительно мало жира. В мясе мало холестерина, поэтому его рекомендуют детям, беременным женщинам и кормящим матерям, а также людям с сердечно-сосудистыми заболеваниями.

У нутрий хорошая шкурка, мех пользуется устойчивым спросом в промышленности и у населения. В России разведением нутрий занимаются повсеместно. Среди населения имеется большой спрос на продукты нутриеводства.

Поэтому на основе использования прогрессивных технологий в стране создана сеть нутриеводческих ферм (В.П. Рютова, 1991; В.Г. Кузнецов, 1993; В.Ф. Кладовщиков, В.Н. Александров, 2002; Н.А. Балакирев, 2006).

Разведением нутрий в России занимаются в различных климатических зонах государственные, фермерские хозяйства и нутриеводы-любители, но преимущественно в южных регионах: в Краснодарском и Ставропольском краях, Ростовской области (В.И. Вачугов, 1989; Н.А. Цепкова, В.А. Карпухин, 1991; Н.А. Балакирев, В.Ф.

Кладовщиков, 2002; Г.А. Кузнецов, Е.Г. Сергеев, О.И. Федоров, 2003; И.А. Плотников, О.Ю Беспятых, 2003). Однако развитию нутриеводства препятствуют инфекционные болезни: колибактериоз, сальмонеллез, стрептококкоз, пастереллез, энтерококковая инфекция и другие, наносящие значительный экономический ущерб отрасли (В.А.

Есепенок, 1997; А.Н. Панин, 1997; Л.П. Миронова, 2000).

Надежной защитой нутрий от инфекционных болезней является специфическая профилактика. Применение ассоциированных вакцин в звероводстве, включающих несколько антигенов, позволяет снизить стрессовые ситуации у прививаемых животных, уменьшить трудозатраты и создать напряженный иммунитет в сжатые сроки (А.М. Ахмедов, 1983; В.И. Вачугов, 1989). По мнению многих ученых, инактивированные вакцины, изготовленные из штаммов возбудителей инфекционных болезней, выделенные в период эпизоотии, обладают более высокими антигенными и иммуногенными свойствами и способствуют созданию иммунитета достаточной напряженности (Р.А. Кадымов, 1990; Р.Т. Маннапова, 1998; Н.Н. Шульга, 2006).

В связи с этим необходимо разрабатывать средства для специфической профилактики колибактериоза, стрептококкоза, сальмонеллеза, энтеркокковой инфекции нутрий и совершенствовать лечение данных инфекционных болезней.

Цель и задачи исследований. Целью работы является разработка средств защиты и комплексной системы мероприятий по профилактике и лечению стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза, энтеркокковой инфекции нутрий. В связи с этим поставлены следующие задачи:

- изучить распространение инфекционных болезней в нутриеводческих хозяйствах Краснодарского, Ставропольского краев и Ростовской области;

- изучить морфологические, антигенные, биологические свойства возбудителей стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтеркокковой инфекции, выделенных из организма нутрий в данном регионе в период вспышки заболеваний;

- изучить патоморфологические и гистологические изменения в органах нутрий при стрептококкозе, колибактериозе, сальмонеллезе и энтеркокковой инфекции;

- разработать технологии изготовления ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтеркокковой инфекции нутрий;

- изучить иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтеркокковой инфекции нутрий;

- разработать систему применения ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтеркокковой инфекции нутрий;

- изучить эффективность антибактериальных препаратов при колибактериозе, сальмонеллезе, стрептококкозе и энтеркокковой инфекции нутрий;

- разработать комплексную систему лечебно-профилактических мероприятий против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтеркокковой инфекции нутрий для хозяйств южного региона РФ.

Научная новизна. Изучена эпизоотическая ситуация по инфекционным болезням нутрий и определен видовой состав возбудителей их на Северном Кавказе.

Определены морфологические, антигенные, биологические свойства возбудителей, выделенных в период эпизоотии стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтеркокковой инфекции нутрий. Изучены патоморфологические и гистологические изменения в органах и тканях нутрий при этих инфекциях. Впервые разработаны технологии изготовления новой инактивированной ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий.

Разработан режим инактивации возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий на основе совместного действия инактивантов разной физико-химической природы, которые позволяют в несколько раз уменьшить количество формалина, вводимого в бактериальную культуру, и сократить время инактивации микроорганизмов по сравнению с традиционными технологиями. Экспериментально подобраны оптимальные соотношения антигенов и адъюванта, входящих в состав новой инактивированной ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий. Установлена безвредность, ареактогенность и высокая иммуногенность инактивированной ассоциированной вакцины на нутриях.

Впервые изучена динамика гематологических показателей, формирование клеточного и гуморального иммунитета у нутрий до и после иммунизации ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий.

В экспериментальных и производственных условиях установлено, что применение инактивированной ассоциированной вакцины позволяет обеспечить защиту нутрий от возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции.

Разработана и внедрена в ветеринарную практику комплексная система лечебнопрофилактических мероприятий против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий. Установлено высокое лечебное действие отечественного антибактериального препарата абактан при колибактериозе, сальмонеллезе, стрептококкозе и энтерококковой инфекции нутрий.

Научная новизна работы защищена 5 патентами РФ на изобретение:

1. Способ изготовления вакцины ассоциированной против стрептококкоза и энтерококковой инфекции у нутрий (патент РФ № 2301076, Бюлл. №17, 2007г.);

2. Вакцина ассоциированная против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий (патент РФ 2301681, Бюлл., №18, 2007г.);

3. Вакцина ассоциированная против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий (патент РФ № 2301681, Бюлл., №18, 2007г.);

4. Способ приготовления вакцины ассоциированной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции у нутрий (патент РФ № 2316345, Бюлл. №4, 2008г.);

5. Вакцина ассоциированная против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий (патент РФ №2316344, Бюлл.

№4, 2008г.).

Практическая значимость. Практически подтверждена необходимость защиты нутрий от инфекционных болезней ассоциированной вакциной, изготовленной из местных штаммов возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции. Разработаны и предложены для внедрения в производство новая инактивированная ассоциированная вакцина против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий. Разработаны и утверждены в установленном порядке нормативно-технические документации по применению ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий. Производство инактивированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий освоено в ФГУ «Армавирская биофабрика».

На основании теоретических, экспериментальных и производственных исследований разработана и внедрена в ветеринарную практику комплексная система профилактических и лечебных мероприятий против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий. Разработана и предложена схема лечения нутрий при колибактериозе, сальмонеллезе, стрептококкозе и энтерококковой инфекции.

Материалы исследований автора вошли в следующие нормативно-технические документы:

1. Рекомендации по профилактике и ликвидации колибактериоза нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

2. Рекомендации по профилактике и ликвидации сальмонеллёза нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

3. Рекомендации по профилактике и ликвидации стрептококкоза нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

4. Рекомендации по профилактике и ликвидации энтерококковой инфекции нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

5. Рекомендации по лабораторной диагностике стафилококкоза и стрептококкоза животных (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

6. Рекомендации по лабораторной диагностике энтеробактериальных инфекций у животных (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

7. Рекомендации по профилактике и ликвидации стрептококкоза нутий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.2008 г.).

8. Рекомендации по профилактике и ликвидации сальмонеллёза нутрий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.2008 г.).

9. Рекомендации по профилактике и ликвидации колибактериоза нутрий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.2008 г.).

10. Рекомендации по профилактике и ликвидации энтерококковой инфекции нутрий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.20г.).

11. Технические условия по приготовлению ассоциированной вакцины против стрептококкоза, сальмонеллеза, колибактериоза и энтерококковой инфекции нутрий (СТО 00482849-0037-2009; утверждены Россельхознадзором 03.02.2010 г.).

12. Инструкция по применению вакцины ассоциированной против колибактериоза, стрептококкоза, сальмонеллёза и энтерококковой инфекции нутрий (утверждена Россельхознадзором 03.02.2010 г.) Материалы исследований автора вошли в следующие учебники и учебные пособия для студентов факультетов ветеринарной медицины сельскохозяйственных ВУЗов РФ:

1. Биологические особенности, болезни нутрий и кроликов // Учебное пособие с грифом УМО МСХ РФ, Краснодар, 2008, 551 с.

2. Пищевые токсикоинфекции и токсикозы// Учебное пособие с грифом УМО МСХ РФ. Краснодар, 2007, 173 с.

3. Лабораторная диагностика инфекционных болезней животных// Учебное пособие с грифом УМО МСХ РФ, Краснодар, 2009, 589 с.

Связь работы с научными программами. Диссертационная работа выполнена в соответствии с тематическим планом научно-исследовательской работы ФГОУ ВПО «Кубанский государственный аграрный университет», государственный регистрационный № 01200113464; по проектам № 03-04-96554 и № 06-04-96772 грантов совместных конкурсов Российского фонда фундаментальных исследований и администрации Краснодарского края.

Апробация работы. Основные положения и результаты диссертации доложены и обсуждены на: международных научно-практических конференциях (Ростов-на-Дону, 2007; Покров, 2008), Всероссийской конференции грантодержателей регионального конкурса РФФИ и администрации Краснодарского края (Краснодар, 2006, 2007, 2008);

региональных научно-практических конференциях (Краснодар, 2004–2009); на заседаниях ученого совета Кубанского государственного аграрного университета (2004–2009).

Публикации. Основные научные положения диссертации опубликованы в научных работах, в том числе в трех учебных пособиях (утверждены МСХ РФ, № 27-213/3912 от 12.01.2004 г.), вошли в 12 нормативно-технических документов. 12 работ опубликованы в журналах, регламентированных ВАК Министерства образования и науки России для докторских диссертаций: «Ветеринария» – 2; «Вестник Саратовского госагроуниверситета им. Н.И. Вавилова» – 2; «Известия высших учебных заведений Северо-Кавказский региона» – 2; «Труды Кубанского государственного аграрного университета» – 3; «Ветеринарная патология» – 1, «Ветеринария и кормление» – 1, «Кролиководство и звероводство» - 3, защищены 5 патентами РФ. Остальные работы опубликованы в материалах международных научных конференций, а также в журналах «Вестник ветеринарии» – 1, «Фундаментальные исследования» – 2, «Успехи современного естествознания» – 2, в официальном бюллетене Российского агентства по патентам и товарным знакам «Изобретения, полезные советы» – 5.

Основные положения, выносимые на защиту:

– эпизоотическая ситуация по инфекционным болезням нутрий на Северном Кавказе;

– морфологические, антигенные, биологические свойства возбудителей, патоморфологические и гистологические изменения в пораженных органах при стрептококкозе, колибактериозе, сальмонеллезе и энтеркокковой инфекции нутрий;

– технология изготовления и методы контроля инактивированной ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий;

– иммунобиологические свойства и эффективность новой инактивированной ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий;

– динамика формирования иммунитета у нутрий после прививки ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции;

– эффективность антибактериальных препаратов при колибактериозе, сальмонеллезе, стрептококкозе и энтерококковой инфекции нутрий;

– комплексная система лечебно-профилактических мероприятий против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий.

Личный вклад соискателя. Представленная диссертационная работа является результатом семилетних научных исследований автора. Изучение эпизоотологии, патогенеза, клиники, диагностики, разработка методов борьбы с инфекционным болезнями нутрий автором выполнены лично. По материалам этих исследований опубликованы 47 научных работ. Соавторы опубликованных научных работ (Шевченко А.А., Шевкопляс В.Н., Шевченко Л.В., Стрельников В.В.) при выполнении работы и анализе полученных данных оказывали консультативную помощь (в диссертационный совет соавторы опубликованных работ представили справки об отсутствии с нашей стороны заимствования их данных в данной диссертации).

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 291 странице машинописного текста и содержит разделы: введение, обзор литературы, материалы и методы исследований, 10 разделов результатов собственных исследований, обсуждение результатов исследований, выводы, предложения производству, список использованной литературы. Работа иллюстрирована 46 таблицами, 63 рисунками. Список литературы включает 494 источника, в том числе 103 работы зарубежных авторов.

2. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.1. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ Работа выполнена в 2002-2009 гг. на кафедре микробиологии ФГОУ ВПО «Кубанский государственный аграрный университет», ГУ «Кропоткинская зональная ветеринарная лаборатория», в звероводческих хозяйствах Краснодарского и Ставропольского краев, Ростовской области, в ФГУ «Армавирская биофабрика».

Эксперименты на лабораторных животных и нутриях проводили в виварии ГУ «Кропоткинская зональная ветеринарная лаборатория», в племзверосовхозе «Северинский», фермерских хозяйств п. Лорис, г. Усть-Лабинска, в ФГУ «Армавирская биофабрика» Краснодарского края, фермерских хозяйствах Ростовской области и Ставропольского края. В работе использовали выделенные от павших нутрий штаммы возбудителей стрептококкоза (Str. pneumoniae), сальмонеллеза (S. typhimurium), колибактериоза (Е. соli О1, О55), энтерококковой инфекции (Enterococcus faecalis).

Материалом для бактериологических исследований служили легкие, брыжеечные лимфоузлы, печень, почки, сердце, кровь, содержимое кишечника и другие пораженные органы от павших нутрий. Для выделения и культивирования стрептококков использовали мясо-пептонный агар (МПА), мясо-пептонный бульон (МПБ) с 1% глюкозы, среду Карташовой, щелочно-энтерококковую среду, среду Эдварда, среду для выделения и культивирования стрептококков и кровяной агар (5% эритроцитов барана).

Из исследованного патологического материала выделено 159 культур стрептококков, у которых изучали морфологические, тинкториальные, патогенные свойства.

Для изучения морфологических и тинкториальных свойств стрептококков готовили мазки-отпечатки из патологического материала и бульонных культур с последующей окраской по методу Грама и Бури. Патогенные свойства стрептококков определяли на белых мышах массой 12-16 г путем внутрибрюшинного заражения.

Культуры признавались патогенными, если из трех зараженных белых мышей в течение 5 дней погибало не менее двух животных.

Для определения патогенности возбудителей, испытаний вакцин на безвредность, реактогенность, иммуногенность, пассажей и титрования возбудителей использовали 2800 белых беспородных мышей (Мurius) массой 16–18 г, нутрий (Miocastor coypus) различного возраста и окраса – 65500 голов.

Молодняк нутрий вакцинировали в возрасте от 40 до 60 дней, взрослых животных – за месяц до случки, беременных самок – во второй половине беременности.

Производственные испытания вакцин проводили в племзверосовхозе «Северинский» и фермерских хозяйствах Краснодарского края.

Для проведения научных исследований и производственных испытаний использовали опытные серии ассоциированных вакцин, разработанных нами для профилактики колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий; коммерческую вакцину против пастереллеза и стрептококкоза нутрий - ФГУ «Ставропольская биофабрика».

Патоморфологические исследования проводили по общепринятым методикам. Во время вскрытия трупов нутрий отбирали кусочки пораженных органов: печени, почек, селезенки, сердца, легких, кишечника, лимфатических узлов, фиксировали в 10%-ном растворе нейтрального формалина, изготавливали парафиновые срезы толщиной 6-8 , окрашивали гематоксилин-эозином, изучали и фотографировали с помощью микроскопа МБИ-15. Оценку гематологических показателей проводили общепринятыми методами [В.А. Берестов, 1981]. Общий белок сыворотки крови нутрий определяли рефрактометрически, содержание белковых фракций – нефелометрическим методом.

Определение чувствительности выделенных штаммов E. coli О1,О55, S. typhimurium, Str. pneumoniae к антибактериальным препаратам проводили методом диффузии в агар с применением дисков и лунок, методом серийных разведений в бульоне или агаре [А.В.

Скориков, 2005].

Для установления серогрупповой принадлежности возбудителя стрептококкоза нутрий использовали преципитирующие сыворотки в реакции преципитации (РП) в капиллярах по общепринятой методике [Д.И. Скородумов, 2005]. Определение уровня антител в сыворотке крови нутрий проводили в РП согласно методическим указаниям по лабораторной диагностике стрептококкоза животных [М., 1990].

Серологическую типизацию кишечной палочки и определение уровня антител в сыворотке крови нутрий проводили в реакции агглютинации (РА) согласно методическим указаниям по лабораторной диагностике колибактериоза животных, утвержденным Департаментом ветеринарии РФ [М., 2000].

Серологическую типизацию выделенной культуры рода Salmonella и определение уровня антител в сыворотке крови нутрий проводили в РА согласно методическим указаниям по лабораторной диагностике сальмонеллезов человека и животных, обнаружение сальмонелл в кормах, продуктах питания и объектах внешней среды [М., 1990].

Уровень специфических антител в сыворотке крови иммунизированных нутрий определяли на 7-14-21-28-60-90-180-270 сутки после прививки ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекци.

Уровень неспецифической резистентности определяли с помощью теста бактериального фагоцитоза нейтрофилов с учетом степени его завершенности по отношению к бактериям Staph. aureus (штамм №209 Р) по методике И.В. Нестеровой, Н.В. Колесниковой, Г.А. Чудиловой [1996].

Спонтанный и стимулированный NBT-тест оценивали по методике И.В. Нестеровой, Н.В. Колесниковой, Г.А. Чудиловой [1980]. Количество Т-, В-, NKлимфоцитов крови нутрий определяли по методу Пирса [1962] в модификации Н.Н. Гугушвили [2001].

Содержание иммуноглобулинов основных классов (А, М, G) в сыворотке крови нутрий определяли на биохимическом анализаторе HUMALYZER 2000.

Безвредность ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий проверяли на белых беспородных мышах массой 18–20 г, нутриях в возрасте 40–60 дней путем подкожного (мыши) и внутримышечного (нутрии) введения вакцины в 3–5-кратной иммунизирующей дозе.

Иммуногенность ассоциированной вакцины оценивали по проценту выживаемости (защиты) привитых нутрий (белых мышей) после заражения вирулентными возбудителями колибактериоза (E. сoli О1,О55), сальмонеллеза (S. typhimurium), стрептококкоза (Str. pneumoniae) и энтерококковой инфекции (Enterococcus faecalis) в летальных дозах, определяемых на нутриях и белых мышах предварительным титрованием.

Статистическую обработку массовых цифровых материалов проводили на персональном компьютере IBM с использованием пакета статистических программ «Microsoft», «Microsoft Word» и «Microsoft Excel». Полученные результаты были подвергнуты биометрической обработке по И.А. Ойвину [1960], степень достоверности установлена по распределению Стьюдента.

Отдельные фрагменты экспериментальных исследований были выполнены совместно с В.В. Стрельниковым, Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Выражаем искреннюю благодарность сотрудникам ГУ «Кропоткинская зональная ветеринарная лаборатория» за активное участие в проведении исследований, выполненных под моим руководством.

2.2. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ 2.2.1. ЭПИЗООТИЧЕСКАЯ СИТУАЦИЯ ПО ИНФЕКЦИОННЫМ БОЛЕЗНЯМ НУТРИЙ НА СЕВЕРНОМ КАВКАЗЕ На территории РФ у нутрий зарегистрированы сибирская язва, колибактериоз, сальмонеллез, стрептококкоз, энтерококковая инфекция, пастереллез, листериоз, туберкулез, рожа, инфекционная анаэробная энтеротоксемия, ботулизм, микроспория, трихофития и др. Для выяснения эпизоотической стуации по инфекционным болезням мы провели ретроспективный анализ заболеваемости и падежа нутрий от болезней на примере зверохозяйств Краснодарского, Ставропольского краев и Ростовской области. Мы выявили, что на Северном Кавказе часто регистрируются стрептококкоз, сальмонеллез, колибактериоз, энтерококковая инфекция, очень редко псевдомоноз, инфекционная энтеротоксемия, стафилококкоз, листериоз.

Стрептококкоз у нутрий доминирует в хозяйствах Краснодарского края (85%), реже встречается в Ставропольском крае (8%) и Ростовской области (7%).

Колибактериоз у нутрий чаще регистрируется в хозяйствах Краснодарского края (76%), несколько реже в Ставропольском крае (15%) и Ростовской области (9%). Высокая заболеваемость и падеж нутрий от сальмонеллеза регистрируются в зверохозяйствах Краснодарского края (52%), Ростовской области (32%) и Ставропольского края (16%).

