WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

На правах рукописи

УДК 575.1:579.852.11 Хасанов Фуат Каримович Идентификация новых генов дрожжей S. pombe и их роль в рекомбинационной репарации ДНК

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

03.01.07 – молекулярная генетика Москва 2011

Работа выполнена в Учреждении Российской академии наук Институте биологии гена РАН (ИБГ РАН)

Научный консультант:

доктор биологических наук, профессор Северинов Константин Викторович

Официальные оппоненты: член-корр. РАН, доктор химических наук, профессор Лаврик Ольга Ивановна доктор биологических наук, профессор Богданов Юрий Федорович доктор биологических наук, профессор Глазков Михаил Васильевич

Ведущая организация: Учреждение Российской академии наук, Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН, Москва

Защита диссертации состоится «23» мая 2011 года в «____» часов на заседании Диссертационного совета Д002.037.01 при Учреждении Российской академии наук Институте биологии гена РАН (ИБГ РАН) по адресу: 119334, г. Москва, ул. Вавилова, д.34/5.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Института молекулярной биологии им. В.А.Энгельгардта РАН по адресу: 119991, г. Москва, ул. Вавилова, д.32.

Автореферат разослан «_____»______________2011 года.

Ученый секретарь Диссертационного совета, кандидат фармацевтических наук Грабовская Л.С.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы Двуцепочечные разрывы ДНК представляют собой серьезную опасность для жизнеспособности клеток и стабильности генома. Они являются наиболее тяжелыми повреждениями ДНК в клетке и возникают либо спонтанно во время нормального клеточного метаболизма, либо в результате действия экзогенных ДНК повреждающих факторов, таких как, ионизирующая радиация и канцерогены. Не репарированные или неправильно репарированные разрывы ДНК могут приводить к мутациям, геномным перестройкам и к генетической нестабильности, обычно обнаруживаемой в опухолевых клетках высших эукариот.

В ответ на повреждение ДНК происходит остановка клеточного цикла, индуцируется транскрипция репарационных генов и включаются различные пути репарации ДНК. Эти процессы регулируются механизмами контроля клеточного цикла, чекпойнтами повреждения ДНК, предотвращающими вхождение клетки в S-фазу или митоз до тех пор, пока повреждение ДНК не будет репарировано. Механизмы контроля клеточного цикла являются одной из составляющих клеточного ответа на повреждения ДНК, обеспечивая выживание клетки и стабильность ее генома.

Среди известных клеточных репарационных механизмов, рекомбинационная репарация является безошибочным процессом, обеспечивающим высокую точность наследования генетической информации, поскольку использует информацию неповрежденной сестринской хроматиды или хромосомы-гомолога для репарации разрыва ДНК. В Escherichia coli белок RecA выполняет центральную роль в функции рекомбинационной репарации и включает образование RecA нуклеопротеинового филамента на одноцепочечной ДНК, инвазию RecA ДНК - филамента в гомологичную дуплексную ДНК для последующей реакции обмена цепи ДНК, как завершающей стадии рекомбинационного процесса.

Изучение репарации ДНК у высших эукариот главным образом сконцентрировано на анализе генетических заболеваний, связанных с дефектами репарации повреждений генетического материала. Однако, в основе прогресса в этой области лежит выявление генов и установление их организации в биохимические пути репарации повреждений ДНК в низших одноклеточных эукариотах, например, в дрожжах Saccharomyces cerevisiae. Изучение репарации двуцепочечных разрывов ДНК в почкующихся дрожжах S. cerevisiae показало, что эпистатическая группа генов RAD52 вовлечена в рекомбинационную репарацию. Ряд исследований выявил эволюционную консервативность некоторых компонентов механизма рекомбинационной репарации у почкующихся дрожжей. Гомологи генов RAD52 группы были идентифицированы в других эукариотических организмов, включая человека.

Гены S. cerevisiae RAD51, RAD55 и RAD57 кодируют белки гомологичные белку E. coli RecA. Белок Rad51 образует нуклеопротеиновый филамент во многом сходный с RecAфиламентом на одноцепочечной ДНК. Однако, оставалось не ясным, является ли функциональная диверсификация RecA-подобных белков в почкующихся дрожжах уникальной особенностью этого организма или общей особенностью механизмов рекомбинационной репарации и в других эукариотах. В бактерии Myxococcus xanthus были идентифицированы два гена RecA, что могло указывать на их функциональную диверсификацию RecA-подобных генов.

Эта диверсификация была расширена в клетках почкующихся дрожжей с тремя RecAподобными белками с функцией в репарации ДНК (Rad51, Rad55 и Rad57) и мейоз - специфичным белком Dmc1. Ситуация у млекопитающих оказалась даже более сложной, чем у дрожжевых клеток. Было идентифицировано уже семь генов, кодирующих белки с гомологией к E. coli RecA.

Нами были проведены исследования по изучению механизмов рекомбинационной репарации в бактериальных клетках, Bacillus subtilis. В частности, были выделены новые гены с функциями в рекомбинационной репарации ДНК и мейозе, а также охарактеризованы фенотипы мутаций в этих генах. Для определения минимальной гомологии ДНК, необходимой для рекомбинации гомологичных участков ДНК в бактериальных клетках, была развита система, способная дифференцировать события гомологичной и негомологичной (незаконной) рекомбинации. Выявлена линейная зависимость частоты гомологичной рекомбинации от длины гомологии ДНК и обнаружено, что приблизительно 70 нуклеотидов достаточно для гомологичной рекомбинации. Гомологичная рекомбинация не обнаруживалась при гомологии рекомбинирующих молекул ДНК в 25 нуклеотидов. Процесс рекомбинационной репарации уже был на начало выполнения настоящей работы наиболее хорошо исследован у бактерий, но недостаточно полно у дрожжей и мало изучен у млекопитающих и человека. В связи с этими обстоятельствами продолжение наших исследований механизмов репарации ДНК было перенесено на новый объект, где в качестве модельной системы нами был использован эукариотический организм - делящиеся дрожжи Schizosaccharomyces pombe. Выбор нового объекта для наших исследований был не случайным. Во-первых, дрожжи S. pombe представляют собой удачную модель для изучения репарации ДНК, включая репарацию с помощью гомологичной рекомбинации. Механизм рекомбинационной репарации в клетках делящихся дрожжей был практически не исследованным. Не были идентифицированы RecAподобные белки, за исключением Rhp51, гомолога S. cerevisiae Rad51, и их возможные функции в образовании нуклеопротеинового филамента у этого организма. Во-вторых, по структурной и функциональной организации геном дрожжей S. pombe эволюционно удален как от почкующихся дрожжей S. cerevisiae, так и от млекопитающих. Медиальное деление клеток, интрон - экзонная организация генома, сплайсинг РНК, контроль клеточного цикла и эффективная незаконная рекомбинация - все это у S. pombe более сходно с клетками позвоночных, чем с S. cerevisiae. В-третьих, был начат проект по секвенированию генома S.

pombe (http://www.sanger.ac.uk/) и базы данных последовательностей ДНК были доступны для анализа, в отличие от аналогичного проекта по секвенированию генома B. subtilis, который оставался длительное время закрытым, поскольку носил коммерческий характер.

Представленная работа направлена на решение фундаментальной задачи - понимание механизмов рекомбинационной репарации в эукариотических организмах, в частности в клетках дрожжей S. pombe. Проведенные исследования могут послужить основой для изучения этих механизмов, в виду их эволюционной консервативности, в клетках человека с выходом на генетические заболевания. Они также важны и для понимания процессов гомологичной рекомбинации при генных манипуляциях с клетками высших организмов.