Высокий уровень заболеваемости и падежа нутрий от энтерококковой инфекции мы отмечали в Краснодарском крае (58%), Ростовской области (26%), и в Ставропольском крае (16%).

Таким образом, в нозологическом профиле инфекционных болезней нутрий на Северном Кавказе за последние 10 лет первое место занимает стрептококкоз (32%), затем колибактериоз (29%), сальмонеллез (28%), энтерококковая инфекция (7%), значительно меньше составляют стафилококкоз (2%) и псевдомоноз с энтеротоксемией (по 1%).

В нозологическом профиле инфекционных болезней нутрий в Ростовской области доминирует сальмонеллез (52%), на втором месте - колибактериоз (15%), затем стрептококкоз (12%), энтерококковая инфекция (11%), несколько меньше стафилококкоз (7%) и по 1% составляли листериоз, псевдомоноз и энтеротоксемия. В Ставропольском крае в нозологическом профиле инфекционных болезней нутрий первое место занимает сальмонеллез (34%), затем колибактериоз (33%), стрептококкоз (18%), энтерококковая инфекция (9%), стафилококкоз, листериоз, псевдомоноз и энтеротоксемия по (2%). В нозологическом профиле инфекционных болезней нутрий в Краснодарском крае на первом месте стрептококкоз (40%), затем сальмонеллез (32%), колибактериоз (21%), энтерококковая инфекция (6%), несколько меньше стафилококкоз (1%).

Стрептококкоз нутрий – остропротекающая инфекционная болезнь, характеризующаяся поражением органов дыхания, массовыми абортами, рождением мертвых щенков. Стрептококкоз у нутрий регистрировали в течение всего года.

Заболеваемость животных составила 30–60%, летальность – 70–90%. Количество абортировавших во второй половине беременности самок достигло 80% от покрытых.

Широкому распространению стрептококкоза способствует постоянное обитание стрептококков в верхних дыхательных путях и кишечнике здоровых животных, выделение их бактерионосителями во внешнюю среду. Основной путь заражения стрептококкозом нутрий – воздушно-капельный и алиментарный. Факторами передачи являются корма, предметы ухода, грызуны (крысы, мыши). При естественном заражении к стрептококкозу восприимчивы нутрии всех возрастов, начиная с первых дней жизни. Однако чаще всего поражаются щенки 2–3-месячного возраста, а также половозрелые – 5–6-месячные в одновозрастных группах. Болезнь регистрируется в периоды массового щенения самок (февраль – март), отсадки потомства от них (май – июнь), а также при формировании групп зверей для косячной случки (сентябрь – ноябрь). После всех технологических перемещений отход молодняка нутрий начинается на 12–45 день. При лабораторных исследованиях от больных и павших нутрий из выделяемых изолятов рода Streptococcus на Северном Кавказе мы выделяли различные виды стрептококков: Str. zooepidemicus – 4,0%, относящийся к группе С, Str. рneumoniae – 59,0%, а также Str.(Е.) faecalis группы D – 37,0%.

Колибактериоз нутрий – остропротекающая инфекционная болезнь молодняка, проявляющаяся септицемией, токсинемией и энтеритами. Мы выявили, что колибактериозом болеют преимущественно щенки первых 10 дней жизни. Заболевание чаще встречается в периоды массового щенения самок (февраль – март). Летальность нутрий достигает 97%. Источником инфекции являются больные животные. Основные факторы передачи колибактериоза – инфицированные корма и вода, поэтому в естественных условиях нутрии заражаются алиментарным путем, реже внутриутробно.

При лабораторных исследованиях от больных и павших нутрий мы выделяли на Северном Кавказе сероварианты E. coli, доля которых составила: О1 – 23,0%, О2 – 3,0%, О4 – 4,0%, О8 – 7,0%, О15 – 3,0%, О20 – 9,0%, О26 – 3,0%, О33 – 4,0%, О41 – 3,0%, О– 12,0%, О78 – 3,0%, О103 – 4,0%, О111 – 7,0%, О115 – 3,0%, О127 – 3,0%, О139 – 2,0%, О141 – 2,0%. Остальные 5% культур не дифференцировали. Наиболее патогенными среди них были серотипы E. coli О1 (23,0%) и О55 (12,0%).

Сальмонеллез – инфекционная болезнь, проявляющаяся у молодняка нутрий расстройством пищеварения, исхуданием, парезом задних конечностей или поражением центральной нервной системы и абортами у беременных самок. К сальмонеллезу восприимчивы нутрии всех возрастов, однако чаще болеют животные 1,5–5-месячного возраста и во время беременности. Болезнь носит сезонный характер (январь – февраль, октябрь – ноябрь). Взрослые нутрии болеют реже, тем не менее мы отмечали, что беременные самки к данной инфекции очень чувствительны и их заражение часто завершается абортами или рождением слабых, нежизнеспособных щенков.

При лабораторных исследованиях от больных и павших нутрий на Северном Кавказе мы изолировали сероварианты, доля которых составила (%): S. typhimurium – 77,0%, S. dublin – 14,0%, S. enteritidis – 4,0%, S. choleraesuis – 5,0%. Доминировал среди них серовариант S. typhimurium – 77,0%.

Энтерококковая инфекция нутрий – болезнь, характеризующаяся у молодняка септицемией, а у взрослых животных - эндометритами и маститами. Очаги поражений у нутрий регистрируются на слизистых оболочках дыхательных путей, пищеварительного тракта, половых путей. При естественном заражении к энтерококковой инфекции восприимчивы нутрии всех возрастов. Однако чаще всего поражались щенки 1–3-месячного возраста, а также беременные животные. Болезнь регистрировали в периоды массового щенения самок, отсадки потомства от них, а также при формировании групп зверей для косячной случки. Энтерококковая инфекция у нутрий часто протекает остро: отмечали повышение температуры тела до 39–41С, отказ от корма, кровянистые истечения из носовой полости, гибель животных через 24– 48 часов. Продолжительность болезни составила 1–3 недели.

У больных беременных нутрий наблюдали рождение недоразвитых или полуразложившихся нутрят. Отмечали аборты во второй половине беременности.

Наблюдали гибель неабортировавших беременных нутрий. У некоторых больных животных отмечали парезы мышц тазобедренного сустава и задних конечностей. При лабораторных исследованиях от больных и павших нутрий на Северном Кавказе выделяли E. faecalis.

Таким образом, в нозологическом профиле инфекционной патологии нутрий в Краснодарском, Ставропольском краях и Ростовской области доминируют стрептококкоз, колибактериоз, сальмонеллез и энтерококковая инфекция. Среди нутрий циркулируют различные сероварианты возбудителей стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции. Подавляющее большинство бактериальных культур, выделенных от нутрий, приходится на Escherichia coli О1, 055, Salmonella typhimurium, Streptococcus рneumoniae, E. faecalis. Поэтому необходимо разрабатывать средства специфической профилактики и лечения стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий.

2.2.2 КЛИНИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ, ПАТОМОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ИЗМЕНЕНИЯ И ДИАГНОСТИКА СТРЕПТОКОККОЗА, КОЛИБАКТЕРИОЗА, САЛЬМОНЕЛЛЕЗА И ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ НУТРИЙ 2.2.2.1. КЛИНИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ, ПАТОМОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ИЗМЕНЕНИЯ И ДИАГНОСТИКА СТРЕПТОКОККОЗА НУТРИЙ Исследования проводили в нутриеводческих хозяйствах во время вспышки стрептококкоза. У больных нутрий температура тела находится в пределах 40,1-41,0°С (норма 36,5–38,5С), частота пульса – в пределах 165-211 удара в минуту (норма 65-85), дыхания – 65-68 дыхательных движений в минуту (норма 50-60). У больных нутрят отмечали диарею, снижение аппетита, угнетение, шерсть в области хвоста была мокрая и испачкана жидкими фекалиями. Количество общего белка в сыворотке крови больных нутрий колеблется в пределах 51-58 г/л, что на 28 % ниже уровня показателей здоровых животных. У больных нутрят отмечали увеличение лейкоцитов до 8,1-9,1 тыс. в 1 ммкрови, что на 16,5 % выше показателей здоровых животных, количество эритроцитов было на 25,0 % ниже нормы, гемоглобина на 26,0 % ниже физиологической нормы.

При анализе патоморфологических изменений у абортированных плодов и мертворожденных в 74% случаев отмечали гепатит. У щенков-сосунов гепатит установлен в 24% случаев, геморрагический диатез - 18% случаев, серозно-катаральная и геморрагическая пневмония - 28% случаев, кровоизлияния на эпи- и эндокарде - 10% случаев, спленит и спленомегалия - 4% случаев, нефрит - 9% случаев, серознокатаральный геморрагический гастроэнтерит - в 7% случаев.

У молодняка нутрий в возрасте 2-6 месяцев чаще регистрировали серознокатаральную и геморрагическую пневмонию, также спленит и спленомегалию, серознокатаральный и геморрагический гастроэнтерит, нефрит, гепатит, артриты, геморрагический диатез. У взрослых нутрий регистрировали спленит и спленомегалию, а также серозно-катаральную и геморрагическую пневмонию, нефрит, отмечали геморрагический диатез, гепатит, серозно-катаральный геморрагический гастроэнтерит, артрит и кровоизлияния на эпи-и эндокарде.

Таким образом, при стрептококкозе нутрий наиболее характерным патологоанатомическим диагнозом у мертворожденных и абортированных плодов является гепатит, который проявляется до 2-месячного возраста. У щенков от 2 до 6месячного возраста основной патологоанатомический диагноз - серозно-катаральная и геморрагическая пневмония. При исследовании трупов взрослых животных наиболее часто регистрировали спленит и спленомегалию, а также серозно-катаральную и геморрагическую пневмонию.

Гистологическим методом исследования печени, сердца при стрептококкозе установлено, что балочное строение в печени нарушено, наблюдаются дистрофические процессы, имеются отдельные гепатоциты, в сердце между мышечными волокнами кровоизлияния.

Диагностику стрептококкоза проводили с учетом эпизоотологических, клинических, патоморфологических данных и подтверждением лабораторных исследований.

Лабораторная диагностика основана на результатах бактериологического исследования.

Бактериологическое исследование включает обнаружение возбудителя в исходном материале методом световой микроскопии, выделение чистой культуры посевом на питательные среды или методом биопробы, идентификацию возбудителя по тинкториальным, культурально-морфологическим, ферментативным, серологическим и патогенным признакам с использованием микротест-систем ММТ-Е1 и ММТ-Е2.

Для определения морфологии и тинкториальных свойств возбудителя стрептококкоза готовили мазки-отпечатки из пораженных органов павших нутрий, окрашивали их по методу Грама. При микроскопии препаратов под иммерсионной системой микроскопа наблюдали мелкие кокки в виде цепочек и расположенные попарно, окрашенные в фиолетовый цвет, характерные для рода Streptococcus. Для определения культуральных свойств возбудителя стрептококкоза и энтерококковой инфекции делали посевы выделенной культуры из патматериала в мясо-пептонный бульон с добавлением глюкозы до 0,2%-ной конечной концентрации и 10% инактивированной сыворотки лошади (МПБ), в чашки Петри с мясо-пептонным агаром (МПА) с добавлением с добавлением глюкозы до 0,2%-ной конечной концентрации и 5% дефибринированной крови кролика. Через 18-20 часов инкубирования в термостате при температуре 37С наблюдали в МПБ рост в виде диффузного помутнения среды. В чашках Петри с кровяным МПА наблюдали рост мелких росинчатых, слегка мутноватых с ровными краями колоний, окруженных зеленоватой зоной гемолиза, что характерно для рода Enterococcus.

Для дифференциации стрептококков от стафилококков использовали каталазную пробу. При постановке каталазной пробы на предметное стекло наносили каплю свежеприготовленного 3%-ного раствора перекиси водорода. Бактериологической петлей снимали одну колонию исследуемой культуры и растирали ее в капле перекиси водорода. Стафилококки, в отличие от стрептококков, образуют каталазу и вызывают пенообразование. Для предварительной идентификации стрептококков и энтерококков баккультуру высевали в пробирки с 10%, 40% желчи, с 6,5% хлористого натрия, с углеводами (раффинозой, сорбитом, маннитом), учитывали рост в жидкой среде и гемолиз на МПА с кровью.

В результате в пробирках с желчью наблюдали диффузный рост баккультуры, отмечали ферментацию маннита. На МПА с кровью наблюдали неполный гемолиз эритроцитов с образованием вокруг колоний зеленоватой зоны, что характерно для стрептококков.

При выделении культуры стрептококков необходимо определять разновидность энтерококков, так как кроме патогенных Enterococcus fecalis в эту группу входит и Enterococcus faecium, который является облигатным обитателем кишечника животных и человека. Для этого использовали дифференциально-диагностическую среду. На энтерококковой дифференциально-диагностической среде через 14-18 часов инкубирования наблюдали рост колоний вишнево-красного цвета, что характерно для возбудителя энтерококковой инфекции Enterococcus fecalis. Для установления серогрупповой принадлежности стрептококков использовали стрептококковые групповые преципитирующие сыворотки. Серогрупповую принадлежность стрептококков определяли в реакции преципитации (РП) в капиллярах. Патогенность подтверждали биопробой на молодых белых мышах.

2.2.2.2. КЛИНИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ, ПАТОМОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ИЗМЕНЕНИЯ И ДИАГНОСТИКА КОЛИБАКТЕРИОЗА НУТРИЙ Изучение клиники и характера патоморфологических изменений проводили в хозяйстве в период вспышки колибактериоза. Для чего под наблюдением находились щенков нутрий, в том числе 5 щенков клинически здоровых и 5 щенков, имеющих чётко выраженные клинические признаки болезни.

У больных щенков температура тела колебалась в пределах 40,1–41,0 С, частота пульса – 170–201 удара в минуту, дыхательных движений – 65-67 в минуту. У больных нутрий отмечали диарею, снижение аппетита, угнетение, шерсть в области хвоста всегда была мокрая, испачкана каловыми массами. Количество общего белка в сыворотке крови больных нутрий составило 51–58 г/л, что на 28% ниже показателей здоровых животных.

Количество эритроцитов у больных щенков было на 25,5%, концентрация гемоглобина – на 26,7% ниже, но число лейкоцитов было на 16% выше показателей контрольных здоровых животных.

В течение исследований в хозяйстве пало 50 щенков нутрий. У трупов отмечали гепатит (у 40% павших животных), нефрит (50%), серозно-катаральный, геморрагический гастроэнтерит (35%), кровоизлияния на эпи- и эндокарде (25%).

Гистологическим методом исследования пораженных легких от павших нутрий при колибактериозе установлено, что сосуды легкого сильно расширены и заполнены кровью.

Просветы альвеол и мелких бронхов заполнены экссудатом в виде войлокообразной, сетчатой массы (фибрин), в экссудате много эритроцитов с примесью полиморфно-ядерных лейкоцитов и слущенных клеток альвеолярного эпителия, находящихся в состоянии дистрофии. Некоторые альвеолы заполнены эритроцитами, другие спавшиеся. Наблюдали зернистую дистрофию почечных канальцев, отмечены участки скопления эозинофилов, кровоизлияния.

Для определения морфологии и тинкториальных свойств возбудителя колибактериоза готовили мазки – отпечатки из пораженных органов павших нутрий, путем прикосновения обезжиренным стеклом к свежему разрезу пораженной ткани и последующей фиксацией над пламенем спиртовки, окрашивали их по методу Грама.

При микроскопировании препаратов под иммерсионной системой микроскопа наблюдали толстые палочки с закругленными концами красного цвета, расположенные одиночно, что характерно для E.сoli.

Для определения культуральных свойств возбудителя колибактериоза нутрий E.сoli делали посевы выделенной культуры из патологического материала в мясо – пептонный бульон (МПБ), на среду Эндо, на мясо - пептонный агар (МПА) и инкубировали в термостате при 37 С в течение 16-24 часов. На чашках Петри с МПА вырастали влажные колонии с ровными краями и гладкой поверхностью серого цвета. В пробирках с МПБ наблюдали равномерное помутнение питательной среды с небольшим осадком, разбивающимся при встряхивании. В чашках Петри, на среде Эндо наблюдали рост колоний малиново–красного цвета с розовым ободкам диаметром 2-3 мм, характерные для E.сoli.

При определении биохимической активности чистых баккультур проводили посевы на дифференциально – диагностические среды с различным набором компонентов и с использованием микротест-систем ММТ-Е1 и ММТ-Е2. Для E.сoli характерно расщепление глюкозы и лактозы с образованием кислоты и газа, выделение индола, отсутствие уреазы.

Патогенность чистых выделенных культур определяли путём внутрибрюшинного заражения белых мышей массой 14-18 г. Через 2-4 суток наблюдения все зараженные лабораторные животные погибали при 100% сохранности в контроле. Для подтверждения специфичности гибели мышей из паренхиматозных органов павших мышей приготавливали мазки – отпечатки, окрашивали их по методу Грама. При микроскопировании под иммерсионной системой микроскопа в препаратах видны толстые палочки с закруглёнными концами красного цвета, расположенные одиночно, характерные для E.сoli. Серологическую типизацию кишечной палочки проводили в реакции агглютинации с набором типоспецифических сывороток по общепринятой методике в пробирках.

В реакции агглютинации исследуемая культура кишечной палочки реагирует с колисывороткой и виден хлопьевидный осадок (положительный результат) при отрицательном контроле. Часто мы изолировали E.сoli серогрупп О1, О55.

2.2.2.3. КЛИНИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ, ПАТОМОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ИЗМЕНЕНИЯ И ДИАГНОСТИКА САЛЬМОНЕЛЛЁЗА НУТРИЙ Изучение клинических признаков, патоморфологических, гематологических изменений органов и тканей нутрий, разработку методов лабораторной диагностики сальмонеллёза проводили в племзверосовхозе «Северинский» во время вспышки заболевания.

У щенков, больных сальмонеллёзом в острой форме, температура тела колебалась в пределах 40,1-41,4С, частота пульса – 210-211 в минуту, частота дыхания – 66-72 раза в минуту. У больных зверей регистрировали диарею, снижение аппетита, угнетение, шерсть в области хвоста испачкана каловыми массами.

У больных сальмонеллёзом нутрий концентрация общего белка в крови была на 28%, количество эритроцитов – на 25,2%, гемоглобина – на 26,5% ниже, но число лейкоцитов было на 16,2% выше показателей здоровых зверей.

В процессе работы мы подвергли вскрытию 17 трупов нутрий, павших от сальмонеллёза. У трупов регистрировали застойную гиперемию брыжейки, серозных оболочек, печени, лёгких, миокарда (в 35% случаев), зернистую, жировую дистрофию и некроз печени (в 15%), зернистую дистрофию и кровоизлияния в почках и миокарде (в 20%), острый лимфаденит (в 10%), некротический спленит (в 10%), гиперплазию селезенки (5%), катаральную бронхопневмонию (5%).

При гистологическом исследовании установлено, что почечные канальца увеличены в объеме, ядра клеток в отдельных местах не изменены, но во многих канальцах они завуалированы зернистой цитоплазмой, границы между ними сглажены. Увеличен просвет канальцев, межканальцевые капилляры сдавлены, в просвете канальцев мелкозернистая масса. Структура балочного строения печени нарушена. Отмечаются дистрофические изменения, гепатоциты разрушены, между балками скопление лимфоидных клеток.

Регистрировали увеличение почечных канальцев, ядра клеток в отдельных местах не изменены, но во многих канальцах они завуалированы зернистой цитоплазмой, границы между ними сглажены. Увеличен просвет канальцев, межканальцевые капилляры сдавлены, в просвете канальцев – мелкозернистая масса.

Диагностику сальмонеллеза проводили с учетом эпизоотологических, клинических, патоморфологических данных и подтверждением лабораторных исследований.

Для определения морфологии и тинкториальных свойств возбудителя сальмонеллеза готовили мазки – отпечатки из поражённых органов павших нутрий, окрашивали их по методу Грама. При микроскопировании препаратов под иммерсионной системой микроскопа наблюдали тонкие палочки красного цвета, расположенные одиночно характерные для рода Salmonella.

Для определения культуральных свойств возбудителя сальмонеллеза нутрий делали посевы выделенной культуры из патологического материала в мясо – пептонный бульон (МПБ), на дифференциально-диагностические среды (Эндо, Левина, висмут – сульфитный агар), на мясо - пептонный агар (МПА) и инкубировали в термостате при 37 С в течение 16-24 часов. На чашках Петри с МПА вырастали гладкие, прозрачные, бесцветные колонии с ровными краями. В пробирках с МПБ наблюдали диффузное помутнение питательной среды. В чашках Петри, на среде Эндо наблюдали прозрачные бесцветные колонии, на среде Левина – голубоватые, на висмут – сульфитном агаре – чёрные колонии с характерными металлическим блеском, что характерно для рода Salmonella.

Определение биохимической активности чистых культур проводили с использованием микротест-систем ММТ-Е1 и ММТ-Е2. Выделенные чистые культуры возбудителя сальмонеллеза из органов нутрий ферментируют глюкозу, манит, не утилизируют лактозу, сахарозу, не расщепляют мочевину, не образуют индол, не разжижают желатину.

Патогенность и специфичность выделенных чистых культур определяли путём внутрибрюшинного заражения белых мышей массой 14-18 г. Через 2-4 суток все зараженные лабораторные животные погибали при 100% сохранности в контроле. Для подтверждения специфичности гибели белых мышей из паренхиматозных органов павших мышей готовили мазки – отпечатки, окрашивали их по методу Грама. При микроскопировании под иммерсионной системой микроскопа наблюдали тонкие палочки красного цвета, расположенные одиночно, характерные для рода Salmonella.

Для установления серотиповой принадлежности выделенных культур Salmonella ставили реакцию агглютинации (РА) на стекле по общепринятой методике.

Выделенные культуры проверяли с О – комплексными и монорецепторными О- и Н – агглютинирующими сыворотками в реакции агглютинации. Для этого выделенные чистые культуры выращивали на скошенном МПА в течение 18-24 ч. при температуре 37С. РА на стекле ставили с каждой из О – комплексных сывороток последовательно, до получения положительного результата с двумя сыворотками. Положительный результат РА наблюдали в виде с трудом разбивающихся хлопьев с выделенной культурой Salmonella typhimurium.

2.2.2.4. КЛИНИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ, ПАТОМОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ИЗМЕНЕНИЯ И ДИАГНОСТИКА ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ Клинику, характер патоморфологических изменений при энтерококковой инфекции у нутрий изучили в звероводческом хозяйстве в период острой вспышки заболевания. Под наблюдением находились 156 больных и 15 здоровых нутрий 1-2месячного возраста.

У больных энтерококковой инфекцией щенков нутрий регистрировали повышение температуры тела (40,2-41,1С), учащение пульса (201-212), дыхания (6572), наблюдали диарею, потерю аппетита, шерсть в области хвоста испачкана каловыми массами.

За период опытов пали 45 нутрий. У абортированных плодов и у мертворожденных животных отмечали гепатит. У павших щенков регистрировали гепатит (в 24% случаев), геморрагический диатез (в 17%), серозно-катаральную пневмонию (в 5%), кровоизлияния в сердечной мышце (в 10%), спленит (в 5%), нефрит (в 4%), серозно-катаральный и геморрагический гастроэнтерит (в 35%).

При гистологическом исследовании регистрировали кровоизлияния в миокарде, нарушение структуры балочного строения печени, между балками скопление лимфоидных клеток, гепатоциты разрушены. Фолликулы и синусы селезенки увеличены, воспалены.

Диагностику энтерококковой инфекции нутрий проводили с учетом эпизоотологических, клинических, патоморфологических данных и подтверждением лабораторных исследований.

Для определения морфологии и тинкториальных свойств возбудителя энтерококковой инфекции готовили мазки-отпечатки из пораженных органов павших нутрий, окрашивали их по методу Грама. При микроскопии препаратов под иммерсионной системой микроскопа наблюдали мелкие кокки в виде цепочек, окрашенные в фиолетовый цвет, характерные для рода Streptococcus.

Для определения культуральных свойств возбудителя делали посевы выделенной культуры из патматериала в мясо-пептонный бульон с добавлением глюкозы до 0,2%ной конечной концентрации и 10% инактивированной сыворотки лошади (МПБ), в чашки Петри с мясо-пептонным агаром (МПА) с добавлением с добавлением глюкозы до 0,2%-ной конечной концентрации и 5% дефибринированной крови кролика. Через 18-20 часов инкубирования в термостате при температуре 37С наблюдали в МПБ рост в виде диффузного помутнения среды. В чашках Петри с кровяным МПА наблюдают рост мелких росинчатых, слегка мутноватых с ровными краями колоний, окруженных зеленоватой зоной гемолиза, что характерно для Enterococcus fecalis. На энтерококковой дифференциально-диагностической среде через 14-18 часов инкубирования наблюдали рост колоний вишнево-красного цвета, что характерно для возбудителя энтерококковой инфекции Е. fecalis.

Определение биохимической активности чистых культур проводили с использованием микротест-систем ММТ-Е1 и ММТ-Е2.

Для дифференциации стрептококков от стафилококков использовали каталазную пробу. При постановке каталазной пробы на предметное стекло наносят каплю свежеприготовленного 3%-го раствора перекиси водорода. Бактериологической петлей снимали одну колонию исследуемой культуры и растирали ее в капле перекиси водорода. Стафилококки, в отличие от стрептококков, образуют каталазу и вызывают пенообразование. Для предварительной идентификации стрептококков и энтерококков баккультуру высевали в пробирки с 10%, 40% желчи, с 6,5% хлористого натрия, с углеводами (раффинозой, сорбитом, маннитом), учитывали рост в жидкой среде и гемолиз на МПА с кровью.

В результате в пробирках с желчью наблюдали диффузный рост баккультуры, отмечают ферментацию маннита. На МПА с кровью наблюдали неполный гемолиз эритроцитов с образованием вокруг колоний зеленоватой зоны, что характерно для стрептококков группы D. Для установления серогрупповой принадлежности стрептококков используют стрептококковые групповые преципитирующие сыворотки.

Серогрупповую принадлежность стрептококков определяли в реакции преципитации (РП) в капиллярах. Патогенность подтверждали биопробой на молодых белых мышах.

2.2.3 ТЕХНОЛОГИЯ ИЗГОТОВЛЕНИЯ И КОНТРОЛЯ ИНАКТИВИРОВАННОЙ ВАКЦИНЫ ПРОТИВ СТРЕПТОКОККОЗА, КОЛИБАКТЕРИОЗА, САЛЬМОНЕЛЛЕЗА И ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ Выпускаемые в России вакцины не соответствуют антигенному профилю эшерихий, сальмонелл, стрептококков, выделяемых от больных и павших нутрий в эпизоотическом очаге. Эпизоотическая ситуация на северном Кавказе по колибактериозу, сальмонеллёзу, стрептококкозу и энтерококковой инфекции нутрий наглядно демонстрирует целесообразность разработки ассоциированной вакцины против указанных инфекционных болезней.

2.2.3.1 Технология получения и оценка качества сырья для изготовления инактивированных вакцин В процессе работы мы изолировали из органов и тканей больных нутрий и изучили морфологические, тинкториальные, антигенные, биологические свойства 4бактериальных культур. На основании проведенных исследований по антигенности, иммуногенности, стабильности подобраны штаммы Str. рneumoniae, Е. coli О1, О55, S.

typhimurium, E. faecalis для изготовления биопрепаратов. Накопление микробных клеток (м.к./см3) проводили на питательных средах: Эндо, Левина, селенитовой, желчном, мясопептонном и глюкозо-сывороточном бульонах. Оно составило от 10 до 20 млрд м.к./см3. Для получения бактериального сырья для производства вакцин нами был взят как наиболее доступный и дешевый мясо-пептонный бульон, обогащенный глюкозой, который позволяет получать необходимую концентрацию микробных клеток.

Для изготовления опытных образцов инактивированных вакцин вирулентные штаммы возбудителей колибактериоза (Е. coli О1, О55), сальмонеллеза (S. typhimurium), стрептококкоза (Str. рneumoniae) и энтерококковой инфекции (E. faecalis) освежали в пробирках с МПБ биофабричного производства и с добавлением 40%-го раствора глюкозы до 0,2 %-ной (Е. coli О1, О55, S. typhimurium) и 1%-ной концентрации (Str. рneumoniae), рН 7,2–7,4, в условиях термостата при 37С в течение 10–12 ч (S. typhimurium), 16–18 ч (Е. coli О1,О55), 18–20 ч (Str. рneumoniae). Проверку на чистоту роста проводили на МПА, МПБ, средах Эндо и Плоскирева, Китта-Тароцци, агаре и бульоне Сабуро, окраской по методу Грама.

Матровую расплодку возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нарабатывали отдельно во флаконах емкостью 250 мл. В каждый из них вносили 80–100 мл МПБ с добавлением 40%-ного раствора глюкозы до 0,2%-ной (Е. coli О1,О55, S. typhimurium) и 1%-ной концентрации (Str. рneumoniae), (E. faecalis), рН 7,2–7,4 и 1–2 мл освеженной культуры возбудителя с концентрацией не менее 4–8 млрд микробных клеток в 1 мл по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича. Посевы инкубировали при 37С в условиях термостата в течение 10–12 ч. (S. typhimurium), 16–18 ч.

(Е. coli О1, О55), 18–20 ч. (Str. рneumoniae, E. faecalis). Проверку на чистоту роста проводили на МПА, МПБ, средах Эндо и Плоскирева, Китта-Тароцци, агаре и бульоне Сабуро, окраской по методу Грама.

Биологическую массу возбудителя колибактериоза (E. coli О1, О55) нарабатывали в 3–5-литровых бутылях. В каждую из них вносили МПБ с добавлением 40%-го раствора глюкозы до 0,2%-ной конечной концентрации и 5–10% матровой расплодки культуры возбудителя от объема питательной среды, инкубировали при 37С в течение 12–16 ч, рН 7,6–7,8. Проверку на чистоту роста проводили на МПА, МПБ, средах Эндо, Китта-Тароцци, агаре и бульоне Сабуро, окраской по методу Грама.

Бактериальную культуру возбудителя сальмонеллеза (S. typhimurium) нарабатывали в 3–5-литровых бутылях путем внесения в каждую из них МПБ с добавлением 40%-го раствора глюкозы до 0,2%-ной конечной концентрации и 5–10% матровой расплодки культуры возбудителя от объема питательной среды, инкубировали при 37С в течение 12– 14 ч, рН 7,2–7,4. Проверку на чистоту роста проводили на МПА, МПБ, средах Эндо, Плоскирева, Китта-Тароцци, агаре и бульоне Сабуро, окраской по методу Грама.

Бактериальное сырье возбудителя стрептококкоза (Str. рneumoniae) и энтерококковой инфекции (E. faecalis) нарабатывали в 3–5-литровых бутылях путем внесения в каждую из них МПБ с добавлением 40%-го раствора глюкозы до 1,0%-ной конечной концентрации и 5– 10% матровой расплодки культуры возбудителя от объема питательной среды, инкубировали при 37С в течение 18–24 ч, рН 7,2–7,4. Проверку на чистоту роста проводили на МПА с добавлением 40%-ного раствора глюкозы до 1,0%-ной конечной концентрации, 5% дефибринированной крови кролика, МПБ, агаре и бульоне Сабуро, среде КиттаТароцци, окраской по методу Грама.

Полученную бактериальную культуру с концентрацией не менее 4–8 млрд м.

к./см3 по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза инактивировали отдельно путем внесения формалина в 0,4–0,5%-ной конечной концентрации в течение 48–96 часов при температуре 37С.

Проверку полноты инактивации проводили посевом бактериальной массы на МПА, МПБ, среды Эндо и Плоскирева и просмотра их в течение 10 суток, а также при необходимости заражением исследуемым материалом белых мышей и наблюдением за их клиническим состоянием в течение 10 суток.

2.2.3.2. Режим инактивации возбудителей стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции Для получения инактивированной вакцины необходимо было подобрать эффективный препарат и щадящий режим для инактивации, позволяющий подавить патогенность возбудителя, но сохранить его иммуногенные свойства. При отработке режима инактивации возбудителя стрептококкоза брали отдельно выращенную культуру Str. рneumoniae с концентрацией 4–6 млрд микробных клеток в 1 см3 по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича, вносили в нее концентрации формалина от 0,1 до 0,4% по активности формальдегида, оставляли при температуре 37±2°С и 22±2°С в течение 15 суток, периодически перемешивая. Полноту инактивации культуры Str. рneumoniae определяли путем посева бактериального сырья на стерильные питательные среды (МПА, МПБ, окраска по Граму) и просмотра их в течение 10 суток, а также при необходимости заражением исследуемым материалом белых мышей и наблюдением за их клиническим состоянием в течение 10 суток.

В результате исследований установлено, что формалин в 0,4%-ной концентрации при температуре 37±2°С в течение 48 часов инактивирует Str. рneumoniae, а при температуре 22±2°С – в течение 72 часов.

Мы выявили, что при температуре 22±2°С при концентрации формалина 0,1 и 0,2% Str. рneumoniae не инактивируется в течение 15 суток, при концентрации формалина 0,3% он полностью инактивируется на 5 сутки, а при концентрации формалина 0,4% – на 4 сутки. При температуре 37±2°С при концентрации формалина 0,1 и 0,2% Str.

рneumoniae не инактивируется в течение 15 суток наблюдения, только при концентрации формалина 0,3% он полностью инактивируется на 4 сутки, а при концентрации формалина 0,4% – на 3 сутки.

Таким образом, нами разработан режим инактивации Str. рneumoniae нутрий:

-инактиватор формалин в 0,4%-ной концентрации;

-температура 37±2°С; время инактивации 2–3 суток;

-температура 22±2°С; время инактивации 3–4 суток.

При указанных режимах обработки возбудитель стрептококкоза инактивируется полностью.

При отработке параметров инактивации брали культуру E. сoli О1, О55 с концентрацией 5–8 млрд м.к./см3 по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича, вносили в нее концентрации формалина от 0,1 до 0,4% по активности формальдегида, оставляли при температуре 37±2°С и 22±2°С в течение 15 суток, периодически перемешивая. Полноту инактивации возбудителя определяли путем посева бактериального сырья на стерильные питательные среды (МПА, МПБ, Эндо, окраска по Граму) и просмотра их в течение суток, а также заражением белых мышей и наблюдением за их клиническим состоянием в течение 10 суток. Установлено, что формалин в 0,4%-ной концентрации при температуре 37±2°С в течение 48 часов инактивирует E. coli О1, О55, а при температуре 22±2°С – в течение 120 часов. При концентрации формалина 0,3% возбудитель колибактериоза полностью инактивируется при температуре 22±2°С на 15 сутки, а при концентрации формалина 0,4% – на 6 сутки. При температуре 37±2°С при концентрации формалина 0,1–0,2% возбудитель колибактериоза не инактивируется в течение 15 суток, при концентрации формалина 0,3% он полностью инактивируется на 13 сутки, а при концентрации 0,4% – на 3 сутки. Таким образом, оптимальным режимом для инактивации возбудителя колибактериоза нутрий является:

-инактиватор формалин в 0,4%-ной концентрации;

-температура 37±2°С; время инактивации 2–3 суток;

-температура 22±2°С; время инактивации 5–6 суток.

Для инактивации возбудителя сальмонеллеза брали отдельно выращенную культуру S. typhimurium с концентрацией 5–7 млрд микробных клеток в 1 см3 по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича, вносили в нее концентрации формалина от 0,1 до 0,5% по активности формальдегида, оставляли при температуре 37±2°С и 22±2°С в течение 15 суток, периодически перемешивая.

Полноту инактивации культуры S. typhimurium определяли путем посева бактериального сырья на стерильные питательные среды (МПА, МПБ, среды Эндо и Плоскирева, окраска по Граму) и просмотра их в течение 10 суток, а также заражением белых мышей и наблюдением за их клиническим состоянием в течение 10 суток. В результате исследований установили, что формалин в 0,5%ной концентрации при температуре 37±2°С в течение 3 суток инактивирует культуру S. typhimurium, а при температуре 22±2°С – в течение 13 суток.

При концентрации формалина 0,1; 0,2; 0,3% возбудитель сальмонеллеза не инактивируется в течение 15 суток, при концентрации формалина 0,4% он полностью инактивируется при температуре 22±2°С через 14 суток, а при концентрации формалина 0,5% – через 13 суток.

В дальнейшем наши исследования были направлены на отработку режима инактивации S. typhimurium нутрий при температуре 37±2°С. Мы выявили, что при концентрации формалина 0,1; 0,2; 0,3% и температуре 37±2°С S. typhimurium не инактивируется в течение 15 суток, при концентрации формалина 0,4% он полностью инактивируется на 6 сутки, а при концентрации формалина 0,5% – через 3 суток. Таким образом, оптимальным режимом для инактивации S. typhimurium нутрий является:

-инактиватор формалин в 0,5%-ной концентрации;

-температура 37±2°С; время инактивации 3–4 суток;

-температура 22±2°С; время инактивации 13–14 суток.

При отработке режима инактивации возбудителя энтерококковой инфекции брали культуру E. faecalis с концентрацией 4–6 млрд микробных клеток в 1 см3 по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича, вносили в нее концентрации формалина от 0,1 до 0,4% по активности формальдегида, оставляли при температуре 37±2°С и 22±2°С в течение 15 суток, периодически перемешивая. Полноту инактивации культуры E. faecalis определяли путем посева бактериального сырья на стерильные питательные среды (МПА, МПБ, окраска по Граму) и просмотра их в течение 10 суток, а также заражением исследуемым материалом белых мышей и наблюдением за их клиническим состоянием в течение 10 суток. Мы выявили, что формалин в 0,4%-ной концентрации при температуре 37±2°С в течение 48 часов инактивирует E. faecalis, а при температуре 22±2°С – в течение 72 часов. При концентрации формалина 0,1 и 0,2% E. faecalis не инактивируется в течение 15 суток, при концентрации формалина 0,3% он полностью инактивируется при температуре 22±2°С на 5 сутки, а при концентрации формалина 0,4% – на 4 сутки. При концентрации формалина 0,1 и 0,2% E. faecalis не инактивируется в течение 15 суток, при концентрации формалина 0,3% он полностью инактивируется при температуре 37±2°С на 4 сутки, а при концентрации формалина 0,4% – на 3 сутки. Таким образом, оптимальным режимом для инактивации E. faecalis нутрий является:

-инактиватор формалин в 0,4%-ной концентрации;

-температура 37±2°С; время инактивации 2–3 суток;

-температура 22±2°С; время инактивации 3–4 суток.

Таким образом, нами разработаны режимы инактивации возбудителей колибактериоза (Е. coli О1, О55), сальмонеллеза (S. typhimurium), стрептококкоза (Str. рneumoniae) и энтерококковой инфекции (E. faecalis) нутрий на основе совместного действия формалина в 0,4–0,5%-ной концентрации и температуры 37±2°С.

Они позволили в 4 раза сократить время инактивации микроорганизмов по сравнению с традиционной технологией.

Инактивированную бактериальную массу подвергали стандартизации путем разбавления ее физиологическим раствором до концентрации 4 млрд микробных клеток в 1 см3 по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича. Депонирование биомассы проводили путем внесения адъюванта – 6%-го гидрата окиси алюминия до 10; 20; 30% к объему и выдерживания с ним в течение 12–24 часов при температуре 20–25°С.