Цель и задачи исследования Основной целью диссертационной работы является выяснение молекулярных механизмов рекомбинационной репарации ДНК в эукариотах на примере изучения молекулярной структуры и функции белков - медиаторов образования Rad51нуклеопротеинового филамента в рекомбинационной репарации S. pombe.

В настоящем исследовании были поставлены следующие задачи:

1. Идентифицировать с помощью методов компьютерного анализа профиля белков новые RecA – подобные белки в клетках дрожжей S. pombe.

2. Определить функцию новых RecA – подобных белков в процессах репарации повреждений ДНК и в других клеточных метаболических процессах.

3. Обнаружить генетические взаимодействия между генами с целью понимания генетического контроля ранних фаз рекомбинационной репарации.

4. Провести цитологический анализ белков репарации индуцированных повреждений ДНК в вегетативных клетках (визуализация фокусов для репарационных белков) с целью определения их клеточной локализации.

5. Провести генетический анализ для определения функции генов в мейозе.

6. Определить возможные комплексы, образуемые белками рекомбинационной репарации в клетках дрожжей S. pombe.

7. Провести молекулярный анализ репарационных белков с целью определения участков (доменов), важных для их функций в репарации ДНК.

Научная новизна и практическая ценность работы:

Впервые идентифицированы три новых гена (rhp55+, rlp1+ и sfr1+) в клетках дрожжей S.

pombe с функцией в рекомбинационной репарации двуцепочечных разрывов ДНК, два из которых, rhp55+ и rlp1+, кодируют белки S. pombe с гомологией к E. coli RecA.

Открыт новый путь сборки Rad51 – нуклеопротеинового филамента, действующий параллельно Rad51-паралогам Rhp55-Rhp57 и Rlp1. Полученные данные опровергают общепринятую модель одного линейного пути образования Rad51 – филамента в клетках дрожжей и позволяют рассматривать возможность многообразия механизмов медиаторных путей в клетках высших эукариот.

Показан новый Cds1 - независимый путь в механизме толерантности к УФ – повреждениям ДНК в дрожжах S. pombe, контролируемый белком Sfr1.

Идентифицирован новый домен (PSA) в белке Sfr1, используемый в качестве модуля для ассоциации с Rad51Sp, ключевым белком гомологичной рекомбинации. Молекулярный анализ привел к идентификации белков с потенциальными PSA повторами и в других эукариотических организмах, что позволяет предположить консервативность этих доменов в низших эукариотах, в частности, в грибах.

Знание и изучение молекулярных механизмов эукариотической рекомбинационной репарации является важным с точки зрения молекулярной патологии болезней человека и их возможной терапии. Поскольку ионизирующая радиация используется в качестве инструмента в медицинских диагностических целях и терапии рака, необходимо более полное понимание клеточных ответов на возможные повреждения ДНК. Радиационная устойчивость раковых клеток создает ряд проблем для противораковой терапии, вызывая повышенную репарационную способность таких клеток. Повышенные уровни рекомбинации, наблюдаемые у людей с такими синдромами с предрасположенностью к раку как синдромы Блюма или Вернера, первично вызывают геномную нестабильность в клетках больных людей. Наличие прямой связи между предрасположенностью к раковым заболеваниям молочной железы и яичника и репарационными процессами было продемонстрировано обнаружением взаимодействия онкогенных белков BRCA1 и BRCA2 с ключевым белком рекомбинационной репарации Rad51.

Апробация работы:

Результаты работы были представлены на следующих симпозиумах и конференциях: FASEB Conference on Genetic Recombination (Snowmass Village, Snowmass, Colorado, USA, 1997 и 2004);

Symposium on Molecular and Cellular Mechanisms of Genetic Recombination (Osaka, Japan, 1998);

International Conference “Molecular Genetics of Eukaryotes” (Москва, 2003); Meeting of International Research Scholars of Howard Hughes Medical Institute (1996-2005); Scientific Meeting on DNA Repair, Recombination & Replication (Zurich, Switzerland, 2006); 4th Int. Moscow Conference on Computational Molecular Biology MCCMB’09 (Москва, 2009); International Symposium «Control of Gene Expression and Cancer» (Москва, 2010; Межинститутском семинаре «Хромосома» (Москва, 2006 и 2011).

Публикации:

По результатам диссертации опубликованы 22 печатные работы, из которых 15 статей в российских и международных журналах и 7 тезисов докладов и материалов конференций.

Объем и структура диссертации:

Диссертация изложена на 263 страницах и состоит из разделов: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты исследования, обсуждение результатов, выводы и список литературы. Диссертация содержит 58 рисунков и 21 таблицу. Библиография включает 2литературных источников.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

rhp55 + кодирует новый белок S. pombe с гомологией к RecA При анализе базы данных нами была идентифицирована открытая рамка считывания (хромосома I в S. pombe, смежная с геном ras1+), способная кодировать полипептид со значительной гомологией к бактериальному белку RecA. Была обнаружена высокая гомология между транслированными аминокислотными последовательностями нового белка и белка S.

cerevisiae Rad55 (Рис.2). Ген был назван rhp55+ (rad homolog pombe 55), не только из-за гомологии в последовательностях, но и из-за результатов, полученных в функциональном анализе, обсуждаемых ниже. Анализ открытой рамки считывания для rhp55+ обнаружил присутствие NTP - связывающих мотивов (Walker боксов A и B), типичных для RecA-подобных белков. Для идентификации полной кодирующей последовательности нового гена проведен скрининг кДНК библиотеки S. pombe, используя в качестве пробы 314 н.п. ПЦР фрагмент кДНК, окружающий Walker боксы. Полученная плазмида содержала вставку кДНК размером 1.44 т.п.н., для которой ручным секвенированием была определена нуклеотидная последовательность клонированной ДНК (AF053410 в GenBank). кДНК включала как полную открытую рамку считывания для rhp55+, так и 5’- и 3’ – не транслируемые районы.

Рис.1. Экзон – интронная структура гена делящихся дрожжей rhp55+. Открытая рамка считывания для гена rhp55+ показана в виде не закрашенной стрелки. Прямоугольник, закрашенный черным цветом, представляет собой область интрона. Числа указывают нуклеотиды кодирующей последовательности rhp55+.

Была обнаружена поли - (T)24 последовательность, соответствующая polyA в мРНК, в 3’ конце кДНК (положение 1303 от инициирующего кодона ATG). 1443 п.н. кДНК включала открытую рамку считывания размером 1050 п.н., которая могла быть транслирована в белок из 350 аминокислотных остатков с молекулярной массой 38,900. Обнаружен один интрон (44 п.н.) рядом с инициирующим ATG кодоном (Рис.1). Первый экзон включает в себя 16 нуклеотидов кодирующей последовательности. В 5’ - области, предшествующей гену rhp55+, в экспериментах «primer extension» были картированы три возможные точки инициации транскрипции (-100, -153 и -182). Идентифицированы два потенциальных TATA-бокса:

TAAAATAA (положение -235) и TATAAA (-283). В 3’ не транслируемом районе был обнаружен возможный сигнал полиаденилирования в положении 1116 (ATTAAT), также как и возможные сигналы терминации синтеза мРНК (TTTTTA) в положениях 1181 и 1253.

Сравнение аминокислотных последовательностей Rhp55 с E. coli RecA и другими родственными белками почкующихся и делящихся дрожжей обнаружило значительный уровень идентичности между ними (Рис.2В). Самый высокий уровень гомологии среди пяти белков определен в центральной части белков, окружающих NTP - связывающие мотивы A и B.

Попарное сравнение (GCG Sequence Analysis Software Package) показало наивысшую степень гомологии между Rhp55 и S.cerevisiae Rad55 (24.2% идентичности и 48.2% сходства в аминокислотных последовательностях). Дендрограмма показывает тесное сходство Rhp55 с S.cerevisiae Rad55, чем к Rad57, Dmc1 или Rad51 (Рис.2С).