В результате проведенных исследований нами предложена следующая технологическая схема изготовления инактивированных моно- и ассоциированных вакцин против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий:

Производственные штаммы Str. рneumoniae, E. coli О1,О55, S. typhimurium, E. faecalis Приготовление питательной среды для культивирования производственных штаммов Освежение культур E. coli О1, О55, Контроль на чистоту роста S. typhimurium, Str. рneumoniae, E. faecalis в (посев на МПА, МПБ, среды МПБ с добавлением 40%-ного р-ра глюкозы Эндо, Плоскирева, Сабуро, до 0,2% – 1%-ной концентрации, рН 7,2 – 7,4, Китта-Тароцци, окраска по инкубирование при температуре 37±2°С в методу Грама) течение 12 – 24 ч Получение матровой расплодки культур Контроль на чистоту роста E. coli О1, О55, S. typhimurium, Str. (посев на МПА, МПБ, среды рneumoniae, Эндо, Плоскирева, Сабуро, E. faecalis в МПБ с добавлением 40%-ного р- Китта-Тароцци, окраска по ра глюкозы до 0,2%–1%-ной концентрации, методу Грама) рН 7,2–7,4, инкубирование при температуре 37±2°С в течение 12 – 24 ч Получение бактериальной массы культур E. coli О1, О55, S. typhimurium, Str. рneumoniae, E. faecalis в 3 – 5 литровых бутылях с МПБ и добавлением 40%-ного р-ра глюкозы до 0,2% – 1%-ной концентрации, рН 7,2 – 7,4, инкубирование при температуре 37±2°С в течение 12 – 24 ч Инактивирование биомассы путем внесения Контроль полноты формалина в 0,4–0,5%-ной концентрации инактивации высевом на при температуре 37±2°С в течение 48–96 ч МПА, МПБ, среды Эндо, Плоскирева и биопробой на белых мышах Стандартизация (разбавление до необходимой концентрации) Смешивание антигенов в определенном Контроль на соотношении и адсорбирование их (внесение бактериальную 6%-ного раствора гидрата окиси алюминия до стерильность (посев на 20% к объему) в течение 12–24 ч при МПА, МПБ, агар и бульон температуре 20–25°С Сабуро, Китта-Тароцци) Контроль на бактериальную стерильность (посев на МПА, МПБ, агар и бульон Фасовка и этикетирование Сабуро, Китта-Тароцци), безвредность, иммуногенность 2.2.4 ИММУНОБИОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА АССОЦИИРОВАННЫХ ВАКЦИН ПРОТИВ СТРЕПТОКОККОЗА, КОЛИБАКТЕРИОЗА, САЛЬМОНЕЛЛЕЗА И ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ 2.2.4.1 Иммунобиологические свойства и методы контроля вакцины против энтерококковой инфекции По разработанной нами технологии на основе выделенного и изученного штамма E. faecalis были изготовлены опытные образцы вакцины против энтерококковой инфекции нутрий: серия №1 – ГОА-формолвакцина; серия № 2 – формолвакцина с масляным адъювантом; серия № 3 – формолвакцина без адъюванта. Иммуногенность и безвредность вакцин оценивали на нутриях. На каждую серию биопрепарата брали по животных в возрасте 40– 50 дней, вакцинировали однократно, внутримышечно в дозе 0,5 см с последующим заражением привитых и не иммунизированных нутрий E.

faecalis в смертельной дозе – 200 млн м.к./см. Наблюдение за животными вели в течение 30 суток.

У нутрий через 14 суток после однократной прививки ГОА-формолвакциной против энтерококковой инфекции в дозе 0,5 см формировался иммунитет, обеспечивающий 80%-ную защиту животных от E. faecalis, вакциной без адъюванта – 60%. У животных, иммунизированных формолвакциной с масляным адъювантом, наблюдали хромоту в течение 2–3 дней, защита животных от E. faecalis составила 60%.

ГОА-формолвакцина против энтерококковой инфекции после двукратной прививки пушных зверей в возрасте 60 дней и заражения их через 14 суток после ревакцинации вирулентным возбудителем обеспечивала 100 % защиту. При испытании в лабораторных условиях она была безвредной и высокоиммуногенной, обеспечивала после двукратной прививки 100% защиту нутрий против энтерококковой инфекции.

Вакцину против энтерококковой инфекции нутрий контролировали по внешнему виду, цвету, стерильности, безвредности и полноте инактивации, иммуногенности. Внешний вид, цвет, отсутствие посторонней примеси, нарушение укупорки и наличие трещин флаконов определяли визуально. Вакцина представляет собой жидкость светло-желтого цвета с рыхлым осадком, который при встряхивании легко разбивается в гомогенную взвесь без посторонних примесей.

Контроль возможной контаминации вакцины бактериальной и грибковой микрофлорой осуществляли по ГОСТ 28085-89 путем посева вакцины на питательные среды (МПБ, МПА, бульон и агар Сабуро, Китта-Тароцци) и выдерживания их в течение 10 суток при температуре 37°С в термостате. Рост микрофлоры отсутствовал.

Контроль на безвредность и полноту инактивации проводили на 5 белых мышах массой 18–20 г. С этой целью им подкожно вводили вакцину в дозе 0,5 см3 и вели наблюдение в течение 5 суток. Все мыши остались живы и здоровы в течение опыта. У привитых мышей не отмечали признаков заболевания и отклонений от физиологической нормы, а также изменений в месте введения биопрепарата.

Иммуногенную активность вакцины проверяли путем прививки 10 белых мышей массой 18–20 г подкожно в дозе 0,25 см3 двукратно с интервалом 10 суток, а 10 животных (контроль) не вакцинировали. Через 14 суток после повторной вакцинации всех белых мышей внутрибрюшинно заражали E. faecalis в дозе 200 млн м.к./см3. Вакцину считают активной при выживании не менее 8 из вакцинированных и гибели 8 из 10 контрольных мышей в течение 72–96 ч. после заражения. Эффективность предложенного метода контроля подтверждена при производстве 3 серий вакцины против энтерококковой инфекции нутрий.

При контроле качества 3-х опытных серий вакцины против энтерококковой инфекции нутрий на иммуногенность путем прививки белых мышей массой 18–20 г подкожно в дозе 0,25 см3 двукратно с интервалом 10 суток, через 14 суток после ревакцинации и заражения их E. faecalis в подтитрованной дозе не наблюдали поствакцинальных осложнений, защита была 80-100%.

Таким образом, разработанные методы контроля на безвредность, полноту инактивации, иммуногенную активность, стерильность позволяют выпускать безвредную, стерильную и высокоиммуногенную вакцину против энтерококковой инфекции нутрий.

2.2.4.2 Иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против стрептококкоза и энтерококковой инфекции По разработанной нами технологии на основе выделенных и изученных штаммов Str. рneumoniae и E. faecalis нарабатывали раздельно бактериальное сырье. После инактивации его раствором формалина в 0,4–0,5%-ной концентрации при температуре 37±2С и проверки полноты инактивации компоненты смешивали в разных соотношениях, добавляли 10, 20, 30% гидрата окиси алюминия, перемешивали, выдерживали в течение суток при температуре 20–25С, фасовали во флаконы с последующей укупоркой и оценивали качество согласно описанного выше контроля.

Иммунобиологические свойства вакцины оценивали на белых мышах массой 18– 20 г, предварительно определив для них иммунизирующую дозу антигенами стрептококкоза и энтерококковой инфекции, а также соответствующие дозы для заражения данными вирулентными возбудителями. Исследования показали, что через 14 суток после однократной подкожной прививки ассоциированной вакциной против стрептококкоза и энтерококковой инфекции в дозе 2 млн/0,5 см у белых мышей формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий соответственно 80 и 90%ную защиту лабораторных животных от S. typhimurium и E. faecalis. Поствакцинальных осложнений у белых мышей не отмечали.

Учитывая, что иммуногенная активность ассоциированных вакцин во многом зависит от правильного подбора их компонентов, мы изучили влияние соотношения антигенов и компонентов в ассоциированной вакцине против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий на ее иммуногенную активность. Выявлено, что при соотношении антигенов стрептококкоза и энтерококковой инфекции 1:3 и 30% гидрата окиси алюминия ассоциированная вакцина через 14 суток после двукратной иммунизации белых мышей подкожно с интервалом 10 суток в дозе 0,5 см обеспечивала соответственно 60 и 70 %-ную защиту лабораторных животных против этих инфекций. Поствакцинальных осложнений у животных не отмечали.

На следующем этапе мы определили оптимальную иммунизирующую дозу ассоциированной вакцины против стрептококкоза и энтерококковой инфекции для нутрий. Для этого брали по 4 животных в возрасте 40–50 дней на каждую дозу биопрепарата и прививали однократно внутримышечно в область бедра. Установили, что оптимальной иммунизирующей дозой ассоциированной вакцины против стрептококкоза и энтерококковой инфекции для нутрий является 1,0 млрд микробных клеток по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича. Такая доза обеспечивает 100%-ную защиту вакцинированных нутрий от вирулентных возбудителей стрептококкоза и энтерококковой инфекции при 100%-ных заболевании и гибели невакцинированных животных (контроль).

Иммуногенность и безвредность опытной серии ассоциированной вакцины против стрептококкоза и энтерококковой инфекции оценивали на 5 нутриях в возрасте 40–50 дней. Биопрепарат вводили внутримышечно однократно в дозе 1,0 см. Через 14 суток после вакцинации заражали иммунизированных и не привитых нутрий E.

faecalis (2 млрд м.к./см) и Str. pneumoniae (2 млрд м.к./см). Наблюдали в течение 10 суток. У нутрий через 14 суток после однократной внутримышечной прививки ассоциированной вакциной в дозе 1,0 см формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий соответственно 80 и 100%-ную защиту животных от Str. pneumoniae и E. faecalis. Поствакцинальных осложнений не отмечали.

На следующем этапе изучили влияние двукратной иммунизации ассоциированной вакциной против стрептококкоза и энтерококковой инфекции на формирование иммунитета у нутрий. Для этого пушных зверей в возрасте 40–50 дней вакцинировали двукратно с интервалом 10 суток внутримышечно в разных дозах и через 14 суток после ревакцинации привитых животных вместе с контрольными (не вакцинированными) заражали Str. pneumoniae и E. faecalis. За нутриями вели наблюдение в течение 30 дней. Через 14 суток после двукратной иммунизации ассоциированной вакциной против стрептококкоза и энтерококковой инфекции (первая доза 1,0 см, вторая – 1,5 см через 10 сут после первой), у нутрий формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий 100%-ную защиту животных от E. faecalis и Str. pneumoniae.

Производственные испытания ассоциированной вакцины проводили в племзверосовхозе «Северинский» Тбилисского района Краснодарского края. С этой целью по ранее разработанной технологии были изготовлены две серии ассоциированной вакцины против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий и проверены на безвредность и иммуногенность на белых мышах. Иммунизации было подвергнуто 3 тыс. нутрий 40–60-дневного возраста. Животных вакцинировали внутримышечно в дозе 1,0 см в область бедра. Повторную прививку проводили через 10 суток в дозе 1,5 см. За иммунизированными животными вели наблюдение в течение 9 месяцев. У вакцинированных нутрий отклонений от физиологической нормы не было.

Заболевания и гибели нутрий от стрептококкоза и энтерококковой инфекции в течение 9 месяцев (срок наблюдений) не отмечали.

Для оценки напряженности иммунитета у привитых нутрий нами было изучено накопление специфических антител. Уровень их в сыворотке крови вакцинированных нутрий определяли выборочно (у 5% животных) через 9 месяцев после повторной иммунизации в РП к E. faecalis и к Str. pneumoniae по общепринятым методикам. У нутрий, привитых ассоциированной вакциной против стрептококкоза и энтерококковой инфекции двукратно (первая доза 1,0 см, вторая – 1,5 см через 10 суток после первой) через 14 суток после ревакцинации формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий 97,8%-ную защиту привитых животных от Str. рneumoniae и E.

faecalis. Уровень специфических антител в сыворотке крови вакцинированных нутрий через 9 месяцев к Str. рneumoniae составил 15,84±1,06, к E. faecalis – 17,60±1,17.

Таким образом, разработанная нами ассоциированная вакцина против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий после двукратной прививки нутрий была безвредной и иммуногенной, обеспечивала 97,8%-ную защиту привитых животных против этих инфекций. Нами получено два патента РФ: № 2301076 «Способ изготовления вакцины ассоциированной против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий»; № 2301680 «Вакцина ассоциированная против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий».

2.2.4.3. Иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза Учитывая широкое распространение колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза в нутриеводческих хозяйствах Северного Кавказа, мы, на основе выделенных и изученных штаммов Е. coli О1,О55, S. typhimurium и Str. pneumoniae по разработанной нами технологии изготовили опытные серии ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий. Первоначально изучили влияние соотношения компонентов в ассоциированной вакцине на ее иммуногенность и безвредность путем однократной подкожной прививки белых мышей. Исследования показали, что ассоциированная вакцина против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза при соотношении в ней антигенов колибактериоза О1, О55, сальмонеллеза 1:1:1 и 2 части стрептококкоза и 20% гидрата окиси алюминия после однократной иммунизации белых мышей подкожно в дозе 0,5 см не вызывает у них поствакцинальных осложнений и через 14 суток после прививки обеспечивает не менее чем 80%-ную защиту животных против этих инфекций, что отвечает требованиям, предъявляемым к инактивированным вакцинам.

В последующем изучили иммуногенность и безвредность ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза после однократной внутримышечной прививки нутрий в возрасте 40–50 дней в дозе 1,0 см. Через 14 суток всех вакцинированных и не привитых животных заражали смертельными дозами S. typhimurium, Str. pneumoniae, E. coli О1,О55 и наблюдали за ними в течение 10 суток.

Было установлено, что у нутрий через 14 суток после однократной прививки ассоциированной вакциной формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий 80%-ную защиту нутрий от возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза и 60%-ную – от Str. pneumoniae. Поствакцинальных осложнений у животных не наблюдали.

В дальнейшем изучили иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины после двукратной внутримышечной прививки нутрий: первая доза – 1,0 см, вторая – 1,5 см с интервалом 10 суток. Через 14 суток после иммунизации всех вакцинированных и не привитых животных заражали смертельными дозами S. typhimurium, Str. pneumoniae, E. coli О1,О55 и наблюдали за ними в течение 10 суток.

Было установлено, что у нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза, через 14 суток после ревакцинации формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий 100%-ную защиту животных от E. coli О1,О55, S. typhimurium и 80%-ную – от Str. pneumoniae. Поствакцинальных осложнений у нутрий не наблюдали.

Эффективность ассоциированной вакцины изучили в племзверосовхозе «Северинский» Тбилисского района Краснодарского края, где вакцинировали 8 тыс.

нутрий 40–60-дневного возраста. За привитыми животными вели наблюдение в течение 9 месяцев. У вакцинированных нутрий выборочно (у 5% животных) в течение 9 месяцев брали кровь для серологических исследований. Уровень антител в сыворотке крови нутрий определяли в РП к Str. pneumoniae, в РА – к E. сoli О1 и S. typhimurium по общепринятым методикам. Установлено, что у нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза двукратно (первая доза 1,0 см, вторая – 1,5 см через 10 суток после первой), через 14 суток после ревакцинации формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий 99,2% защиту животных от возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза. Уровень специфических антител в сыворотке крови вакцинированных нутрий через 9 месяцев наблюдения к Str. рneumoniae составил 18,32±1,37, к S. typhimurium – 198,40±10,53, а к E. coli О1 – 179,60±8,75.

В период 2005–2007 гг. ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза в хозяйствах Краснодарского края было иммунизировано 48,5 тыс. нутрий. У привитых животных формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий не менее чем 80 %-ную защиту нутрий от возбудителей трех инфекций, что соответствует требованиям, предъявляемым к инактивированным вакцинам. Осложнений у животных не отмечали.

Производство ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий по нашей технологи освоено в ФГУ «Армавирская биофабрика» Краснодарского края. Разработана и утверждена в установленном порядке нормативно-техническая документация (регламент по изготовлению, ТУ, наставление по применению).

Таким образом, нами была разработана безвредная, слабореактогенная, высокоиммуногенная ассоциированная вакцина против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий. Получено два патента РФ на изобретение: № 23016«Вакцина ассоциированная против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий»; патент № 2301077 «Способ изготовления ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий». Аналогов вакцины у нас в стране и за рубежом нет. Предложенные методы контроля вакцины позволяют выпускать биопрепарат высокого качества. Это подтверждено положительными результатами, полученными в процессе производственных испытаний в различных районах Краснодарского края, неблагополучных по колибактериозу, сальмонеллезу и стрептококкозу нутрий.

2.2.4.4 Иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции Стрептококкоз, колибактериоз, сальмонеллез и энтерококковая инфекция часто регистрируются в нутриеводческих хозяйствах Российской Федерации, в том числе на Северном Кавказе как ассоциативное заболевание. Поэтому на основе выделенных и изученных штаммов S. typhimurium, Е. coli О1, О55, Str. pneumoniae и E. faecalis по разработанной нами технологии изготовили опытные серии ассоциированной инактивированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции.

Первоначально определяли соотношения компонентов в ассоциированной вакцине против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий, на ее иммуногенную активность путем однократной подкожной прививки белых мышей. Для этого взрослых белых мышей иммунизировали однократно подкожно в дозе 0,5 см и через 14 суток после прививки заражали вирулентными возбудителями Е. coli О1, О55, S. typhimurium, Str. pneumoniae и E.

faecalis в смертельной дозе. Установлено, что ассоциированная вакцина при соотношении в ней антигенов сальмонеллеза, колибактериоза (E. coli О1, О55), стрептококкоза и энтерококковой инфекции 1:1:1:2: соответственно и 20% гидрата окиси алюминия после однократной иммунизации белых мышей подкожно в дозе 0,5 см не вызывает у них поствакцинальных осложнений и через 14 суток после прививки обеспечивает не менее чем 80%-ную защиту животных от возбудителей данных инфекций, что отвечает требованиям, предъявляемым к инактивированным вакцинам.

На следующем этапе определили оптимальную иммунизирующую дозу ассоциированной вакцины для нутрий. Для этого брали по 4 животных в возрасте 40– 50 дней на каждую дозу биопрепарата и прививали однократно внутримышечно в область бедра. Выявили, что оптимальной иммунизирующей дозой ассоциированной вакцины для нутрий является 1,5 млрд микробных клеток по оптическому стандарту ГИСК им. Тарасевича. Такая доза обеспечивает 100%-ную защиту вакцинированных нутрий от вирулентных возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции при 100%-ной гибели невакцинированных животных.

В дальнейшем изучили иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины после однократной внутримышечной прививки зверей в возрасте 40–50 дней в дозе 1,0 см. Через 14 суток всех вакцинированных и не привитых животных заражали смертельными дозами S. typhimurium, Str. pneumoniae, E. coli О1, О55, E. faecalis и наблюдали за ними в течение 10 суток. Установили, что у животных через 14 суток после однократной прививки ассоциированной вакциной формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий 80%-ную защиту нутрий от возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, энтерококковой инфекции и 60%-ную – от Str. pneumoniae.

Поствакцинальных осложнений у животных не наблюдали.

В дальнейшем изучили иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции после двукратной внутримышечной прививки нутрий: первая доза – 1,0 см, вторая – 1,5 см с интервалом 10 суток. Через 14 суток после иммунизации всех вакцинированных и не привитых животных заражали смертельными дозами S. typhimurium, Str. pneumoniae, E. coli О1, О55, E. faecalis и наблюдали за ними в течение 10 суток. Выявлено, что у нутрий, привитых ассоциированной вакциной через 14 суток после ревакцинации формировался напряженный иммунитет, обеспечивающий 100%-ную защиту животных от E. coli О1,О55, S. typhimurium и 80%-ную – от Str.

pneumoniae и E. faecalis. Поствакцинальных осложнений у нутрий не наблюдали.

Нами изучены иммуногенные свойства ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий по уровню специфических антител. С этой целью щенков стандартной породы нутрий в возрасте 2 месяцев иммунизировали ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции двукратно:

первая доза – 1,0 см3, вторая – 1,5 см3 с интервалом 10 суток. У животных контрольной и опытной групп до прививки и на 7-14-21-28-60-90-180-270 сутки иммунизации определяли уровень антител в сыворотке крови в РП к Str. pneumoniae, E. Faecalis, в РА – к E. сoli О1, О55 и S. typhimurium. Серологические реакции ставили по общепринятым методикам. Установлено, что при вакцинации нутрий ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции вырабатывается достаточное количество антител к антигенам, входящим в состав биопрепарата. Так, у привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции, преципитины в сыворотке крови животных на 7 сутки после иммунизации колебались – от 1:4 до 1:32. Через две недели после вакцинации уровень антител к Str. рneumoniae и E. faecalis в сыворотке крови нутрий опытной группы увеличился в 2 раза и составил в среднем 29,0±5,57.

Максимальное накопление преципитинов в сыворотке крови иммунизированных нутрий выявлено на 21 сутки после прививки, что было больше в 3 раза к уровню седьмых суток вакцинации. Индивидуальная иммунологическая реактивность привитых животных была различна и колебалась от 1:8 до 1:64. На 28 сутки иммунизации средний уровень антител к Str. рneumoniae и E. faecalis в сыворотке крови нутрий опытной группы были в 2,5 раза выше по отношению к 7 суткам вакцинации. Через два месяца после прививки уровень преципитинов в сыворотке крови вакцинированных нутрий был в 2 раза выше, чем на 7 сутки иммунизации. Через 90 дней вакцинации титры антител к Str. рneumoniae и E. faecalis снижались до 1:8, что в 1,5 раза выше, чем на 7 сутки прививки.

Уровень антител к E. сoli О1, О55 в сыворотке крови нутрий опытной группы на 7 сутки иммунизации составлял 1:160 — 1:320. Через две недели уровень антител у привитых нутрий повысился в 2,5 раза относительно 7-х суток иммунизации.

Индивидуальная иммунологическая реакция вакцинированных животных была различна и колебалась в пределах от 1:320 до 1:1280. На 21 сутки вакцинации наметилась тенденция к снижению агглютининов к E. сoli О1,О55 в сыворотке крови животных опытной группы, но уровень их был выше относительно 7-х суток прививки в 1,5 раза. Через два месяца прививки индивидуальная иммунологическая реакция животных к E. сoli О1, О55 колебалась от 1:80 до 1:640. На 90 сутки вакцинации уровень антител к E. сoli О1, О55 не снижался ниже 1:80.

Уровень антител к S. typhimurium в сыворотке крови опытных нутрий на 7 сутки после вакцинации колебались от 1:80 до 1:640. Через две недели титр антител в сыворотке крови вакцинированных животных к S. typhimurium повысился в 2,0 раза относительно 7-х суток иммунизации. На 21 сутки вакцинации титр агглютининов к S. Typhimurium несколько снизился, но концентрация их в сыворотке крови привитых нутрий была выше относительно 7-х суток иммунизации в 1,2 раза. Спустя два месяца вакцинации индивидуальная иммунологическая реакция привитых нутрий к S.

typhimurium колебалась от 1:80 до 1:640. На 90 сутки вакцинации уровень антител к S.

typhimurium в сыворотке крови опытных животных не снижался ниже 1:80.

Таким образом, опытные серии ассоциированной вакцины безвредны для нутрий, обладают иммуногенностью, обеспечивают не менее 80%-ную защиту животных от возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции. Получено два патента РФ на изобретение: №2316344 от 19.07.06г. «Вакцина ассоциированная против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий», №2316345 от 19.07.06г. «Способ изготовления вакцины ассоциированной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий».

2.2.5. ИММУНОБИОЛОГИЧЕСКИЕ РЕАКЦИИ ОРГАНИЗМА НУТРИЙ НА ВВЕДЕНИЕ АССОЦИИРОВАННЫХ ВАКЦИН Экспериментальные исследования проводили на базе ГУ «Кропоткинская зональная ветеринарная лаборатория». В опытах использовали клинически здоровых щенят 2–5-месячного возраста стандартной породы нутрий, содержащихся в условиях Краснодарского края и подобранных по принципу аналогов. Опытную серию № ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий, изготовили по разработанной нами технологии.

Нутрий содержали и кормили в соответствии с типовыми нормами содержания и кормления, разработанными в НИИ пушного звероводства и кролиководства им.

В.А. Афанасьева.

У нутрий до вакцинации, а также на 7-14-21-28 сутки после первой иммунизации из боковой вены хвоста перед кормлением брали кровь. Вакцинацию животных проводили внутримышечно двукратно: первая прививка – в возрасте 60 дней по 1,0 см3, через 7 суток вторая – по 1,5 см3. За животными контрольной и опытной групп вели наблюдение в течение 270 суток.

Результаты изучения клинических показателей нутрий позволили оценить вакцину как слабореактогенную: общего угнетения нутрий не наблюдали, животные свободно перемещались в клетках, хорошо поедали корм. Частота дыхания – 50–дыхательных движений в минуту, пульс — 80 ударов. Температурная реакция отсутствовала. При внутримышечном введении биопрепарата припухлости, воспаления и болезненности в месте инъекции вакцины не наблюдали, у отдельных животных прощупывалось небольшое уплотнение тестоватой консистенции в течение 1–3 дней.

2.2.5.1 Морфологические и биохимические показатели крови нутрий Выявлено, что клеточный состав и уровень гемоглобина крови нутрий подвергались изменениям в течение рассматриваемого периода. Так, во время роста и развития организма нутрий с 2 до 3-месячного возраста у животных контрольной группы происходило повышение числа лейкоцитов на 23%, увеличение эритроцитов на 15 %, уровня гемоглобина – на 6 %. В лейкоцитарной формуле нутрий контрольной группы с возрастом регистрировали снижение палочкоядерных нейтрофилов (в 1,5 раза), моноцитов (в 1,8 раза) и повышение сегментоядерных нейтрофилов (в 1,2 раза).

У нутрий опытной, вакцинированной группы количество гемоглобина и эритроцитов на протяжении всего периода исследований было выше показателей животных контрольной группы аналогичного возраста. В лейкоцитарной формуле нутрий опытной группы число лейкоцитов повышалось после первой вакцинации с 8,00±0,39х109/л до 12,03±0,61х109/л (в 1,6 раза). После ревакцинации число лейкоцитов увеличилось до 12,82±0,38х109/л (на 7%). У привитых нутрий повысилось число палочкоядерных нейтрофилов в 1,4 раза, моноцитов – на 12%, но снизилось сегментоядерных нейтрофилов на 11%.

После второй прививки у нутрий происходило снижение палочкоядерных нейтрофилов (в 2,7 раза), моноцитов (в 1,5 раза) и повышение сегментоядерных нейтрофилов (на 12%) и лимфоцитов (на 3%). На 14 сутки у нутрий опытной группы отмечали снижение палочкоядерных нейтрофилов (в 1,7 раза), моноцитов (в 1,3 раза) и повышение лимфоцитов (на 12%). На 21 сутки вакцинации у нутрий регистрировали снижение палочкоядерных нейтрофилов (в 2,9 раза), моноцитов (в 2,1 раза) и повышение сегментоядерных нейтрофилов (в 1,2 раза) за счет снижения лимфоцитов (на 2%) относительно 7 суток после первой вакцинации. На 28 сутки вакцинации у нутрий наблюдали снижение палочкоядерных нейтрофилов (в 3,6 раза), моноцитов (в 2 раза) и повышение сегментоядерных нейтрофилов (в 1,4 раза). Через четыре недели иммунизации у нутрий наблюдалось снижение палочкоядерных нейтрофилов на 25%, моноцитов – на 15% и повышение сегментоядерных нейтрофилов на 5% относительно животных контрольной группы.

Таким образом, при иммунизации животных выявлена определённая динамика иммунологической реакции организма на введенные антигены. После первой вакцинации (на 7 сутки) зафиксировано повышение палочкоядерных нейтрофилов, лимфоцитов и моноцитов на фоне снижения сегментоядерных нейтрофилов. После второй прививки происходило повышение сегментоядерных нейтрофилов – клеток, регулирующих иммунный ответ. Эти данные свидетельствуют об антигенной активности ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий, вызывающая «поствакцинальные реакции» и в тоже время о пластичности внутренней среды организма нутрий в поствакцинальный период, развитии компенсаторных механизмов, позволяющих обеспечить гомеостаз.

У животных контрольной, невакцинированной группы концентрация общего белка в сыворотке крови колебалась в пределах 4,96±0,06 – 5,95±0,08 г%, альбуминов – 61,07±0,32–62,20±0,32%, альфа-глобулинов – 13,16±0,14–14,04±0,14%, бета-глобулинов – 9,36±0,18–12,67±0,24%, гамма-глобулинов – 13,42±0,13–15,20±0,26%, что соответствует физиологическим нормам для животных данных возрастных групп.

У иммунизированных ассоциированной вакциной нутрий регистрировали реактивные изменения концентрации общего белка и его фракций. Так, концентрация общего белка на 7 сутки вакцинации увеличилась на 7% (Р<0,05), альфа-глобулинов – на 16%, гамма-глобулинов – на 20%, но уменьшилась концентрация альбуминов и бетаглобулинов на 7% по сравнению с показателями до введения вакцины. На 14-21-сутки после инъекции вакцины регистрировали нарастание концентрации гаммаглобулинов (на 15-20%), бета-глобулинов (на 4-8%), снижение альфа-глобулинов (на 514%) и альбуминов (на 6%). Во все периоды наблюдений у вакцинированных нутрий концентрация гамма-глобулинов была выше на более 10%, бета-глобулинов – более 20%, но концентрация альфа-глобулинов была на 7%, альбуминов - на 5% ниже показателей контрольных, интактных животных.

Таким образом, ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции не оказывает депрессирующего влияния на белковый обмен нутрий. Незначительное повышение концентрации -глобулинов после первой и второй прививки отражало реакцию организма на введение антигенов и в то же время высокий уровень -глобулинов коррелировал с состоянием иммунобиологической реактивности за счет содержания в данной белковой фракции иммуноглобулинов основных классов.

2.2.5.2 Показатели клеточного иммунитета у вакцинированных нутрий Нейтрофильные гранулоциты (НГ) выполняют защитную роль в организме теплокровных. Это связано с высоким внутриклеточным содержанием в них ферментов и энергетического материала. Обладая способностью к самостоятельному передвижению, они быстро накапливаются в очаге повреждения (воспаления), проявляя при этом качества «профессиональных фагоцитов».

Учитывая, что оценка основной функции нейтрофилов – фагоцитарной с определением степени завершенности фагоцитарного акта (переваривания) позволяет судить о состоятельности неспецифического звена иммунной системы, и, в частности, системы нейтрофильных гранулоцитов (НГ) при различного рода антигенных воздействиях (бактерии, токсины и т.д.), была проведена оценка бактериального фагоцитоза у контрольных и опытных нутрий на 7-14-21-28 сутки вакцинации. С этой целью изучили процент активных фагоцитирующих нейтрофилов (%ФАН), фагоцитарное число (ФЧ), процент переваривания (% П). Установлено, что у контрольных, невакцинированных нутрий с ростом и развитием организма постепенно активируются процессы фагоцитоза, что указывает на формирование естественной резистентности организма. Так, к трехмесячному возрасту у животных контрольной группы наблюдали увеличение активно-фагоцитирующих нейтрофилов на 22%, поглотительной способности нейтрофильных гранулоцитов – в 1,7 раза, процента переваривания – на 16%.

В опытной группе у нутрий на 7-14-21 сутки иммунизации регистрировали увеличение на 8-30% активнофагоцитирующих нейтрофилов, на 7-60% поглотительной способности нейтрофильных гранулоцитов, на 10-40% переваривания. Однако на сутки иммунизации наблюдается снижение активнофагоцитирующих нейтрофилов, падает поглотительная способность нейтрофильных гранулоцитов, процент перевариваемости. Тем не менее эти показатели были выше (Р<0,05) таковых контрольных, интактных животных.

Результаты нитросини-тетразолиевого теста (NВТ-тест) показали, что коэффициент мобилизации формазанпозитивных клеток у нутрий контрольной группы к 3-месячному возрасту повысился на 25% (Р<0,05), что свидетельствует о повышении иммунобиологической реакции организма нутрий в период его роста и развития.

Данные спонтанного теста указывали на степень активизации кислородзависимых механизмов фагоцитоза под влиянием внутренней среды организма. Результаты стимулированного теста дали представление о способности нейтрофилов к активизации in vitro под воздействием стимуляторов– бактерий Staphylococcus aureus, лабораторный штамм 209 Р.

Коэффициент мобилизации формазанпозитивных клеток у нутрий опытной группы на 7 сутки иммунизации был достоверно выше в 1,6 раза, чем до вакцинации, а относительно контрольной группы животных аналогичного возраста – в 1,7 раза (Р<0,05). После второй прививки у нутрий опытной группы коэффициент мобилизации формазанпозитивных клеток был выше периода до вакцинации и относительно животных контрольной группы данного возраста в 1,9 раза.

На 21 сутки иммунизации у нутрий опытной группы коэффициент мобилизации формазанпозитивных клеток снизился на 22%, на 28 сутки – на 36% относительно 14 суток после прививки. Однако данный показатель у животных опытной группы на 21 сутки иммунизации был выше в 1,5 раза, а на 28 сутки – на 14% относительно нутрий контрольной группы аналогичного возраста. Данное обстоятельство свидетельствует о повышении иммунобиологической реактивности организма нутрий после прививки ассоциированной вакциной.

У вакцинированных нутрий в сравнении с контролем было достоверно выше не только количество активнофагоцитирующих нейтрофилов (на 5-25%), поглотительная способность (в 1,2–1,7 раза), процент переваривания (на 9–28%), но и коэффициент мобилизации формазанпозитивных клеток в 1,2–1,9 раза. Максимальное значение данные показатели были зарегистрированы на 14 сутки первой вакцинации. В отдаленные сроки после иммунизации фагоцитарная реакция нейтрофилов проявлялась на достоверно высоком уровне относительно контрольных животных.

Таким образом, ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции у иммунизированных нутрий вызывает не только активизацию, но и завершение процесса фагоцитоза.

В иммунном ответе участвует целый ряд иммунокомпетентных клеток и продуцируемых ими растворимых медиаторов. Центральная роль всегда принадлежит лейкоцитам, однако другие клетки (например, тканевые) также вносят свой вклад, посылая сигналы лимфоцитам и отвечая на цитокины, выделяемые Т-клетками и макрофагами [Р.В. Петров, А.А. Михайленко, 1990; Р.М. Хаитов, Б.В. Пинегин, Х.И. Истамов, 1995; А. Ройт, Дж. Бростофор, Д. Мейл, 2000].

Специфическое иммунологическое распознавание чужеродных патогенных факторов является главной функцией лимфоцитов, опосредующих реакции приобретенного иммунитета. Все лимфоциты происходят из стволовых клеток костного мозга, но Т-лимфоциты затем дозревают в тимусе, а В-лимфоциты (в основной своей массе) окончательно созревают в красном костном мозге (у взрослых особей млекопитающих).

Клетки, сходные с лимфоцитами, но не имеющие маркеров Т- или В-клеток, обозначаются как нулевые (О-лимфоциты). Эта группа, возможно, включает ранние Т- и В-клетки, а также моноциты и NK-клетки (естественные киллеры, участвующие в противоопухолевом и противовирусном иммунитете). Нулевые клетки составляют до 10% всех лимфоцитов крови и лимфоидных органов [S. Romagnani, 1994; M. Ret., 1995;

A.J. Wardlaw, 1995; G. Moller, 1996].

Т-лимфоциты вовлекают другие клетки в иммунную реакцию путем выделения растворимых белков – цитокинов, которые передают сигналы другим иммунорегуляторным клеткам. Кроме того, они могут участвовать в иммунной системе путем прямых межклеточных контактов.

В-клетки в основном образуют антитела, а Т-хелперные (Тх) клетки – цитокины регулируют иммунный ответ. В свою очередь в стимуляции Тх и индукции синтеза ими цитокинов принимают участие клетки, презентирующие антиген (АПК – антигенпрезентирующие макрофаги). Активизированные макрофаги приобретают способность уничтожать поглощенные ими микробы. Цитотоксические Т-лимфоциты и большие зернистые (гранулярные) лимфоциты (БГЛ) также могут распознавать и уничтожать клетки-мишени как самого организма (аутоагрессия), так и генетически чужеродные клетки – клетки-мишени [Р.В. Петров, 1968, 1987, 1990; А. Ройт, 1991].

При изучении клеточного иммунитета у нутрий нами выявлено, что в соотношении иммунокомпетентных клеток (Т-, В-,NK-лимфоциты) в зависимости от возраста зверей отмечаются закономерные изменения. Так, у нутрий контрольной группы в 2-месячном возрасте в крови преобладают Т-лимфоциты (59,60±0,52%) над Влимфоцитами (23,70±0,52%), созревание которых происходит позже. В данный период у животных контрольной группы зарегистрировано более высокое содержание NKлимфоцитов – 17,00±0,75%.

В 3-месячном возрасте процентное соотношение иммунокомпетентных клеток у интактных нутрий составляет: Т-лимфоцитов – 59,60±0,64%, В-лимфоцитов – 29,10±0,57%, NK-лимфоцитов – 11,80±0,87%. Данные изменения объясняют повышение естественной резистентности, развитие защитных механизмов организма нутрий.

Выявлено, что у нутрий на 7 сутки иммунизации наблюдалось снижение Тлимфоцитов на 13%, повышение В-лимфоцитов на 25% и NK -лимфоцитов на 11% в сравнении с периодом до вакцинации (Р<0,05). Однако по сравнению с животными контрольной группы того же возраста у нутрий опытной группы выявлено снижение содержания Т-лимфоцитов на 13% и повышение В-лимфоцитов на 16% и NKлимфоцитов на 20%. Через неделю после второй вакцинации у нутрий наблюдалось повышение содержания Т-лимфоцитов на 5%, В-лимфоцитов - на 12% и снижение NKлимфоцитов на 30% относительно периода ревакцинации животных (7 суток).

На 14 сутки иммунизации у нутрий опытной группы отмечено снижение Тлимфоцитов на 9%, NK-лимфоцитов на 11% и повышение В-лимфоцитов на 25%. На сутки вакцинации у зверей число Т-лимфоцитов было на 10%, В-лимфоцитов на 7% больше, а NK-лимфоцитов на 35% меньше показателей 7 суток вакцинации. На 28 сутки вакцинации у зверей опытной группы наблюдалось повышение Т-лимфоцитов на 15%, снижение NK-лимфоцитов на 39% (P<0,01) относительно периода ревакцинации животных (7 суток).

Пролиферация иммунокомпетентных клеток (Т- и В-лимфоциты) у нутрий в 2месячном возрасте была минимальной, в то время как относительное содержание NKлимфоцитов было высоким. С возрастом относительное содержание Т- и В-лимфоцитов постепенно повышается, при этом относительное содержание NK-лимфоцитов снижается до минимума, оставаясь в пределах физиологической нормы.

Вакцинация нутрий ассоциированной вакциной против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции стимулирует синтез Влимфоцитов, являющихся продуцентами иммуноглобулинов, отвечающих за специфическое гуморальное звено иммунитета.

2.2.5.3. Показатели формирования гуморального иммунитета Защита организма нутрий обеспечивается благодаря пассивному иммунитету за счет антител матери, проникающих через плаценту и, особенно, через молозиво.

Иммуноглобулины сыворотки крови нутрий по своей структуре и молекулярной массе подразделяются на пять классов: IgA, IgM, IgG, IgD, IgE и самостоятельно без участия комплемента опсонизируют бактерии, нейтрализуют микробные токсины и ферменты [B. Cinder, 1987].