Рис.2. «Родственные» связи между эукариотическими RecA-подобными белками. (B) Сравнение аминокислотных последовательностей белка S. pombe Rhp55 с другими RecA-подобными белками S.

cerevisiae и S. pombe. Сравнение проведено при использовании программ Pile-Up (GCG;) и Boxshade (Bioinformatics Group, ISREC). Идентичные аминокислоты закрашены черным цветом, сходные аминокислоты – серым цветом, которые представлены как P, A, G, S и T; E, D, N и Q; V, I, L и M; F, W и Y; K, R и H. Большими точками показаны консервативные остатки аминокислот в последовательности RecA, важные для структуры белка и его функции. (C) Дендрограмма была создана при использовании программы Pile-Up (GCG;). Sc, S. cerevisiae; Sp, S. pombe; Hs, Homo sapiens.

rhp55+ транскрибируется в вегетативно растущих клетках и индуцируется в мейозе.

Экспрессия гена rhp55+ была изучена в вегетативно растущих клетках и в мейотическом цикле. В синхронизированном мейотическом цикле тотальная РНК была проанализирована на присутствие rhp55-специфичных мРНК. Результат этого эксперимента (Рис.3) показал, что ген rhp55+ экспрессируется в митотических делящихся клетках до вхождения в мейоз (точка времени - 0 часов) и в мейозе (точки времени- 2-10 часов).

Рис.3. Индукция экспрессии гена rhp55+ в мейозе. Тотальная РНК была проанализирована с помощью Нозерн – гибридизацией в указанных временных отрезках после индукции мейоза. Уровень сигналов определяли с помощью фосфоримаджера (ImageQuant). В качестве контроля для нормализации уровней экспрессии транскрипта rhp55 использовали ген byr1+.

Был обнаружен только один вид мРНК размером приблизительно 1.4 т.п.н. на Northern блотах, что соответствовало размеру выделенной кДНК. В течение мейоза экспрессия гена градуировано увеличивалась с максимумом экспрессии при 8 часах, что соответствовало мейотической профазе первого мейотического деления. Уровень rhp55+ транскрипта был нормализован в каждой точке времени мРНК byr1+ в качестве контроля. Полученные данные позволяют предположить, что ген rhp55+ экспрессируется при вегетативном росте и в мейозе.

rhp55 + является геном репарации повреждений ДНК.

Чтобы определить, является ли ген rhp55+ вовлеченным в репарацию повреждений ДНК, мы сконструировали его нуль - аллель с помощью гомологичной рекомбинации. Полная открытая рамка считывания для rhp55 была замещена генами ura4+ или arg3+. Делеционный мутант был жизнеспособным в гаплоидных клетках, указывая на то, что rhp55+ не существенен для митотического роста. Мы тестировали чувствительность делеции rhp55::ura4+ к алкилирующему агенту ММС и УФ-свету. Было показано, что мутант rhp55 чувствителен к ММС и в меньшей степени к УФ-свету при 30°C (Рис.4А). Чувствительность к ММС была ниже, чем у мутантов rhp51 и rhp54. Чувствительность мутанта rhp55 к УФ-свету при 30°C была более выраженной при высоких дозах УФ (Рис.4А). При 18°C мутант rhp55 показал более высокую чувствительность к ММС и УФ. При этих условиях выживаемость мутантов rhpбыла не отличимой от выживаемости мутантов rhp51 и rhp54. Был изучен также эффект ионизирующего излучения. На Рис.4 показаны кривые выживаемости мутанта rhp55 при обработке его -лучами при двух температурах (30°C и 20°C). Эти данные демонстрируют, что ген rhp55+ вовлечен в репарацию повреждений ДНК, индуцированных -лучами, вызывающих преимущественно двуцепочечные разрывы ДНК. Чувствительность к -лучам повышается при низких температурах, как это было обнаружено и для ММС- и УФ-повреждений (Рис.4А).

Таким образом, rhp55+ является новым геном репарации повреждений ДНК в делящихся дрожжах.

кДНК rhp55+ комплементирует дефект в репарации повреждений ДНК, вызванный мутацией rhp55.

Чтобы выяснить функциональную связь rhp55+ с известными гомологами S. cerevisiae, была исследована способность кДНК rhp55+ комплементировать ММС-чувствительность мутантов S.cerevisiae rad51, rad55 и rad57. Для этого кДНК rhp55+ помещали на центромерные плазмиды под контроль набора промоторов S.cerevisiae различной силы. Все эти конструкции после их трансформации в S. cerevisiae не были способны комплементировать ММСчувствительность мутантов rad51, rad55 или rad57. Отсутствие межвидовой комплементации между почкующимися и делящимися дрожжами является общим случаем и отражает эволюционную дивергенцию между двумя организмами.

Рис.4. Чувствительность мутанта rhp55 к ММС и УФ. (A) Тест на выживаемость мутанта rhp55 к ММС и УФ. Был проведен дроп - тест на чувствительность к ММС и УФ. Были использованы штаммы дикого типа, rhp55, rhp51, rhp54 и rad22. (Б) Комплементация ММС и УФ - чувствительности мутанта rhp55 клонированными кДНК и близкородственными копиями генов. Штаммы инкубировали при указанных температурах.

S. pombe Rhp55 функционирует в одном пути с Rhp51 и Rhp54.

Генетический анализ двойных мутантов позволяет отнести гены к той или иной эпистатической группе репарации ДНК, которые представляют собой различные пути для репарации специфических повреждений ДНК. Двойные мутанты rhp55 rhp51 и rhp55 rhpпоказали тот же уровень чувствительности к -лучам при 30°C, что и одиночные мутанты rhpи rhp54 (Рис.5). Это указывает, что ген rhp55+ эпистатичен rhp51+ и rhp54+ и функционирует в том же пути репарации ДНК.

Рис.5. Кривые выживаемости одиночных и двойных мутантов по генам репарации двухцепочечных разрывов ДНК S. pombe при действии гамма - лучей. (A) Для клеток rad22, rhp55 и rad22 rhp55. (Б) Для клеток rhp51, rhp55 и rhp51 rhp55. (В) Для клеток rhp54, rhp55 и rhp54 rhp55.

Рис.6. Эпистатический анализ генов rhp51+, rhp54+ и rhp55+ по репарации ММС и УФ - повреждений ДНК при 30°.

Клетки rhp55 содержат аберрантные нуклеусы и показывают повышенное содержание ДНК.

Мутант rhp55 не показал выраженного слабого ростового фенотипа, но при 18оС наблюдался слегка замедленный рост. Окрашивание вегетативных клеток rhp55 с DAPICalcofluor обнаружило присутствие приблизительно 17% элонгированных клеток, которые были, по крайней мере, в два раза длиннее клеток дикого типа, и эти клетки содержали аберрантные нуклеусы (Рис.7А). Это наблюдение в дальнейшем подкрепилось флуоресцентным анализом мутантов rhp55 (Рис.). Клетки дикого типа при росте в условиях ограниченного азота накапливаются в фазе G1 (Рис.7Б, верхняя панель). Это позволяет видеть два пика, один из которых соответствует G1 с 1n ДНК, второй – клетки G2 с 2n ДНК. Экспоненциально растущие клетки дикого типа делящихся дрожжей в полной среде содержат, главным образом, 2n или большее количество ДНК.

Рис.7. Флуоресцентная микроскопия и FACS анализ мутанта rhp55. (A) DAPI и Calcofluor двойное окрашивание клеток дикого типа и rhp55. (Б) Результаты FACS анализа. Слева, графики подсчета клеток при окрашивании пропидиум йодидом; справа, графики распределение клеток с пиками интенсивности флуоресценции пропидиум йодида и суммарной интенсивности. Результаты показывают гетерогенную природу клеток и организацию ядра. Контрольные клетки дикого типа росли в минимальной среде с ограничением источника азота в случае определения содержания ДНК клеток на стадиях клеточного цикла G1 и G2 (верхний ряд).

Это связано с тем, что делящиеся дрожжи большую часть времени своего клеточного цикла проводят в фазе G2, и поэтому, после завершения синтеза ДНК (S фаза), клетки остаются еще не разделенными (Рис.7Б, средняя панель). Однако, в мутанте rhp55 пик интенсивности флуоресценции пропидиума йодида сдвинут в направлении большего содержания ДНК.

Распределение клеток (Рис.7Б, нижняя панель) также указывает на большую гетерогенность размеров клеток и содержания ДНК у мутанта по сравнению с диким типом. Приблизительно 48% мутантных клеток содержали ДНК, превышающее значение в 2n, по сравнению с 26% в клетках дикого типа. Таким образом, клетки rhp55 показывают дефекты в ядерной морфологии и содержании ДНК.

Делеция гена S. pombe rhp55 приводит к нарушениям мейоза и вызывает небольшое снижение мейотической рекомбинации.

Мы исследовали мейотические фенотипы клеток S. pombe rhp55. В результате этого исследования было установлено, что белок Rhp55 имеет функцию в мейозе. Доказательством этого являются следующие полученные данные. Во-первых, мутант показал сниженную эффективность споруляции и жизнеспособность спор (Табл.1 и 2). Вероятно, ряд летальных мейотических событий было связано с накоплением геномных аберраций до мейоза, что выявлено цитологическим анализом вегетативно растущих клеток. Большая часть мутантных клеток rhp55, по-видимому, имеют нормальное содержание ДНК, что может говорить о том, что не вся мейотическая летальность обусловлена предмейотическими событиями.

Жизнеспособность спор у мутантов rhp55 в делящихся дрожжах значительно выше, чем у мутантов rad55 в почкующихся дрожжах (<2.5%) (Табл.2). Одной из возможных причин может быть различие в числе хромосом у этих видов дрожжей. Во-вторых, ген rhp55+ транскрипционно индуцируется в мейозе (Рис.3). В-третьих, мейотическая рекомбинация снижена в мутантах rhp55 (Табл. 3 и 4). Наблюдаемое снижение может быть недооценено, так как могло быть проанализировано только жизнеспособное потомство. Более того, анализ мейотической рекомбинации приводит к отбору только жизнеспособных мейотических продуктов, которые могли возникать главным образом при скрещивании партнеров лишь с нормальным содержанием ДНК. Причина этих различий между делящими и почкующимися дрожжами остается не известной. Полученные данные позволяют заключить, что белок Rhpнеобходим для эффективного мейоза в делящихся дрожжах.

Таблица 1. Споруляция в S. pombe rhp55 Штамм Споры Аски Вегетативные Эффективность Снижениеa клетки споруляции (%) Дикий тип 19.3 ± 3.3 9.2 ± 2.9 69.9 ± 4.1 26.9 ± 4.rhp55 4.6 ± 0.6 4.0 ± 0.7 90.8 ± 1.0 10.2 ± 3.0 2.a Кратность снижения эффективности споруляции приведена относительно скрещивания клеток дикого типа.

Таблица 2. Жизнеспособность спор в S. pombe rhp55.

Штамм Тетрады с жизнеспособными спорами Число % жизн-ных Снижение тетрад спор 4 3 2 1 w.t 64 13 3 2 0 82 92.rhp55 11 26 25 15 9 68 54.4 1.rad22 0 4 9 18 15 46 26.1 3.rad22 13 11 10 2 0 36 74.3 0.rhprhp51 0 0 0 5 11 16 7.8 11.Таблица 3. Меотическая внутригенная рекомбинация в мутантах S. pombe rhpХромосомы и аллели Прототрофы/106 Снижение жизнеспособных спорa рекомбинацииb Дикий тип rhp55 II L ade7-150 x ade7-152 443 ± 119 405 ± 92 1.III R ade6-469 x ade6-M375 474 ± 53 164 ± 42 2.III R ade6-469 x ade6-M26 8920 ± 1454 5772 ± 227 1.a Среднее и стандартное отклонение из трех независимых скрещиваний. b Снижение рекомбинации показано относительно скрещиваний клеток дикого типа. (L) Левые и (R) правые плечи хромосом II и III, соответственно.

Таблица 4. Мейотическая межгенная рекомбинация в мутантах S. pombe rhpХромосома и интервал Рекомбинанты (%)а Снижение рекомбинацииb Дикий тип Rhp55 I R his1 - lys7 20.3 ± 3.1 11.1 ± 0.7 1.II L ade7 – arg6 10.1 ± 1.5 5.9 ± 0.4 1.III R ade6 – arg1 36.0 ± 0.1 25.7 ± 1.8 1.a Среднее и стандартное отклонение от трех независимых скрещиваний. Для каждого интервала было проанализировано 1000–1100 случайных спор. b Снижение рекомбинации дано относительно скрещиваниям клеток дикого типа. (L) Левые и (R) правые плечи хромосом I, II и III, соответственно.

Rhp55 и Rhp57 взаимодействуют in vivo.

Двугибридный анализ позволил обнаружить взаимодействие между двумя гомологами Rad51 в S. pombe, Rhp55 и Rhp57 (Рис.8А). Не были обнаружены взаимодействия Rhp55-Rhpили Rhp57-Rhp57. Таким образом, Rhp55, по-видимому, взаимодействует с Rhp57 в соотношении 1:1. Существование комплекса Rhp55-Rhp57 в дрожжевой клетке подтверждено иммунопреципитацией белков. Для иммунопреципитации были использованы антитела к Rhpи показано, что белки Rhp55 и Rhp57 могут быть вместе иммунопреципитированны (Рис.8Б, дорожка 6).

A 9887654332140.2.3 2.DBD: 57 57 55 55 57 AD: - 55 - 57 57 Б экстракт IP экстракт IP pHA-Rhp55 + - + + - + + - + + - + pRhp57 - + + - + + - + + - + + -57(кролик) + + + + + + HARhpRhp1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 IB: -57(крыса) IB: -HA(мышь) В экстракт IP экстракт IP pHA-Rhp55 + - + + - + + - + + - + pRhp57 - + + - + + - + + - + + -HA(мышь) + + + + + + HARhpRhp1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 IB: -55(кролик) IB: -57(крыса) Рис.8. Белки Rhp55 и Rhp57 строго взаимодействуют между собой и образуют комплекс in vivo. (A) Взаимодействие в дрожжевой двугибридной системе. (Б) Имунопреципитация белков Rhp55 и Rhp57, используя антитела против Rhp57. (В) Иммунопреципитация белков Rhp55 и Rhp57 с антителами к HA.

Обнаружение Rhp55 было выполнено с использованием антител к HA, поскольку белок Rhpбыл слит с HA эпитопом. В контрольном штамме, в котором белок Rhp57 не экспрессировался, белок Rhp55 не был преципитирован (Рис.8В, дорожка 4), что указывает на то, что HA-Rhpпросто сам не преципитировался. В штамме, теряющем HA-Rhp55, белок Rhp57 был преципитирован (Рис.8, дорожка 5, слева), но HA-специфичный сигнал не был обнаружен (Рис.8, дорожка 5, справа). Специфичность использованных антител была продемонстрирована в грубых клеточных экстрактах с антителами анти-Rhp57 (Рис.8Б, дорожки 1–3, слева) или антителами анти-HA (Рис.8В, дорожки 1–3, справа). Комплексы Rhp55-Rhp57 были также обнаружены в реципрокных иммунопреципитационных экспериментах с использованием b-gal. activity (Miller units) антител анти-HA для преципитации белка Rhp55 (Рис.8В, дорожки 6). Контрольные эксперименты продемонстрировали специфичность взаимодействия (Рис.8, дорожки 4 и 5) и специфичность антител (Рис.8, дорожки 1–3).