Содержание отдельных классов иммуноглобулинов в разных биологических жидкостях неодинаково. Иммуноглобулины класса G занимают доминирующее положение в сыворотке крови. Особенно большое количество IgG синтезируется при вторичном иммунном ответе и поступает в кровоток из молозива через слизистую кишечника, поскольку он способен преодолевать плацентарный барьер, ему принадлежит главная роль в защите от инфекций у новорожденного организма [Р.П. Маслянко, 1971, 1973, 1975, 1979, 1987; В.Н. Денисенко и соавт., 1994]. Общая регуляция уровня IgG в организме, степень катаболизма находятся в прямой зависимости от тотальной концентрации IgG, в то время как синтез его в основном регулируется антигенной стимуляцией.

В свою очередь IgA известен как бактериальный, секреторный и сывороточный, содержится преимущественно в выделениях слизистых оболочек – в слюне, слезной жидкости, носовых выделениях, поте, молозиве, секретах легких, мочеполовых путей и желудочно-кишечном тракте, где обеспечивает защиту от микроорганизмов поверхностей, сообщающихся с внешней средой. Иммуноглобулин А ингибирует связывание микроорганизмов с поверхностью клеток, слизистых оболочек и предотвращает проникновение их в ткани. При этом агрегированные иммуноглобулины соединяются с нейтрофилами и при уничтожении конкретных микроорганизмов обеспечивают синергизм между IgA, комплементом и лизоцимом.

Поскольку IgM появляется на ранних стадиях в ответ на инфекционный процесс, он легко вызывает агглютинацию и лизис клеток при участии комплемента [Р.В. Петров, 1987; А. Ройт, 1991].

Учитывая, что по уровню основных иммуноглобулинов – A, M, G адекватно оценивается гуморальное звено иммунитета, а в литературе отсутствуют сведения о динамике формирования гуморального иммунитета у нутрий после иммунизации ассоциированными вакцинами, мы в сыворотке крови контрольных и привитых ассоциированной вакциной нутрий определяли их концентрацию.

У контрольных, невакцинированных нутрий в 3-месячном возрасте концентрация IgА увеличилась в 1,4 раза, IgM – в 1,5 раза, IgG – на 11% по сравнению с показателями животных двухмесячного возраста. У нутрий опытной группы на 7 сутки первой вакцинации наблюдали увеличение IgА на 19%, IgM – в 1,6 раза, IgG – на 25%.

Через неделю после второй прививки у нутрий повысилась концентрация IgА еще на 7%, IgM – на 8%, IgG – на 37%, а через две недели после второй прививки концентрация IgА повысилась еще на 8%, IgG – на 27%. На 28 сутки вакцинации у животных наблюдали повышение IgА на 14%, IgG – на 19% и снижение IgM на 5%.

Ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции вызывает иммунологическую перестройку организма нутрий, о чем свидетельствует повышение концентрации иммуноглобулинов – A, M, G в сыворотке крови привитых животных в сравнении с контрольными.

Учитывая, что по уровню специфических антител наряду с основными иммуноглобулинами – A, M, G у привитых животных адекватно оценивается гуморальное звено иммунитета, нами были изучены иммуногенные свойства ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий по данным показателям. С этой целью щенков стандартной породы нутрий в возрасте 2 месяцев иммунизировали ассоциированной вакциной против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции двукратно: первая доза – 1,0 см3, вторая – 1,5 см3 с интервалом 10 суток. У животных контрольной и опытной групп до прививки и на 7-14-21-28-60-90-180270 сутки иммунизации в сыворотке крови определяли уровень антител в РП к Str. pneumoniae, E. faecalis, в РА – к E. сoli О1, О55 и S. typhimurium. Серологические реакции ставили по общепринятым методикам.

Установлено, что при вакцинации нутрий ассоциированной вакциной вырабатывается достаточное количество антител к антигенам, входящим в состав биопрепарата. Так, на 7 сутки вакцинации в сыворотке крови титр антител составил от 1:4 до 1:32. Через две недели вакцинации титр антител к Str. рneumoniae и E. fаecalis в сыворотке крови нутрий опытной группы увеличился в 2,2 раза.

Максимальную концентрацию преципитинов в сыворотке крови иммунизированных нутрий выявили на 21 сутки (увеличилось в 3,5 раза).

Индивидуальная иммунологическая реактивность привитых животных была различна и колебалась в пределах от 1:8 до 1:64. На 28 сутки иммунизации наметилась тенденция к угасанию серологического ответа, но средние титры антител к Str. рneumoniae и E.

fаecalis в сыворотке крови нутрий опытной группы были в 2,6 раза выше показателей контрольных животных. Через два месяца уровень преципитинов в сыворотке крови вакцинированных нутрий продолжал снижаться, однако был в 2,0 раза выше, чем на 7 сутки иммунизации. Через 90 дней вакцинации уровень антител к Str. рneumoniae и E.

fаecalis в крови иммунизированных нутрий был в 1,9 раза выше, чем на 7 сутки прививки.

Антитела к E. сoli О1,О55 в сыворотке крови нутрий опытной группы накапливались в более высоких титрах. Так, на 7 сутки иммунизации они составили 274,00±65,60 к E. сoli О1 и к E. сoli О55 289,00±56,40. Через две недели вакцинации уровень антител у привитых нутрий повысился в 2,5 раза относительно показателей суток. Индивидуальная иммунологическая реактивность вакцинированных животных колебалась в пределах от 1:320 до 1:1280. На 21 сутки вакцинации регистрировали снижение агглютининов к E. сoli О1, но уровень их был выше относительно показателей 7 суток после прививки в 1,5 раза. Через четыре недели иммунизации титр антител у вакцинированных нутрий к E. сoli О1 был ниже на 12% уровня 7 суток. Через два месяца индивидуальная иммунологическая реактивность животных к E. сoli Околебалась от 1:80 до 1:640. На 90 сутки вакцинации уровень антител к E. сoli О1 не снижался ниже 1:80.

В сыворотке крови опытных нутрий на 7 сутки вакцинации титры антител к S.

typhimurium колебались от 1:80 до 1:640, через две недели повысился в 2,2 раза, достигнув максимальных значений – 724,00±125,33. На 21 сутки вакцинации наметилась тенденция к снижению агглютининов к S. typhimurium, но количество их в сыворотке крови оставалось на достаточно высоком уровне. Через четыре недели уровень антител в сыворотке крови опытных животных к S. typhimurium был ниже на 5% уровня 7 суток вакцинации. Через два месяца вакцинации индивидуальная иммунологическая реакция привитых нутрий к S. typhimurium колебалась от 1:80 до 1:640, среднее количество агглютининов было на 31% ниже к их числу на 7 сутки прививки. На 90 сутки вакцинации уровень антител к S. typhimurium в сыворотке крови опытных животных не снижался ниже 1:80, а средний титр их был меньше на 40% по сравнению с показателями 7 суток иммунизации.

Таким образом, ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции безвредна для нутрий, обладает высокой иммуногенностью.

Выявленные закономерности клеточной реакции фагоцитов полностью соответствуют изменению уровня гуморальных антител к возбудителям стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции у вакцинированных зверей и существенно дополняют характеристику иммунного ответа.

Ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции после двукратной прививки вызывает перестройку иммунной системы организма нутрий, о чем свидетельствуют поствакцинальные количественные изменения Т- и В-лимфоцитов. В динамике вакцинации количество Т-лимфоцитов оставалось почти неизменным, тогда как уровень В-лимфоцитов достоверно повышался, но их соотношение по-прежнему оставалось на уровне 2:1.

2.2.6. МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ АССОЦИИРОВАННОЙ ВАКЦИНЫ ПРОТИВ СТРЕПТОКОККОЗА, КОЛИБАКТЕРИОЗА, САЛЬМОНЕЛЛЕЗА И ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ НУТРИЙ Ассоциированную вакцину против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий контролировали по внешнему виду, цвету, стерильности, безвредности и полноте инактивации, иммуногенности.

Внешний вид, цвет, отсутствие посторонней примеси, нарушение укупорки и наличие трещин флаконов определяли визуально. Вакцина представляет собой жидкость светложелтого цвета с рыхлым осадком, который при встряхивании легко разбивается в гомогенную взвесь без посторонних примесей.

Контроль возможной контаминации вакцины бактериальной и грибковой микрофлорой проводили по ГОСТ 28085-89 путем посева ее на питательные среды (МПБ, МПА, бульон и агар Сабуро, Китта-Тароцци) и выдерживания их в течение 10 суток при температуре 37°С в термостате. Рост микрофлоры отсутствовал.

Контроль на безвредность и полноту инактивации биопрепарата проводили на 5 белых мышах массой 18–20 г. С этой целью им подкожно вводили вакцину в дозе 0,5 см3 и вели наблюдение в течение 10 суток. Все зараженные мыши остались живы и здоровы в течение срока наблюдений. У них не отмечали признаков заболевания и отклонений от физиологической нормы, а также изменений в месте введения биопрепарата.

Иммуногенную активность вакцины проверяли путем прививки 10 белым мышам массой 18–20 г. подкожно в дозе 0,5 см3 двукратно с интервалом 10 суток, а животных (контроль) не вакцинировали. Через 14 суток после повторной вакцинации всех белых мышей заражали внутрибрюшинно S. typhimurium, Е. coli О1, ОStr. pneumoniae в подтитрованной дозе. Вакцину считали иммуногенной при выживании не менее 8 из 10 вакцинированных и гибели 8 из 10 контрольных мышей в течение 72–120 ч после заражения. Поствакцинальных осложнений у белых мышей не отмечали.

При изучении безвредности и реактогенности серий ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции на нутриях у всех животных не отмечено воспалительной реакции в месте введения биопрепарата, отказа от корма, потери аппетита, признаков угнетения, заболевания и гибели.

Таким образом, разработанные методы контроля на безвредность, полноту инактивации, иммуногенную активность, стерильность позволяют выпускать безвредную, стерильную и высокоиммуногенную вакцину против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий. Эффективность предложенного контроля подтверждена при производстве 10 серий ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий. В процессе экспериментального производства ассоциированной вакцины изготовлено 10 серий биопрепарата (более 150 тыс. доз) и проверено на белых мышах. Все они были безвредны и иммуногенны.

Образцы ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий хранили в течение 12 месяцев при обычных для большинства биопрепаратов условиях (темное место и температура 2– 10°С) и затем проверяли их иммуногенность и безвредность. В результате проведенных исследований установлено, что ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий сохраняет свои иммунобиологические свойства в течение 12 месяцев при обычных условиях хранения, обеспечивая после двукратной иммунизации не менее 80%-ную защиту животных от возбудителей.

2.2.7. ПРОИЗВОДСТВЕННЫЕ ИСПЫТАНИЯ АССОЦИИРОВАННОЙ ВАКЦИНЫ ПРОТИВ СТРЕПТОКОККОЗА, КОЛИБАКТЕРИОЗА, САЛЬМОНЕЛЛЕЗА И ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ НУТРИЙ Для производственных испытаний изготовили три серии ассоциированной вакцины и проверили их на безвредность. Производственные испытания проводили в племзверосовхозе «Северинский» Тбилисского района, где привили 8 тыс. нутрий 40– 60-дневного возраста. В фермерском хозяйстве п. Лорис вакцинировали еще 5 тыс.

нутрий, в фермерском хозяйстве г. Усть-Лабинска – 5 тыс. нутрий. В фермерских хозяйствах Ростовской области вакцинировали 3 тыс. нутрий, Ставропольского края – тыс. нутрий. Всего иммунизировали 24 тыс. зверей. Ассоциированную вакцину вводили животным двукратно внутримышечно в область бедра: первая доза 1,0 см, через дней вторая – 1,5 см. За привитыми животными вели наблюдение в течение 12 месяцев.

У вакцинированных нутрий выборочно (у 5% животных) в течение 9 месяцев брали кровь для серологических исследований. Уровень антител в сыворотке крови нутрий определяли в РП к Str. pneumoniae и E. faecalis, в РА – к E. сoli О1, О55 и S. typhimurium по общепринятым методикам.

Ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции в производственных условиях показала свою безвредность и высокую иммуногенность, сохранность составляла 98,18 - 99,17%, уровень антител через 9 месяцев к E. coli О1, О55 колебался 179,60±8,75 - 184,50±6,25, к S. typhimurium - 198,40±10,53 - 220,50±6,45, к E. faecalis – 18,35±2,35 - 24,55±1,15, к Str. рneumoniae – 16,32±1,37-18,32±1,71.

2.2.8. ИЗЫСКАНИЕ ПРЕПАРАТОВ ДЛЯ ЛЕЧЕНИЯ НУТРИЙ ПРИ СТРЕПТОКОККОЗЕ, КОЛИБАКТЕРИОЗЕ, САЛЬМОНЕЛЛЕЗЕ И ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ Для выбора эффективных антибактериальных препаратов проводили определение чувствительности выделенных из органов павших нутрий культур S. typhimurium, E. coli О1, Str. рneumoniae, E. faecalis к гентамицину, фурадонину, левомицетину, биовит-80, энрофлону, абактану методом диффузии в агар с применением дисков, лунок и методом серийных разведений в МПБ. Мы выявили, что выделенные культуры бактерий:

S. typhimurium, E. coli О1, Str. pneumoniae, E. faecalis обладали наибольшей чувствительностью к абактану, энрофлону. Принимая во внимание высокую чувствительность культур бактерий к абактану, in vitro была изучена его активность. На жидких и твердых питательных средах определяли минимальную подавляющую концентрацию (МПК) и минимальную бактерицидную концентрацию (МБК), которые выражали в мкг/мл. Посевная концентрация возбудителей колибактериоза составила 108, стрептококкоза – 105, энтерококковой инфекции –105 сальмонеллеза –106 КОЕ (колониеобразующих единиц). Установлено, что абактан в дозах 3,2–20,0 мкг/мл проявляет выраженное бактериостатическое, в дозах 6,25–40,0 мкг/мл выраженное бактерицидное действие на возбудителей колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции.

Для испытаний в производственных условиях были взяты препараты, обладающие бактерицидным действием по отношению к исследуемым культурам:

абактан, энрофлон и для сравнения биовит-80, применяемый в хозяйстве.

Терапевтическую эффективность лечебных препаратов определяли на нутриях 40–50дневного возраста в период острой вспышки стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции в племзверосовхозе «Северинский».

Каждый препарат испытали на 80 больных животных. Больным нутриям препараты задавали с кормом: биовит-80 из расчета 0,5 г на нутрию в течение 12 дней, энрофлон – в дозе 0,25 г на 1 кг массы тела в течение 7 дней (согласно наставлению по применению), абактан вводили внутримышечно в дозе 5 мг/кг массы в течение 3 дней.

Выявили, что наиболее эффективным (98,75-100%) антибактериальным препаратом при стрептококкозе, колибактериозе, сальмонеллезе и энтерококковой инфекции нутрий был абактан в дозе 5 мг/кг массы тела при однократной внутримышечной инъекции в течение 3 дней. Использование энрофлона с кормом в дозе 0,25г/кг массы тела в течение 7 дней при колибактериозе и стрептококкозе в каждой группе выздоровело по 79 нутрий из 80 (98,75%), при сальмонеллезе и энтерококковой инфекции – пало по нутрии (97,5%), а при лечении биовит-80 в дозе 0,5 г/нутрию в течение 12 дней – из нутрий, больных колибактериозом, выздоровело 54 (67,5%), сальмонеллезом – (93,7%), стрептококкозом – 65 (81,25%), энтерококковой инфекцией – 58 (72,5%) нутрий.

Таким образом, в производственных условиях при лечении больных нутрий колибактериозом, сальмонеллезом, стрептококкозом и энтерококковой инфекцией высокую терапевтическую эффективность показали абактан (98,75-100%) и энрофлон (97,5 – 98,75%).

2.2.9. РАЗРАБОТКА КОМПЛЕКСНОЙ СИСТЕМЫ ДИАГНОСТИКИ, ЛЕЧЕНИЯ И ПРОФИЛАКТИКИ СТРЕПТОКОККОЗА, КОЛИБАКТЕРИОЗА, САЛЬМОНЕЛЛЕЗА И ЭНТЕРОКОККОВОЙ ИНФЕКЦИИ НУТРИЙ Учитывая, что в России комплексная система диагностики, лечения и профилактики колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий отсутствует, нами разработана такая система по каждой указанной инфекции.

Мероприятия по профилактике стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий строятся по четкой, предельно жесткой системе, охватывающей весь комплекс организационно-хозяйственных, зооинженерных, ветеринарно-санитарных, зоогигиенических и специфических мероприятий.

2.2.9.1 Комплексная система профилактики стрептококкоза нутрий Диагностика стрептококкоза проводится с учетом эпизоотологических, клинических, патоморфологических данных и подтверждением лабораторных исследований. Для проведения лабораторных исследований в ветеринарную лабораторию направляют 2-3 трупа нутрий или кусочки органов, завернутые в пергаментную бумагу, целлофановый пакет. Бактериологическое исследование включает обнаружение возбудителя в исходном материале, выделение чистой культуры посевом на питательные среды, идентификацию возбудителя по тинкториальным, культурально-морфологическим, ферментативным, серологическим признакам с использованием микротест-систем ММТ-Еи ММТ-Е2, определение патогенности их на белых мышах и чувствительности к антибактерийным препаратам.

Мероприятия по профилактике стрептококкоза основываются на проведении комплекса технологических, зоогигиенических, ветеринарно-санитарных и специфических мероприятий, направленных на повышение резистентности организма матери и новорожденного молодняка, снижение уровня контаминации помещений репродукторного отделения фермы возбудителями болезни и предотвращения заражения животных в период их рождения и выращивания патогенными микроорганизмами через корма, объекты внешней среды. При этом исходят из особенностей содержания и выращивания молодняка, присущих каждому виду животных.

С целью предупреждения возникновения стрептококкоза у новорожденных животных своевременно проводят вакцинацию маточного поголовья и молодняка вакцинами против стрептококкоза в сроки и в дозах, указанных в наставлениях по их применению. Однако практика показывает, что применение существующих вакцин у нутрий зачастую малоэффективно. Это можно объяснить многими факторами, которые включают бесконтрольное использование антибиотиков, и как следствие этого селекцию штаммов с множественной лекарственной устойчивостью; появление редких серологических групп стрептококков в нутриеводческих хозяйствах и др. Мы рекомендуем для специфической профилактики стрептококкоза применять вакцины, изготовленные по разработанной нами технологии из штаммов, выделенных непосредственно в конкретном хозяйстве. Наряду с вакцинами применяют иммуномодуляторы (поливедрин, вестин, левамизол, полиоксидонин, Т- и В-активин и др.), которые вводят одновременно с вакциной одно- или двукратно согласно наставлению по их применению; поливалентную гипериммунную сыворотку, а также бактериофаг в соответствии с действующими наставлениями по их применению; нормальные глобулины сывороток крови животных. Препарат вводят внутримышечно или подкожно по 0,7 мл на 1 кг массы тела один раз в сутки в течение 2–3 дней.

Для предупреждения заболевания стрептококкозом нутрий руководители, специалисты, рабочие хозяйств (ферм), предприятий по приемке, транспортировке и переработке нутрий и сырья, заготовительные конторы, склады, граждане-владельцы нутрий обязаны строго выполнять утвержденные ветеринарно-санитарные правила для нутриеводческих ферм.

Ветеринарные специалисты нутриеводческих хозяйств (ферм), кооперативных организаций, обществ нутриеводов-любителей, а также учреждений государственной ветеринарной сети обязаны: обеспечить систематическое наблюдение за состоянием нутрий в зоне обслуживания; проводить плановые профилактические прививки против стрептококкоза, обратив внимание на иммунизацию нутрий, содержащихся вокруг заготовительных контор, складов, баз и холодильников мехового сырья, перерабатывающих предприятий.

Мероприятия по ликвидации стрептококкоза. По установлению диагноза на стрептококкоз администрация района (города) в порядке, предусмотренном Федеральным законом «О ветеринарии», по представлению главного ветеринарного врача района (города) выносит решение об объявлении хозяйства (фермы), населенного пункта (его отдельной самостоятельной части – в зависимости от эпизоотической обстановки) неблагополучными по стрептококкозу и установлении карантина. В решении указывают точные границы эпизоотического очага болезни, неблагополучного пункта, угрожаемой зоны, а также определяют основные мероприятия по ликвидации болезни в неблагополучном пункте и ее профилактике в угрожаемой зоне.

По условиям ограничений в неблагополучном пункте запрещают: ввоз и вывоз нутрий, продуктов их убоя, шкурок, инвентаря и кормов; перегруппировку нутрий;

организацию выставок и других мероприятий, связанных со скоплением нутрий;

торговлю нутриями, продуктами их убоя, шкурками; обмен животными между нутриеводами; заготовку и скармливание нутриям травы и сена из мест, где могли находиться больные или имелись трупы этих животных.

В неблагополучном хозяйстве (пункте): проводят точный учет всего поголовья нутрий; для лечения больным нутриям задают с кормом энрофлон в дозе 0,25 г на 1 кг массы тела животного в течение 7 дней или лучше абактан внутримышечно в дозе 10 мг/кг массы в течение 3 дней. Затем данное поголовье вакцинируют против стрептококкоза; проводят тщательную механическую очистку и дезинфекцию нутриеводческих ферм, выгульных дворов, оборудования, а также помещений, где содержались животные у граждан-владельцев нутрий; шкурки от нутрий из неблагополучных пунктов (хозяйств) дезинфицируют в процессе их технологической обработки на перерабатывающем предприятии согласно действующей инструкции по дезинфекции шкурок.

Мероприятия в зоне, угрожаемой по заносу возбудителя. В угрожаемую зону входит территория с населенными пунктами и хозяйствами, непосредственно прилегающими к неблагополучному по стрептококкозу пункту, а также хозяйства, которые в течение последнего месяца имели производственные связи с неблагополучным пунктом по ввозу нутрий, кормов для них или другие хозяйственные связи.

В угрожаемой зоне проводят следующие ограничительные, ветеринарносанитарные и хозяйственные мероприятия: все восприимчивое поголовье нутрий в государственных и частных хозяйствах вакцинируют против стрептококкоза;

ограничивают производственные связи с неблагополучными по стрептококкозу хозяйствами и населенными пунктами; устанавливают строгий ветеринарносанитарный режим за содержанием и кормлением нутрий; закрепляют постоянных лиц и транспорт для обслуживания нутриеводческой фермы; запрещают ввоз и вывоз нутрий из угрожаемой зоны, торговлю на рынках нутриями, мясом; оповещают население об угрозе распространения болезни и установленных в связи с этим ограничениями; усиливают ветеринарно-санитарный надзор на рынках, мясокомбинатах, предприятиях, заготавливающих и перерабатывающих продукты и сырье, полученное от убоя нутрий; проводят массово-разъяснительную работу среди населения по недопущению распространения стрептококкоза.

Снятие карантина. Хозяйство (пункт) объявляют благополучным через 15 дней после последнего случая заболевания или гибели животных, проведения в нем вакцинации нутрий и заключительных ветеринарно-санитарных мероприятий. Ввоз нутрий в бывший неблагополучный пункт и угрожаемую зону допускается после их вакцинации против стрептококкоза в хозяйствах-поставщиках, которые обязаны сделать об этом соответствующую запись в ветеринарном документе.

2.2.9.2. Комплексная система профилактики колибактериоза нутрий Диагностика колибактериоза. Диагностику колибактериоза проводят с учетом эпизоотологических, клинических, патоморфологических данных и подтверждением лабораторных исследований. Для проведения лабораторных исследований в ветеринарную лабораторию направляют 2-3 трупа нутрий или кусочки пораженных органов, завернутые в пергаментную бумагу, целлофановый пакет. Бактериологическое исследование включает обнаружение возбудителя в исходном материале методом световой микроскопии, выделение чистой культуры посевом на питательные среды или методом биопробы, идентификацию возбудителя по тинкториальным, культурально-морфологическим, ферментативным, серологическим и патогенным признакам с использованием микротестсистем ММТ-Е1 и ММТ-Е2.

Мероприятия по профилактике колибактериоза нутрий. Профилактика колибактериоза основывается на проведении комплекса технологических, зоогигиенических, ветеринарно-санитарных и специфических мероприятий, направленных на повышение резистентности организма матери и новорожденного молодняка, снижение уровня контаминации помещений репродукторного отделения фермы возбудителями болезни и предотвращения заражения животных в период их рождения и выращивания патогенными микроорганизмами через корма, объекты внешней среды.

С целью предупреждения возникновения колибактериоза у новорожденных животных своевременно и грамотно проводят иммунизацию маточного поголовья и молодняка вакцинами против колибактериоза в сроки и в дозах, указанных в наставлениях по их применению. Мы рекомендуем для специфической профилактики колибактериоза применять вакцины, изготовленные по разработанной нами технологии из штаммов, выделенных непосредственно в конкретном хозяйстве. Наряду с вакцинами рекомендуем применять иммуномодуляторы (поливедрин, вестин, левамизол, полиоксидонин, Т- и В-активин и др., которые вводят одновременно с вакциной одно- или двукратно согласно наставлению по их применению; поливалентную гипериммунную колисыворотку, а также колифаг в соответствии с действующими наставлениями по их применению; нормальные глобулины сывороток крови животных.

Препарат вводят внутримышечно или подкожно по 0,7 мл на 1 кг массы тела один раз в сутки в течение 2–3 дней; пробиотики (ветом - 1.1. споробактерин, субалин, ромакол, бифидумбактерин, бифацидобактерин, лактицин и др.) применяют в профилактической дозе по схеме, указанной в наставлении по применению.

Для предупреждения заболевания колибактериозом нутрий руководители, специалисты, рабочие хозяйств (ферм), предприятий по приемке, транспортировке и переработке нутрий и сырья, заготовительные конторы, склады, граждане-владельцы нутрий обязаны строго выполнять утвержденные ветеринарно-санитарные правила для нутриеводческих ферм.

Ветеринарные специалисты нутриеводческих хозяйств (ферм), кооперативных организаций, обществ нутриеводов-любителей, а также учреждений государственной ветеринарной сети обязаны: обеспечить систематическое наблюдение за состоянием нутрий в зоне обслуживания; проводить плановые профилактические прививки против колибактериоза, обратив внимание на иммунизацию нутрий, содержащихся вокруг заготовительных контор, складов, баз и холодильников мехового сырья, перерабатывающих предприятий.

Мероприятия по ликвидации колибактериоза нутрий. По установлению диагноза на колибактериоз администрация района (города) в порядке, предусмотренном Федеральным законом «О ветеринарии», по представлению главного ветеринарного врача района (города) выносит решение об объявлении хозяйства (фермы), населенного пункта (или его отдельной самостоятельной части – в зависимости от эпизоотической обстановки) неблагополучными по колибактериозу и установлении ограничений. В решении указывают точные границы эпизоотического очага болезни, неблагополучного пункта, угрожаемой зоны, а также определяют основные мероприятия по ликвидации болезни в неблагополучном пункте и ее профилактике в угрожаемой зоне.

По условиям ограничений в неблагополучном пункте запрещают: ввоз и вывоз нутрий, продуктов их убоя, шкурок, инвентаря и кормов; перегруппировку нутрий;

организацию выставок и других мероприятий, связанных со скоплением нутрий;

торговлю нутриями, продуктами их убоя, шкурками; обмен животными между нутриеводами; заготовку и скармливание нутриям травы и сена из мест, где могли находиться больные или имелись трупы этих животных.

В неблагополучном хозяйстве (пункте): проводят точный учет всего поголовья нутрий; для лечения больным нутриям задают с кормом энрофлон в дозе 0,25 г на 1 кг массы тела животного в течение 7 дней или абактан внутримышечно в дозе 10 мг/кг массы в течение 3 дней. Затем данное поголовье иммунизируют вакциной против колибактериоза; применяют специфическую сыворотку против колибактериоза согласно наставлению по применению, а затем через 10–14 дней проводят вакцинацию этого поголовья; проводят тщательную механическую очистку и дезинфекцию нутриеводческих ферм, выгульных дворов, оборудования, а также помещений, где содержались животные у граждан-владельцев нутрий; шкурки от нутрий из неблагополучных пунктов (хозяйств) дезинфицируют в процессе их технологической обработки на перерабатывающем предприятии согласно действующей инструкции по дезинфекции шкурок.

Мероприятия в зоне, угрожаемой по заносу возбудителя колибактериоза. В угрожаемую зону входят территории с населенными пунктами и хозяйствами, непосредственно прилегающими к неблагополучному по колибактериозу пункту, а также хозяйства, которые в течение последнего месяца имели производственные связи с неблагополучным пунктом по ввозу нутрий, кормов для них или другие хозяйственные связи.

В угрожаемой зоне проводят следующие ограничительные, ветеринарносанитарные и хозяйственные мероприятия: все восприимчивое поголовье нутрий в государственных и частных хозяйствах вакцинируют против колибактериоза;

ограничивают производственные связи с неблагополучными по колибактериозу хозяйствами и населенными пунктами; устанавливают строгий ветеринарносанитарный режим за содержанием и кормлением нутрий; закрепляют постоянных лиц и транспорт для обслуживания нутриеводческой фермы; запрещают ввоз и вывоз нутрий из угрожаемой зоны, торговлю на рынках нутриями, мясом; оповещают население об угрозе распространения болезни и установленных в связи с этим ограничениями; усиливают ветеринарно-санитарный надзор на рынках, мясокомбинатах, предприятиях, заготавливающих и перерабатывающих продукты и сырье, полученное от убоя нутрий; проводят массово-разъяснительную работу среди населения по недопущению распространения колибактериоза нутрий.

Снятие ограничений. Хозяйство (пункт) объявляют благополучным через 15 дней после проведения в нем вакцинации нутрий и заключительных ветеринарносанитарных мероприятий. Ввоз нутрий в бывший неблагополучный пункт и угрожаемую зону допускается после их вакцинации против колибактериоза в хозяйствах-поставщиках, которые обязаны сделать об этом соответствующую запись в ветеринарном документе.

Ответственность за проведение технологических, организационнохозяйственных, зоотехнических и ветеринарно-санитарных мероприятий возлагается на руководителя хозяйства, а за проведение лечебных и противоэпизоотических мероприятий – на ветеринарных специалистов.

2.2.9.3. Комплексная система диагностики и профилактики сальмонеллеза нутрий Диагностика сальмонеллеза. Диагностику сальмонеллеза проводят с учетом эпизоотологических, клинических, патоморфологических данных и подтверждением лабораторных исследований. Для проведения лабораторных исследований в ветеринарную лабораторию направляют 2-3 трупа нутрий или кусочки пораженных органов, завернутые в пергаментную бумагу, целлофановый пакет. Бактериологическое исследование включает обнаружение возбудителя в исходном материале методом световой микроскопии, выделение чистой культуры посевом на питательные среды или методом биопробы, идентификацию возбудителя по тинкториальным, культурально-морфологическим, ферментативным, серологическим и патогенным признакам с использованием микротестсистем ММТ-Е1 и ММТ-Е2.

Мероприятия по профилактике заболевания. Профилактика сальмонеллеза основывается на проведении комплекса технологических, зоогигиенических, ветеринарно-санитарных и специфических мероприятий, направленных на повышение резистентности организма матери и новорожденного молодняка, снижение уровня контаминации помещений репродукторного отделения фермы возбудителями болезни и предотвращения заражения животных в период их рождения и выращивания патогенными микроорганизмами через корма, объекты внешней среды. При этом исходят из особенностей содержания и выращивания молодняка, присущих каждому виду животных.

С целью предупреждения возникновения сальмонеллеза у новорожденных животных своевременно и грамотно проводят прививку маточного поголовья и молодняка вакцинами против сальмонеллеза в сроки и в дозах, указанных в наставлениях по их применению. Мы рекомендуем для специфической профилактики сальмонеллеза применять вакцины, изготовленные по разработанной нами технологии из штаммов, выделенных непосредственно в конкретном хозяйстве. С целью предупреждения возникновения сальмонеллеза у новорожденных животных проводят вакцинацию маточного поголовья и молодняка соответствующими вакцинами в сроки и в дозах, указанных в наставлениях по их применению. Наряду с вакцинами применяют следующие препараты: иммуномодуляторы (поливедрин, вестин, левамизол, полиоксидонин, Т- и В-активин и др.), которые вводят одновременно с вакциной одно- или двукратно согласно наставлению по их применению; поливалентную гипериммунную сальмонеллезную сыворотку, а также бактериофаг в соответствии с действующими наставлениями по их применению; нормальные глобулины сывороток крови животных. Препарат вводят внутримышечно или подкожно по 0,7 мл на 1 кг массы тела один раз в сутки в течение 2–3 дней.

Для предупреждения заболевания сальмонеллезом нутрий руководители, специалисты, рабочие хозяйств (ферм), предприятий по приемке, транспортировке и переработке нутрий и сырья, заготовительные конторы, склады, граждане-владельцы нутрий обязаны строго выполнять утвержденные ветеринарно-санитарные правила для нутриеводческих ферм.

Ветеринарные специалисты нутриеводческих хозяйств (ферм), кооперативных организаций, обществ нутриеводов-любителей, а также учреждений государственной ветеринарной сети обязаны: обеспечить систематическое наблюдение за состоянием нутрий в зоне обслуживания; проводить плановые профилактические прививки против сальмонеллеза, обратив внимание на иммунизацию нутрий, содержащихся вокруг заготовительных контор, складов, баз и холодильников мехового сырья, перерабатывающих предприятий.

Мероприятия по ликвидации заболевания. По установлению диагноза на сальмонеллез администрация района (города) в порядке, предусмотренном Федеральным законом «О ветеринарии», по представлению главного ветеринарного врача района (города) выносит решение об объявлении хозяйства (фермы), населенного пункта (или его отдельной самостоятельной части – в зависимости от эпизоотической обстановки) неблагополучными по сальмонеллезу и установлении карантина. В решении указывают точные границы эпизоотического очага болезни, неблагополучного пункта, угрожаемой зоны, а также определяют основные мероприятия по ликвидации болезни в неблагополучном пункте и ее профилактике в угрожаемой зоне.

По условиям ограничений в неблагополучном пункте запрещают: ввоз и вывоз нутрий, продуктов их убоя, шкурок, инвентаря и кормов; перегруппировку нутрий;

организацию выставок и других мероприятий, связанных со скоплением нутрий;

торговлю нутриями, продуктами их убоя, шкурками; обмен животными между нутриеводами; заготовку и скармливание нутриям травы и сена из мест, где могли находиться больные или имелись трупы этих животных.

В неблагополучном хозяйстве (пункте): проводят точный учет всего поголовья нутрий; для лечения больным нутриям задают с кормом энрофлон в дозе 0,25 г на 1 кг массы тела животного в течение 7 дней или абактан внутримышечно в дозе 10 мг/кг массы в течение 3 дней. Затем данное поголовье иммунизируют вакциной против сальмонеллеза; проводят тщательную механическую очистку и дезинфекцию нутриеводческих ферм, выгульных дворов, оборудования, а также помещений, где содержались животные у граждан-владельцев нутрий; шкурки от нутрий из неблагополучных пунктов (хозяйств) дезинфицируют в процессе их технологической обработки на перерабатывающем предприятии согласно действующей инструкции по дезинфекции шкурок.

Мероприятия в зоне, угрожаемой по заносу возбудителя сальмонеллеза. В угрожаемую зону входят территории с населенными пунктами и хозяйствами, непосредственно прилегающими к неблагополучному по сальмонеллезу пункту, а также хозяйства, которые в течение последнего месяца имели производственные связи с неблагополучным пунктом по ввозу нутрий, кормов для них или другие хозяйственные связи.

В угрожаемой зоне проводят следующие ограничительные, ветеринарносанитарные и хозяйственные мероприятия: все восприимчивое поголовье нутрий в государственных и частных хозяйствах лечат абактаном или энрофлоном в течение 3– 7 дней, через 2 недели вакцинируют против сальмонеллеза; ограничивают производственные связи с неблагополучными по сальмонеллезу хозяйствами и населенными пунктами; устанавливают строгий ветеринарно-санитарный режим за содержанием и кормлением нутрий; закрепляют постоянных лиц и транспорт для обслуживания нутриеводческой фермы; запрещают ввоз и вывоз нутрий из угрожаемой зоны, торговлю на рынках нутриями, мясом; оповещают население об угрозе распространения болезни и установленных в связи с этим ограничениями; усиливают ветеринарно-санитарный надзор на рынках, мясокомбинатах, предприятиях, заготавливающих и перерабатывающих продукты и сырье, полученное от убоя нутрий;

проводят массово-разъяснительную работу среди населения по недопущению распространения сальмонеллеза нутрий.

Снятие карантина. Хозяйство (пункт) объявляют благополучным через 15 дней после последнего случая заболевания или гибели животных, проведения в нем вакцинации нутрий и заключительных ветеринарно-санитарных мероприятий. Ввоз нутрий в бывший неблагополучный пункт и угрожаемую зону допускается после их вакцинации против сальмонеллеза в хозяйствах-поставщиках, которые обязаны сделать об этом соответствующую запись в ветеринарном документе.

2.2.9.4. Комплексная система профилактики энтерококковой инфекции нутрий Диагностика энтерококковой инфекции. Диагностику энтерококковой инфекции проводят с учетом эпизоотологических, клинических, патоморфологических данных и подтверждением лабораторных исследований. Для проведения лабораторных исследований в ветеринарную лабораторию направляют 2-3 трупа павших нутрий или кусочки пораженных органов, завернутые в пергаментную бумагу, целлофановый пакет.

Бактериологическое исследование включает обнаружение возбудителя в исходном материале методом световой микроскопии, выделение чистой культуры посевом на питательные среды или методом биопробы, идентификацию возбудителя по тинкториальным, культурально-морфологическим, ферментативным, серологическим и патогенным признакам с использованием микротест-систем ММТ-Е1 и ММТ-Е2.

Мероприятия по профилактике энтерококковой инфекции нутрий.

Профилактика энтерококковой инфекции основывается на проведении комплекса технологических, зоогигиенических, ветеринарно-санитарных и специфических мероприятий, направленных на повышение резистентности организма матери и новорожденного молодняка, снижение уровня контаминации помещений репродукторного отделения фермы возбудителями болезни и предотвращения заражения нутрий в период их рождения и выращивания патогенными микроорганизмами через корма, объекты внешней среды. При этом исходят из особенностей содержания и выращивания молодняка, присущих каждому виду животных.

С целью предупреждения возникновения энтерококковой инфекции у новорожденных животных своевременно проводят вакцинацию маточного поголовья и молодняка вакцинами против энтерококковой инфекции в сроки и в дозах, указанных в наставлениях по их применению. Мы рекомендуем для специфической профилактики стрептококкоза применять вакцины, изготовленные по разработанной нами технологии из штаммов, выделенных непосредственно в конкретном хозяйстве. Наряду с вакцинами применяют следующие препараты: иммуномодуляторы (поливедрин, вестин, левамизол, полиоксидонин, Т- и В-активин и др.), которые вводят одновременно с вакциной одно- или двукратно согласно наставлению по их применению; поливалентную гипериммунную сыворотку, а также бактериофаг в соответствии с действующими наставлениями по их применению; нормальные глобулины сывороток крови животных.

Препарат вводят внутримышечно или подкожно по 0,7 мл на 1 кг массы тела один раз в сутки в течение 2–3 дней.

Для предупреждения заболевания энтерококковой инфекции нутрий руководители, специалисты, рабочие хозяйств (ферм), предприятий по приемке, транспортировке и переработке нутрий и сырья, заготовительные конторы, склады, граждане-владельцы нутрий обязаны строго выполнять утвержденные ветеринарносанитарные правила для нутриеводческих ферм.

Ветеринарные специалисты нутриеводческих хозяйств (ферм), кооперативных организаций, обществ нутриеводов-любителей, а также учреждений государственной ветеринарной сети обязаны: обеспечить систематическое наблюдение за состоянием нутрий в зоне обслуживания; проводить плановые профилактические прививки против энтерококковой инфекции, обратив внимание на иммунизацию нутрий, содержащихся вокруг заготовительных контор, складов, баз и холодильников мехового сырья, перерабатывающих предприятий.