Мутации в Walker мотиве «A» белков Rhp55 и Rhp57 приводят к ослабленной репарации ДНК.

Ранее было показано, что мутации в консервативных аминокислотных остатках бокса Walker «A» (GxxxxGKT/S), ответственного за связывание и гидролиз АТФ у белка S. cerevisiae Rad55, но не Rad57, полностью устраняло функцию белка Rad55 в репарации повреждений ДНК. Мы задались вопросом, могут ли эквивалентные мутации в боксе «А» Rhp55 и Rhpприводить к нарушению репарации ММС - индуцированных повреждений ДНК.

Консервативный лизин в пределах мотива GKT бокса «А» в белках Rhp55 и Rhp57 был замещен аланином или аргинином, с образованием двух мутантных аллелей, rhp55K57A и rhp55K57R, а также rhp57K106A и rhp57K106R, соответственно. Мы генерировали штаммы с хромосомными мутациями в боксе Walker «А» генов rhp55+ и rhp57+ с помощью замещения аллелей дикого типа. Чувствительность возникающих мутантов к ММС-инддуцированным повреждениям определяли в дроп-тесте (Рис.9).

Рис.9. Мутации в Walker A боксе Rhp55p и Rhp57p вызывают дефект в репарации ММСиндуцированных повреждениях ДНК. Последовательные разведения клеток из поздней логарифмической фазы роста были нанесены на чашки в присутствии ММС или без ММС. Чашки были инкубированы при 30° или 22°–23°. (A) Дроп-тест со штаммами дикого типа, rhp55, rhp55K57A и rhp55K57R. (Б) Дроп-тест штаммов дикого типа, rhp57, rhp57K106R и rhp57K106A. (В) Дроп-тест и количественное определение фракции элонгированных клеток штаммов дикого типа, rhp55K57A, rhp55K57R, rhp55, rhp55K57A rhp57K106A и rhp55K57R rhp57K106R. Фракция элонгированных клеток была определена подсчетом в экспоненциально растущих культурах при 23°. По крайней мере, микроскопически было изучено 1000 клеток.

Мутации K57A и K57R в rhp55+, и K106A и K106R в rhp57 приводили к чувствительности клеток к ММС в сравнении с изогенными клетками дикого типа, и этот эффект был более выражен при низкой температуре инкубации клеток (Рис.9). Однако, мутантные штаммы были значительно более устойчивыми к ММС, чем штаммы с делециями генов rhp55+ или rhp57+.

Комбинация KA мутаций в обеих субъединицах гетеродимера приводила к чувствительности клеток сравнимой с уровнем делеционного мутанта rhp55 (Рис.9). Более того, KR двойные мутанты также показали синергичное увеличение в чувствительности к ММС (Рис.9). Это показывает, что домен связывания и гидролиза АТФ в обоих белках является мажорным детерминантом функциональности комплекса Rhp55 - Rhp57 в репарации ММСиндуцированных повреждений ДНК. В обоих мутантах, rhp55 и rhp57, замещение лизина аргинином имело строгий эффект на клеточную жизнеспособность в присутствии ММС, чем замена лизина аланином (Рис.9). Однако, экспрессия мутантных белков Rhp55K57A или Rhp55K57R и Rhp57K106A или Rhp57K106R на высоко-копийных плазмидах приводила к восстановлению дефекта в репарации ММС-индуцированных повреждений соответствующих делеционных мутантов rhp55 и rhp57 (Рис.10А и Б). Это указывает на то, что потребность в функции АТФ связывания/гидролиза Rhp55 и Rhp57 в репарации ММС повреждений может быть преодолено массой мутированного белка. Это также демонстрирует, что уровень мутантного белка критичен для возникающего клеточного фенотипа и позволяет предположить, что различие в репарационных дефектах между хромосомными мутациями KA и KR может быть результатом измененной стабильности белка. Поскольку как Rhp55, так и Rhp57, являются белками с очень низкой базальной экспрессией и не могут напрямую обнаруживаться в тотальном клеточном белковом экстракте, используя антитела к Rhp55 или к Rhp57, мы решили определить уровни белков Rhp57 дикого типа и мутантного белка Rhp57 в условиях их повышенной экспрессии. Те же штаммы, что и в дроп-тесте, (Рис.9) были использованы для индукции экспрессии белка при двух температурах, 22°С и 30°С, и белок Rhp57 был напрямую иммунообнаружен в клеточных экстрактах. На рис.10В показано, что мутантные белки Rhp57K106A и Rhp57K106R менее стабильны (дорожки 2–3 и 6–7), чем белок дикого типа (дорожки 4 и 8) при обеих температурах. Более того, в то время как при 30° оба мутантных белка показывают сходные уровни экспрессии, Rhp57K106R был менее стабильным при 22°С, чем Rad57K106A (дорожки 6 и 7). Тем не менее, экспрессируемое количество белка Rad57K106R было достаточным для комплементации репарационного дефекта клеток rhpпри 22°С (Рис.10Б). Эти данные коррелируют с небольшим различием в чувствительности к ММС у мутантов K106A и K106R при 30°С и с более строгим репарационным дефектом клеток K106R, чем K106A при 22°С (Рис.10Б). Таким образом, полученные результаты показывают, что нуклеотид-связывающие мотивы белков Rhp55 и Rhp57 критичны для функции гетеродимера в репарации ДНК. Наши данные позволяют также предположить, что различие между репарационными фенотипами, определяемыми мутациями KR и KA в Walker боксе «A» в гене rhp57+ и, допуская это для гена rhp55+, обусловлено различной стабильностью соответствующих мутантных белков.

Рис.10. Повышенная экспрессия мутантных белков Rhp55 и Rhp57 супрессирует чувствительность соответствующих делеционных мутантов rhp55 и rhp57. (A) Дроп-тест штамма rhp55, трансформированного пустым вектором pIRT2, pIRT2-rhp55+, pIRT2-rhp55K57A и pIRT2-rhp55K57R. (Б) Дроп-тест штамма rhp57, трансформированного плазмидами pREP1, pREP1-rhp57+, pREP1rhp57K106A и pREP1-rhp57K106R. Последовательные разведения клеток из поздней логарифмической фазы роста были нанесены на селективные минимальные среды с ММС (0.004%) или без ММС. Чашки были инкубированы при 30°С или 22°С. (В) Клеточные уровни нативного или мутантного белка Rhp57 в условиях повышенной экспрессии. (Б). Экспрессия белка была индуцирована на среде EMM без тиамина в течение 18 часов при 30°С или в течение 48 часов при 22°С. Нативные и мутированные белки Rhpбыли визуализированы с помощью Вестерн-блоттинга с использованием антител к Rhp57.

Эффект мутаций в доменах связывания/гидролиза АТФ на функцию комплекса Rhp55-Rhp57 в клеточной пролиферации.

Ранее нами выявлено нарушение клеточной пролиферации в мутантах rhp55 и rhp57 в виде накопления элонгированных клеток с аберрантным нуклеусом. Мы проверили, сохраняют ли штаммы rhp55 с K57A- и K57R, и rhp57 с K106A- и K106R дефект в клеточной пролиферации, как и штаммы с делециями в соответствующих генах. В экспоненциально растущих клетках rhp55 и rhp57 при 30°, 17-18%, соответственно, клетки были элонгированы, по крайней мере, в два раза. Мутантные клетки rhp55K57A и rhp55K57R, также как и rhp57K106A и rhp57K106R, не показали повышенных уровней в элонгации клеток (<1.1%) ни при 30оС, ни при 22оС. Таким образом, мутации в нуклеотид-связывающих доменах в одной из субъединиц, Rhp55 или Rhp57, не нарушают функцию гетеродимера в клеточной пролиферации. Однако двойные мутанты rhp55K57A rhp57K106A и rhp55K57R rhp57K106R показывают тот же строгий дефект в клеточной пролиферации (24 и 17%, соответственно), что и мутант rhp55 (27%; Рис).

Из этих данных можно сделать вывод о том, что функция АТФ-азы обеих субъединиц гетеродимера необходима не только для репарации индуцированных повреждений ДНК, но также и для успешной репликации ДНК. Однако, по сравнению с репарационным дефектом, один функциональный АТФ связывающий/гидролизующий домен на гетеродимер является достаточным, чтобы эффективно поддерживать нормальную клеточную пролиферацию.

Белки репарации двуцепочечных разрывов ДНК S. pombe образуют комплексы.

К настоящему времени, уже есть экспериментальные доказательства в пользу того, что белки рекомбинационной репарации функционируют в виде белковых комплексов в клетках почкующихся дрожжей и человека. Используя дрожжевую двугибридную систему, мы выполнили глобальный анализ взаимодействий между всеми известными белками S. pombe с функцией в репарации разрывов ДНК. Эти взаимодействия отражены на диаграмме (Рис.11) в сравнении с известными белками S. cerevisiae. Указанные взаимодействия не обязательно происходят одновременно, а скорее носят временный и последовательный характер. Среди них такие ассоциации как Rhp51-Rhp51, Rhp55-Rhp57 и Rhp51-Rhp54 эволюционно консервативны, поскольку подобные ассоциации обнаружены для их гомологов в S. cerevisiae. Оба гомолога дрожжевого Rad52 в S. pombe, Rad22 и Rti1 могут образовывать мультимеры и находиться в комплексе с RPA. Более того, белок Rad22 может ассоциировать с белком Rti1 и действовать с ним совместно в рекомбинационной репарации. Следует также отметить, что, несмотря на общую схему взаимодействий, порядок использования доменов связывания у белков или субъединиц белкового комплекса отличается между двумя видами дрожжей, как это продемонстрировано для взаимодействий Rad51Sp-(Rad22-Rti1) и Rad51Sp-(Rhp57-Rhp55), соответственно. Поэтому, способ взаимодействия между некоторыми компонентами предполагаемой "репарасомы" не является консервативным между отдаленно родственными дрожжами.

Рис.11. «Репарасомы» в двух видах дрожжей, S. pombe и S. cerevisiae.

Функция генов rhp51+ и rhp55+ необходима для процесса переключения типа спаривания как механизма «половой» дифференциации в делящихся дрожжах.

Механизм переключения типа спаривания в клетках делящихся дрожжей инициируется двуцепочечным разрывом ДНК в локусе mat1. К настоящему времени мало данных, касающихся роли белков рекомбинационной репарации в процессе переключения типа спаривания в клетках S. pombe. Для определения возможной роли белков рекомбинационной репарации S. pombe Rhp51 и Rhp55 в переключении типа спаривания тетрадным анализом были сконструированы гомоталличные штаммы с делециями в соответствующих генах. Клетки h90 с делециями в генах rhp51+ и rhp55+ сегрегируют гетероталличные h- и h+ йод – негативные колонии со сниженным уровнем образования двуцепочечных разрывов ДНК или не обнаруживаемым вовсе. Таким образом, секториальный фенотип клеток h90 с делециями обоих генов и их сегрегация на гетероталличные клетки указывают на важность функции генов rhp51+ и rhp55+ в механизме переключения типа спаривания (Рис.12). Организация района типа спаривания в этих сегрегантах была проанализирована гибридизацией и секвенированием ДНК.

Проведенные исследования показали, что h+ сегреганты имеют h+N или h90 конфигурацию области mat, тогда как конфигурация h- сегреганта была h90 типа. Мы интерпретировали образование негативных производных штамма h90 rhp55 со стабильной (+) или (-) конфигурацией типа спаривания как результат ошибок репарационного синтеза и образования мутаций в mat1:1, влияющих на уровень разрывов ДНК. Возникающие перестройки ДНК в локусе mat1 у сегрегантов, по-видимому, являются следствием аберрантной конверсии гена.

Можно допустить, что инвазия цепи ДНК в гомологичную ДНК донора является менее эффективной без участия белка Rhp55 и происходит с использованием вырожденных последовательностей ДНК, затрагивая нуклеотидную последовательность смежную с mat1:1.

Рис.12. Колонии штаммов с генотипами, указанных на рисунке. Колонии штаммов были обработаны парами йода на среде MEA. Темное окрашивание показывает присутствие спор, которые формируются после переключения типа спаривания, образования зигот и мейоза. «Крапчатые» колонии показывают области уменьшенного образования спор, указывая на дефект переключения типа спаривания.

rlp1+ кодирует новый RecA-подобный белок S. pombe с высокой гомологией к белку человека XRCC2.

Проанализировав базу данных S. pombe с помощью программы TBLASTN 1.4.11 и используя аминокислотную последовательность Rhp55 в качестве матрицы, нами была обнаружена еще одна открытая рамка считывания SPBC1685.11 на космиде SPBC16(картирована на хромосоме II), способная кодировать новый полипептид со значительной гомологией к белкам, принадлежащим к семейству белков Rad51/RecA. Ген был назван rlp1+ (RecA-like protein 1). Открытая рамка считывания для rlp1+ состоит из 1094 п.н., которые могли быть транслированы в белок из 363 аминокислот с молекулярной массой 41,700. Три TAA стоп кодона предшествовали ATG кодону, что делало высоковероятным использование этого кодона для инициации трансляции. Rlp1 имеет высокую степень гомологии к Rad51-паралогу у человека, XRCC2, особенно в его N-терминальной части (Рис.13А).