Мероприятия по ликвидации энтерококковой инфекции. По установлению диагноза на энтерококковую инфекцию администрация района (города) в порядке, предусмотренном Федеральным законом «О ветеринарии», по представлению главного ветеринарного врача района (города) выносит решение об объявлении хозяйства (фермы), населенного пункта (его отдельной самостоятельной части – в зависимости от эпизоотической обстановки) неблагополучными по энтерококковой инфекции и установлении карантина. В решении указывают точные границы эпизоотического очага болезни, неблагополучного пункта, угрожаемой зоны, а также определяют основные мероприятия по ликвидации болезни в неблагополучном пункте и ее профилактике в угрожаемой зоне.

По условиям ограничений в неблагополучном пункте запрещают: ввоз и вывоз нутрий, продуктов их убоя, шкурок, инвентаря и кормов; перегруппировку нутрий;

организацию выставок и других мероприятий, связанных со скоплением нутрий;

торговлю нутриями, продуктами их убоя, шкурками; обмен животными между нутриеводами; заготовку и скармливание нутриям травы и сена из мест, где могли находиться больные или имелись трупы этих животных.

В неблагополучном хозяйстве (пункте): проводят точный учет всего поголовья нутрий; для лечения больным нутриям задают с кормом энрофлон в дозе 0,25 г на 1 кг массы тела животного в течение 7 дней или лучше абактан внутримышечно в дозе 10 мг/кг массы в течение 3 дней. Затем данное поголовье вакцинируют против стрептококкоза; проводят тщательную механическую очистку и дезинфекцию нутриеводческих ферм, выгульных дворов, оборудования, а также помещений, где содержались животные у граждан-владельцев нутрий; шкурки от нутрий из неблагополучных пунктов (хозяйств) дезинфицируют в процессе их технологической обработки на перерабатывающем предприятии согласно действующей инструкции по дезинфекции шкурок.

Мероприятия в зоне, угрожаемой по заносу возбудителя энтерококковой инфекции. В угрожаемую зону входит территория с населенными пунктами и хозяйствами, непосредственно прилегающими к неблагополучному по энтерококковой инфекции пункту, а также хозяйства, которые в течение последнего месяца имели производственные связи с неблагополучным пунктом по ввозу нутрий, кормов для них или другие хозяйственные связи.

В угрожаемой зоне проводят следующие ограничительные, ветеринарносанитарные и хозяйственные мероприятия: все восприимчивое поголовье нутрий в государственных и частных хозяйствах вакцинируют против энтерококковой инфекции;

ограничивают производственные связи с неблагополучными по энтерококковой инфекции хозяйствами и населенными пунктами; устанавливают строгий ветеринарносанитарный режим за содержанием и кормлением нутрий; закрепляют постоянных лиц и транспорт для обслуживания нутриеводческой фермы; запрещают ввоз и вывоз нутрий из угрожаемой зоны, торговлю на рынках нутриями, мясом; оповещают население об угрозе распространения болезни и установленных в связи с этим ограничениями; усиливают ветеринарно-санитарный надзор на рынках, мясокомбинатах, предприятиях, заготавливающих и перерабатывающих продукты и сырье, полученное от убоя нутрий; проводят массово-разъяснительную работу среди населения по недопущению распространения энтерококковой инфекции.

Снятие карантина. Хозяйство (пункт) объявляют благополучным через 15 дней после последнего случая заболевания или гибели животных, проведения в нем вакцинации нутрий и заключительных ветеринарно-санитарных мероприятий. Ввоз нутрий в бывший неблагополучный пункт и угрожаемую зону допускается после их вакцинации против энтерококковой инфекции в хозяйствах-поставщиках, которые обязаны сделать об этом соответствующую запись в ветеринарном документе.

2.2.10. ЭКОНОМИЧЕСКАЯ ЭФФЕКТИВНОСТЬ ВНЕДРЕНИЯ НАУЧНЫХ РАЗРАБОТОК В ПРОИЗВОДСТВО 2.2.10.1 Экономическая эффективность использования ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции Для характеристики экономической эффективности профилактических мероприятий, направленных на предотвращение заболевания, падежа животных, потерь продукции животноводства и других последствий болезней, используются следующие показатели: фактический и предотвращенный экономический ущерб, экономический эффект, полученный в результате проведения ветеринарных мероприятий, экономический эффект на рубль затрат или окупаемость. При применении ассоциированной вакцины для профилактики стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий экономическая эффективность составила 434460,72 руб, а окупаемость – 23,61 руб. на 1 рубль затрат.

2.2.10.2. Экономическая эффективность лечения нутрий при стрептококкозе, колибактериозе, сальмонеллезе, и энтерококковой инфекции Для характеристики экономической эффективности лечебных мероприятий при стрептококкозе, колибактериозе, сальмонеллезе и энтерококковой инфекции нутрий используется система показателей: фактический и предотвращенный экономический ущерб, экономический эффект, полученный в результате проведения ветеринарных мероприятий, экономический эффект на рубль затрат или окупаемость. Экономическая эффективность, полученная в результате проведения мероприятий при лечении стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции, составила 31850,04 рубля, а окупаемость ветеринарных мероприятий на 1 рубль затрат – 7,68 рубля.

ВЫВОДЫ:

1.В звероводческих хозяйствах Краснодарского и Ставропольского краев, Ростовской области среди инфекционных болезней нутрий доминируют стрептококкоз, колибактериоз, сальмонеллез и энтероккоковая инфекция. За последние 10 лет из общего числа заболевших и погибших от инфекционных болезней нутрий на Северном Кавказе в отдельные годы доля стрептококкоза составляет 7-85 %, колибактериоза — 976 %, сальмонеллеза — 16-52 %, энтерококковой инфекции — 16-58 %. Указанные болезни в хозяйствах региона у нутрий часто регистрируются как ассоциативное заболевание.

2.Доминирующими возбудителями стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции у нутрий в условиях Северного Кавказа являются Streptococcus pneumoniae, Streptococcus zooepidemicus группы С, Escherichia coli серогруппы 01 и 055, Salmonella typhimurium, Enterococcus faecalis группы Д.

Изученны антигенные, биологические свойства, вирулентность изолированных из организма больных нутрий возбудителей болезней в данном регионе.

3.Стрептококкоз у молодых нутрий вызываемый видами S.pneumoniae, S.zooepidemicus группы С, на Северном Кавказе протекает остро, подостро и хронически, сопровождается гепатитом, серозно-катаральной, нередко геморрагической бронхопневмонией, нефритом, серозно-катаральным и геморрагическим гастроэнтеритом с высокой летальностью зверей. У самок наблюдаются аборты на различных стадиях беременности. Дана характеристика патоморфологических и гистологических изменений органов и тканей нутрий при этой инфекции.

4.Колибактериоз у молодых нутрий, вызываемый E.coli серогрупп 01 и 055, протекает остро и подостро, сопровождается геморрагическими гастроэнтеритом, гепатитом, у самок часто регистрируются аборты. Дана характеристика патоморфологических и гистологических изменений в органах и тканях павших нутрий при этой инфекции.

5.Сальмонеллез у нутрий, вызываемый Salmonella typhimurium, протекает остро и хронически с поражениями желудочно-кишечного тракта (геморрагический гастроэнтерит, колит), печени (некротический гепатит), почек (некротический нефрит), селезенки, дыхательной системы (катаральная бронхопневмония). Дана характеристика патоморфологических и гистологических изменений органов и тканей нутрий при этой инфекции.

6.Энтерококковая инфекция у нутрий, вызываемая Enterococcus faecalis группы D, протекает остро и хронически; у самок часто наблюдаются аборты, у молодняка - серозно-катаральная бронхопневмония, геморрагический гастроэнтероколит, нефрит, некротический гепатит. Дана характеристика патологоанатомических и гистологических изменений органов и тканей нутрий при этой инфекции.

7.Разработана и освоена в Армавирской биофабрике технология приготовления ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий из штаммов, изолированных из организма больных зверей в эпизоотическом очаге в условиях Северного Кавказа.

8.Ассоциированная вакцина против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции безвредна, слабореактогенна, антигенно активна, обладает высокой иммуногенностью (в условиях производства и лаборатории защищает более 80% привитых животных). В звероводческих хозяйствах вакцина вводится внутримышечно молодняку нутрий двукратно: первая доза 1 мл, вторая — 1,мл спустя 10 дней после первой.

9.Напряженный иммунитет у привитых ассоциированной вакциной против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий в 45-дневном возрасте, сохраняется в течение 9 месяцев.

10.Экономическая эффективность внедрения ассоциированной вакцины против стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий в звероводческих хозяйствах Северного Кавказа составляет 26 рублей на 1 рубль затрат.

11.Для лечения нутрий при стрептококкозе, колибактериозе, сальмонеллезе и энтерококковой инфекции предложены дозы и режим использования абакана.

Экономическая эффективность использования абакана составляет 7,68 рубля на 1 рубль затрат.

12.Разработаны и внедрена в звероводческих хозяйствах Северного Кавказа комплексная система диагностики, лечения и специфической профилактики стрептококкоза, колибактериоза, сальмонеллеза и энтерококковой инфекции нутрий с высоким экономическим эффектом.

ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ Научные разработки автора внедрены в звероводческих хозяйствах Краснодарского и Ставропольского краев, Ростовской области. Научные разработки вошли в следующие нормативно-технические документы:

1. Рекомендации по профилактике и ликвидации колибактериоза нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

2. Рекомендации по профилактике и ликвидации сальмонеллёза нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

3. Рекомендации по профилактике и ликвидации стрептококкоза нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

4. Рекомендации по профилактике и ликвидации энтерококковой инфекции нутрий в Краснодарском крае (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

5. Рекомендации по лабораторной диагностике стафилококкоза и стрептококкоза животных (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

6. Рекомендации по лабораторной диагностике энтеробактериальных инфекций у животных (утверждены администрацией Краснодарского края, 2005).

7. Рекомендации по профилактике и ликвидации стрептококкоза нутий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.2008 г.).

8. Рекомендации по профилактике и ликвидации сальмонеллёза нутрий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.2008 г.).

9. Рекомендации по профилактике и ликвидации колибактериоза нутрий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.2008 г.).

10. Рекомендации по профилактике и ликвидации энтерококковой инфекции нутрий (утверждены Россельхозакадемией, протокол №4 от 18.11.2008 г.).

11. Технические условия по приготовлению ассоциированной вакцины против стрептококкоза, сальмонеллеза, колибактериоза и энтерококковой инфекции нутрий.

(СТО 00482849-0037-2009; утверждены Россельхознадзором 03.02.2010 г.).

12. Инструкция по применению вакцины ассоциированной против колибактериоза, стрептококкоза, сальмонеллёза и энтерококковой инфекции нутрий (утверждена Россельхознадзором 03.02.2010 г.) Список работ, опубликованных по теме диссертации:

1. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Рекомендации по профилактике и ликвидации стрептококкоза нутрий в Краснодарском крае. - Краснодар, 2005.- 29с.

2. Шевченко А.А., Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Пак Н.Е. Рекомендации по профилактике и ликвидации сальмонеллеза нутрий в Краснодарском крае. - Краснодар, 2005. - 38с.

3. Черных О.Ю., Шевченко Л.В., Шевченко А.А. Рекомендации по профилактике и ликвидации колибактериоза нутрий в Краснодарском крае. - Краснодар, 2006. - 31с.

4. Шевченко Л.В., Шевченко А.А., Черных О.Ю.. Теоретическое и экспериментальное моделирование эпизоотологической и экологической безопасности выращивания нутрий// Сб. тезисов конф. грантодержателей регионального конкурса Российского фонда фунд. исслед. и администрации Краснодарского края «ЮГ РОССИИ». Краснодар, 2006.- С. 174-175.

5. Черных О.Ю., Шевченко Л.В., Шевченко А.А. Рекомендации по профилактике и ликвидации энтерококковой инфекции нутрий в Краснодарском крае. - Краснодар, 2007.- 21с.

6. Черных О.Ю., Шевченко Л.В., Шевченко А.А. Лабораторная диагностика инфекционных болезней животных// Методические указания по изучению дисциплины и задания для контрольных работ студентам заочного обучения факультета ветеринарной медицины по специальности 111201 - «Ветеринария».- Краснодар, КубГАУ, 2007. - 21 с.

7. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Стрельников В.В., Шевченко Л.В. Пищевые токсикоинфекции и токсикозы (учебное пособие с грифом МСХ РФ). Краснодар, 2007. - с. 173.

8. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Патент РФ №2301076 от 06.02.2006г. Способ изготовления вакцины ассоциированной против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий.

9. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В., Сусский Е.В. Патент РФ №2316344 от 19.07.2006г. Вакцина ассоциированная против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий.

10. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В., Сусский Е.В. Патент РФ №2316345 от 19.07.2006г. Способ изготовления вакцины ассоциированной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий.

11. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Патент РФ №2301680 от 27.06.2007г. Вакцина ассоциированная против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий.

12. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Патент РФ №2301681 от 27.06.2007г. Вакцина ассоциированная против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий.

13. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Инфекционные болезни нутрий в Краснодарском крае// Ж-л «Ветеринария». М., - 2007. - №11. -С. 23-26.

14. Шевченко А.А., Шевченко Л.В., Черных О.Ю. Специфическая профилактика инфекционных болезней пушных зверей// Ж-л «Вестн. ветеринарии». 2007.- №40-41(12).- С. 144-148.

15. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Иммунологическая реактивность нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза// Ж-л «Успехи современного естествознания». 2007. - №8. - С. 72-74.

16. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Технология изготовления ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий// Ж-л «Успехи современного естествознания».- 2007. -№8. - С. 74-75.

17. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий// Материалы междунар. науч.-практ. конф. - Ростов-на-Дону., 2007. - С. 73.

18. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Технология изготовления ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий// Материалы междунар. науч.-практ. конф. НИИ БИОЛОГИИ ЮФУ. - Ростовна-Дону., 2007. - С. 74.

19. Шевченко Л.В., Шевченко А.А., Черных О.Ю. Теоретическое и экспериментальное моделирование эпизоотологической и экологической безопасности выращивания нутрий// Сб. тез. науч. конф. грантодержателей региона, конкурса РФФИ и администрации Краснодарского края «ЮГ РОССИИ».- Краснодар, 2007. - С. 188-189.

20. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Гематологические и биохимические показатели у нутрий, привитых ассоциированной вакциной// Труды междунар. науч.-практ. конф., посвященной 50-летию ВНИИВВиМ. - Покров, 2008. - С.

204-207.

21. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий// Труды междунар. науч.-практ. конф., посвященной 50-летию ВНИИВВиМ. - Покров, 2008. - С. 208-212.

22. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Иммунобиологическая реактивность нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза// «Изв. вузов. Сев.-Кавказ.

региона». - Ростов на Дону. - 2008. - №1. - С. 91-93.

23. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Динамика морфобиохимического статуса нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза// «Вестн. Саратовского, госагроунивеситета им. Н. И. Вавилова». Саратов - 2008. - №2. - С.56-58.

24. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Динамика морфобиохимического статуса нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза// «Изв. вузов. Сев.Кавказ. региона». - Ростов на Дону. - 2008. - №4. - С. 80-81.

25. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Динамика гематологических и биохимических показателей у нутрий после иммунизации ассоциированной вакциной// Ж-л «Труды КубГАУ». Краснодар. - 2008. - № 3(12). - С. 164-167.

26. Шевченко Л. В., Черных О. Ю., Анников В.В. Биотехнология изготовления ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий// Ж-л «Вестн. Саратовского госагроуниверситета им. Н. И.

Вавилова». Саратов. - 2008. - №4. - С.53-57.

27. Черных О.Ю., Шевченко Л. В., Стрельников В. В., Шевченко А. А.

Биологические особенности, болезни нутрий и кроликов// Учебное пособие с грифом МСХ РФ. - Краснодар, 2008. -551с.

28. Шевченко А. А., Черных О. Ю., Шевкопляс В.Н., Шевченко Л. В.

Рекомендации по лабораторной диагностике стафилококкозов и стрептококкозов животных. - Краснодар, 2008. - 31с.

29. Шевченко А. А., Черных О. Ю., Шевкопляс В.Н., Шевченко Л. В.

Рекомендации по лабораторной диагностике энтеробактериальных инфекций животных// Краснодар, 2008. - 131с.

30. Шевченко А. А., Черных О. Ю., Шевченко Л. В. Динамика морфобиохимического статуса нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза// Ж-л «Ветеринария и кормление». М., -2008. -№3. -С. 14-16.

31. Черных О.Ю. Ассоциированная вакцина против стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий// Ж-л «Фундаментальные исследования». 2008. - №4.

-С. 71-72.

32. Черных О.Ю. Гематологический статус нутрий, привитых ассоциированной вакциной против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции// Ж-л «Фундаментальные исследования». -2008. - №4. -С. 72-73.

33. Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Шевченко А.А. Теоретическое и экспериментальное моделирование эпизоотологической и экологической безопасности выращивания нутрий// Материалы науч. конф. получателей грантов конкурса РФФИ и администрации Краснодарского края «ЮГ РОССИИ».-Краснодар, 2008. - С. 76-77.

34. Шевченко Л.В., Шевченко А.А., Черных О.Ю. Ассоциированная вакцина против колибактериоза, сальмонеллеза и стрептококкоза нутрий// Ж-л «Ветеринарная Патология».М., - 2008. -№1 (24). - С. 109-113.

35. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Рекомендации по диагностике, профилактике и лечению стрептококкоза нутрий// - М, РАСХН, 2008.- 29. с.

36. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Рекомендации по диагностике, профилактике и лечению сальмонеллеза нутрий//. - М., РАСХН, 2008.-38. с.

37. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Рекомендации по диагностике, профилактике и лечению колибактериоза нутрий// - М., РАСХН, 2008.-31с.

38. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Рекомендации по диагностике, профилактике и лечению энтерококковой инфекции нутрий// - М., РАСХН, 2008.-21. с.

39.Шевченко А.А., Стрельников В.В., Шевченко Л.В., Черных О.Ю.

Микробиология// Учебное пособие для студентов высших учебных заведений биологических и экологических специальностей. Краснодар: КубГАУ, 2008. -450с.

40. Черных О.Ю. Энтерококковая инфекция нутрий// Ж-л «Ветеринария». – М., 2009. - №1. С. 22-24.

41. Шевченко А. А., Черных О. Ю., Шевкопляс В.Н., Шевченко Л. В.

Лабораторная диагностика инфекционных болезней животных. -Краснодар, 2009, - 589с.

42. Черных, О.Ю. Ассоциированная вакцина против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий// Ж-л «Кролиководство и звероводство». – М., 2009. - №1. - С. 17-19.

43. Черных О.Ю. Эпизоотологические особенности распространения инфекционных болезней нутрий на Северном Кавказе// Ж-л «Труды КубГАУ». – Краснодар, 2009, - № 1. –С.119-122.

44. Черных О.Ю. Ассоциированная вакцина против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий// Ж-л «Труды КубГАУ». – Краснодар, -2009, - №1, -С. 116-118.

45. Шевченко А.А., Шевченко Л.В., Черных О.Ю., Ширванян Т.А.

Микробиология// Учебное пособие для студентов высших учебных биологических и экологических специальностей. Краснодар, Куб.ГАУ, 2009. 145с.

46. Черных О.Ю., Шевченко А.А., Шевченко Л.В. Инфекционные болезни нутрий на Северном Кавказе// Материалы научно-практич.конф., посвященной 40летию института. Щелково, 2009, с.386.

47. Черных О.Ю. Иммунобиологические свойства ассоциированной вакцины против колибактериоза, сальмонеллеза, стрептококкоза и энтерококковой инфекции нутрий// Материалы научно-практич.конф., посвященной 40-летию института.

Щелково, 2009, с.393.







© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.