А H s X R C C 2 1 - - - - - - M C S A F H R A E S G T E L L A - - - - - R L E G R S S L K E I E P N L F A D E - - - - - - - - D S P V H G D I L E F H G P E G T G K T E M L Y H L S p R a l 1 1 - - M N A A E W V A E L K R K S Q I E S F K - - - - - E Q K G L V Y D D H I E K V L Y S - - - - - - - - - - - G S V N G T L L V I E G N S C S G K T E L L Y H L R e c A 1 M A I D E N K Q K A L A A A L G Q I E K Q F G K G S I M R L G E D R S M D V E T I S T G S L S L D I A L G A G G L P M G R I V E I Y G P E S S G K T T L T L Q V H s X R C C 2 6 2 T A R C I L P K S E G G L E V E V L F I D T D Y H F D M L R L V T I L E H R L S Q S - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - S E E I I K S p R a l 1 6 3 A S N V L L R S S - - - - Q E L V L I V S S E W D W S I K R L T F I L H E R L I S S R G V S Q T C K C N C A V K L E N E S T V H L Q N A A R E D G T D E D I N S R e c A 8 1 I A A A Q R E G K - - - - T C A F I D A E H A L D P I Y A R K L G V D I D N L L C S - - - - Q P D - - - - - - - - T G E Q A L E I C D A L A R S G A V D V I V V H s X R C C 2 1 1 0 Y C L G R F F L V Y - - - - - - - - - - - - - - - C S S S T H L L L T L Y S L E S M F C S H P S L C L L I L D S L S A F Y W I D R V N G - - - - - - - - - - - S p R a l 1 1 3 9 N S V N D V S L S S G E T M L Q F P E H E E Q H E C N R E M E Q L Y E S A S S T V Y P C S F W E D A E R K I D A Q C A I L W P M E F S G V V E S I P Q S T K D L R e c A 1 4 5 D S V A A L T P K A E I E G - - - - - - - E I G D S H M G L A A R M M S Q A M R K L A G N L K Q S N T L L I F I N Q I R M K I G V M F G N P E - - - - - - - - T H s X R C C 2 1 6 3 - - - G E S V N L Q E S T L R K C S - - - - - - Q C L E K L V N D Y R L V L F A T T Q T I M Q K A S S S - - - S E E P S H A S R R L C D V D I D Y - R P Y L C K S p R a l 1 2 1 9 L R I W K E A K I Q M H E D F R C N K T E F N E A C F D A S S S R L G C I L M D G L S T F Y W Q L R L E R G Y T Q V Y A D L Q N R L C T S S K L F G C P V V C T R e c A 2 1 0 T T G G N A L K F Y A S V R L D I R R I G A V K E G E N V V G S E T R V K V V K N K I A A P F K Q A E F Q I L Y G E G I N F Y G E L V D L G V K E K L I E K A G H s X R C C 2 2 3 0 A W Q Q L V K - - - - - - - - H R M F F S K Q D D S Q S - S N Q F S L V S R C L K S N S L K K H F F I I G - E S G V E F C - - - - - - - - - - S p R a l 1 2 9 9 N W L L N N K Q - - - - - - - H L P I Q C K R F R S E R R A N A R F Y L E N C V S K L G E T F Y L S V K G V Q T K T E M A S P Y S Q Q E M E K V R e c A 2 9 0 A W Y S Y K G E K I G Q G K A N A T A W L K D N P E T A K E I E K K V R E L L L S N P N S T P D F S V D D S E G V A E T N E D F - - - - - - - Б Рис.13. Сравнение аминокислотных последовательностей S. pombe Rlp1 с Rhp51 делящихся дрожжей и XRCC2 человека, и связь Rlp1p с другими RecA-подобными белками. (A) Черные и серые тени указывают на идентичные и сходные аминокислотные остатки, соответственно. (Б) Дендрограмма, показывающая связь между эукариотическими RecA-подобными белками, была получена с помощью программы ClustalX. Sp, S. pombe; Sc, S. cerevisiae, Hs, Homo sapiens.

Сравнение с аминокислотной последовательности S. pombe Rhp51 показывает, что белок Rlpструктурно отличен, но при этом сохраняет ряд консервативных остатков. Попарное сравнение белковых последовательностей показывает, что Rlp1 имеет 28% идентичность и 44% сходность с белком человека XRCC2, и в меньшей степени гомологичен с S. pombe Rhp51 (22% идентичности и 38% сходства) и с Rhp55 (20% идентичности и 34% сходства). Таким образом, Rlp1 может представлять третий паралог S. pombe Rad51. Сравнительный и молекулярный филогенетический анализы c использованием программы ClustalX версии 1.81, также показывают наиболее близкое сходство между белками Rlp1 и XRCC2 (Рис.13Б). Анализ последовательности белка Rlp1 обнаружил присутствие Walker «A» бокса (GxxxxGKT/S), однако, остался не определенным Walker «B» бокс, как и у XRCC2 человека. В настоящее время мы не знаем, обладает ли Rlp1 АТФ-гидролизной активностью и важна ли эта активность для его функции. Комплекс hXRCC2-RAD51D обладает ДНК-стимулирующей АТФ-азной активностью. Все эти данные могут указывать на то, что как в дрожжах, так и в позвоночных существует функциональная дивергенция среди субъединиц гетеромерных комплексов паралогов с только одной субъединицей, сохраняющей АТФ-связывающую функцию. Подобно XRCC2, белок Rlp1 также может быть вовлечен в такой ассиметричный комплекс в качестве партнера с неактивным АТФ-связывающим сайтом. В скринниге белков, взаимодействующих с Rlp1 были выделены белки нового комплекса, Sws1 и Rdl1 (Rusell et.al., 2006). Rdl1 является еще одним Rad51 паралогом в клетках S. pombe с гомологией к Rad51D у человека. Белок S.

pombe Rdl1 характеризуется лишь одним мотивом связывания и гидролиза АТФ, Walker “B”. В комплексе Rlp1-Rdl1 делящихся дрожжей функциональная АТФ-азная активность, повидимому, также зависит от индивидуального вклада Walker “A” и Walker “B” мотивов отдельных ее субъединиц.

rlp1+ является геном репарации повреждений ДНК, действующим в одном пути с rhp51+, rhp54+ и rhp55+.

Для того чтобы проверить наше предположение, что ген rlp1+ вовлечен в репарацию повреждений ДНК, была сконструирована делеция гена. Нуль-мутант оказался жизнеспособным в гаплоидных клетках, указывая на то, что ген rlp1+ не является существенным для митотического роста. Мутант rlp1 показывает умеренную чувствительность к ММС и -лучам, но не чувствителен к УФ-свету и камптотецину (Рис. 14А,Б и Рис.15).

Клеточная линия хомяка irs1, как и клетки цыпленка DT40, с мутациями в гене XRCC(гомолог гена rlp1+ в клетках позвоночных), также показывают умеренную чувствительность к -лучам. Однако, в отличие от клеток irs1, которые экстремально чувствительны к агентам, вызывающим поперечные сшивки ДНК (10-60 кратное), мутант S. pombe rlp1 не чувствителен к митомицину С, хотя высокая чувствительность к ММС у мутантов по RAD51 паралогам в клетках делящихся дрожжей (Рис.14В) остается высокой. Таким образом, несмотря на гомологию Rlp1 с XRCC2, дрожжевой белок не играет какой-либо роли в репарации поперечных сшивок в S. pombe, в отличие от XRCC2 в клетках животных. Это указывает на то, что Rlp1 не является функциональным двойником XRCC2 человека в клетках делящихся дрожжей в отношении репарации поперечных сшивок ДНК, а скорее является паралогом Rad51, выполняющим сходные с ним функции в репарации двуцепочечных разрывов ДНК и имеющим общего предка с XRCC2. Rlp1 функционирует в том же пути репарации ДНК, что и rhp51+, rhp54+, rhp55+ и rad22+ в клетках делящихся дрожжей (Рис.14Г).

Рис.14. Чувствительность к ММС и митомицину С (МС), и эпистатический анализ гена rlp1+. (A) Тест на выживаемость мутанта rlp1 к ММС при двух различных температурах (30C и 23C). (Б) Выживаемость мутанта rlp1 в условиях временного ограничения действия ММС. (В) Тест на чувствительность к митомицину С, вызывающему поперечные сшивки ДНК. (Г) Эпистатический анализ гена rlp1+ в репарации ММС-индуцированных повреждений ДНК.

Рис.15. Эпистатический анализ гена rlp1+ в репарации повреждений ДНК, индуцированных - лучами.

, дикий тип; , rlp1; , rhp51; , rhp55; , rlp1 rhp51; , rlp1 rhp55. Все кривые выживаемости были определены при 30°C.

Рис.16. Тест на чувствительность мутанта rlp1 к агентам, затрудняющим репликации ДНК. (Б) Дроп-тест на чувствительность к 10 µM CPT с использованием 5-кратных последовательных разведений клеточных культур. (А) Кривые УФ выживаемости клеток дикого типа, rlp1 и rhp55.

В отличие от мутантов по другим паралогам Rad51, как S. cerevisiae (rad55, rad57), так и S. pombe (rhp55, rhp57), мутант rlp1 не чувствителен к УФ или камптотецину, ингибитору топоизомеразы I (Рис.16), не участвует в механизме переключении типа спаривания. Более того, двойной мутант rad2 rlp1 жизнеспособен, в отличие от двойных мутантов rad2 с мутациями в генах семейства S. pombe Rad51. Также, в отличие от мутантов по другим митотическим RecA/Rad51-подобным генам S. pombe, делеция rlp1 не приводит к клеточной элонгации и ядерной аберрации. По-видимому, белок Rlp1 не вовлечен в репарацию спонтанных или индуцированных повреждений при спасении репликации гомологичной рекомбинацией, но Rlp1 несет функцию в репарации повреждений, индуцированных ионизирующей радиацией и ММС, и действуют в том же пути, что и другие гены рекомбинационной репарации. Так как мутант rlp1 чувствителен только к высоким дозам ММС, Rlp1 может функционировать в репарации двуцепочечных разрывов, либо индуцированных непосредственно ионизирующей радиацией, либо косвенно, при действии ферментов эксцизии оснований на первичные повреждения, образованные при действии ММС. Однако нельзя исключить того, что Rlpможет участвовать в репарации определенных повреждений, отличных от двуцепочечных разрывов ДНК, возникающих при действии ионизирующей радиации и ММС.

Спонтанная митотическая внутрихромосомная и мейотическая рекомбинации в мутанте rlp1.

Ряд мутантов по генам S. pombe RAD52 группы показывают отличный от клеток дикого типа фенотип для внутрихромосомной митотической рекомбинации. При использовании соответствующих тестов было обнаружено, что мутант rad50 показывает сильное уменьшение в сестринской хроматидной рекомбинации, в то время как rti11 показывал умеренный, а rhp51 и rhp54 - сильный гипер-рекомбинационный фенотип. Был определен уровень спонтанной митотической рекомбинации в мутанте rlp1 измерением частоты сестринской хроматидной рекомбинации. Для этого была использована конструкция с маркером ura+, фланкированном прямыми повторами ade6- гетероаллелей (ade6-469 и ade6-M375) в гаплоидном штамме.

Восстановление ade+ рекомбинантов является результатом гомологичной рекомбинации между ade- аллелями одной сестринской хроматиды (внутри-сестринская) или между аллелями на различных сестринских хроматидах (межсестринская). Было обнаружено снижение частоты сестринской хроматидной рекомбинации в 2.2 раза в мутанте rlp1, что соответствовало 2.кратному уменьшению рекомбинации (метод медианы Lea-Coulson). Этот результат показывает, что rlp1+ играет роль в гомологичной рекомбинации между сестринскими хроматидами в вегетативных клетках.

Какова же потенциальная роль идентифицированного нами белка Rlp1 и образуемого им комплекса с Sws1 и Rdl1 в репарации двуцепочечных разрывов ДНК в клетках делящихся дрожжей? Мы предполагаем, что гетеротримерный комплекс белков участвует на предсинаптической стадии репарационного процесса, на стадии предшествующей действию комплекса Rhp55-Rhp57. В клетках делящихся дрожжей потеря одной из субъединиц комплекса Rlp1-Sws1-Rdl1 приводит к снижению числа Rad22 (гомолога Rad52 в клетках S. cerevisiae и человека) фокусов (Russell et.al. 2006). Таким образом, роль комплекса может сводиться к мобилизации Rad22 к сайтам повреждений (Рис.20).

Sfr1 – высококопийный супрессор нарушения репарации клеток, лишенных S.

pombe Rad51 паралогов, Rhp55 (Rad55Sp) и Rhp57 (Rad57Sp).

С целью поиска новых генов, участвующих в рекомбинационной репарации был проведен скриннинг геномной библиотеки S. pombe на предмет обнаружения высоко-копийных супрессоров ММС-чувствительности клеток с делецией S. pombe Rad51 паралога, гена rhp55+.

Помимо генов rhp51+ и rhp55+ в результате скриннинга были выявлены несколько дополнительных фрагментов геномной ДНК. Среди них наиболее сильной супрессорной активностью обладала вставка ДНК размером 3.4 т.п.н. Клонирование рестрикционных фрагментов, составляющих вставку ДНК, показанное на Рис.17, позволило идентифицировать минимальный участок ДНК (KpnI фрагмент размером 1475 п.н.), обладающий супрессорной активностью. Анализ KpnI фрагмента выявил потенциальную открытую рамку считывания, способную кодировать белок размером 299 аминокислот. Новый ген был назван dds20+ (DNA damage sensitive изолят 20), впоследствии переименованный в sfr1+, согласно новой классификации. Клонирование кДНК копии sfr1+ подтвердило, что ген не имеет интронов.

Интересно, что клонирование кДНК обнаружило антисмысловую РНК, транскрибируемую в противоположном направлении и перекрывающуюся с мРНК sfr1+ (Рис.17). Эта РНК имеет два интрона. Ген sfr1+ соответствует открытой рамке считывания SPBC28F2.07 (хромосома II), идентифицированной в процессе секвенирования генома S. pombe.

Рис.17. Схема делеционного анализа, первоначально клонированного геномного фрагмента ДНК с целью определения минимальной области, обладающей эффектом супрессии. Идентификация открытой рамки считывания sfr1+ как одного из двух противоположно перекрывающихся транскриптов.

Рис.18. sfr1+ - высоко-копийный супрессор репарационных дефектов делеции гена rhp55+, кодирующего Rad51 паралог в S. pombe. (А) Высокая копийность sfr1+ частично супрессирует чувствительность rhp55 к ММС. Тест на чувствительность к ММС штаммов дикого типа и rhp55, несущих вектор или вектор с геном sfr1+; (Б) Высокая копийность sfr1+ супрессирует чувствительность rhp55 к -лучам. (В) Среди мутантов RAD52 группы, высоко-копийный sfr1+ специфически супрессирует только чувствительность делеций по Rad51 паралогам, rhp55 и rhp57 к ММС.

Sfr1 является членом пути рекомбинационной репарации ДНК, который действует в новом Rad51-зависимом пути, параллельно Rad51 паралогам Rhp55-Rhp57 и Rlp1.

Эпистатический анализ (Рис.19) с использованием -лучей и ММС показывает, что белок Sfr1 функционирует в Rad51Sp-зависимом пути рекомбинационной репарации. В то же время был найден взаимный синергизм между Rad51Sp паралогами (rhp55+, rhp57+ и rlp1+) и sfr1+ (Рис.19А, Б, В и Д). Так как все три Rad51 паралога участвуют в Rad51Sp-зависимой рекомбинационной репарации, мы интерпретируем эти данные как свидетельство двух Rad51Spзависимых ветвей рекомбинации/репарации: одна контролируется Rad51 паралогами, а другая - белком Sfr1 (Рис.20). Когда обе ветви элиминированы (мутант sfr1 rhp55), клетки становятся чувствительными к повреждению ДНК, как и клетки мутанта rad51 (Рис. 19Б).

Б A 11wt wt sfrsfr0.rhprhpsfr1 rhprhp0.0.0 15 30 45 60 0 20 40 60 Время в ММС (мин) Время в ММС (мин) Выживаемость l (%) Рис.19. Эпистатический анализ мутанта sfr1 при репарации повреждений, индуцируемых ММС и – лучами. (A) мутант sfr1 проявляет повышенную чувствительность к ММС. Обозначения: треугольники – дикий тип, кружки – sfr1, и квадраты – rhp55. (Б) Синергизм между sfr1 и rhp55 в репарации ММСиндуцированных повреждений. (В) sfr1 и rlp1 аддитивно повышают чувствительность клеток к ММС.

(Г) sfr1 эпистатичен rhp51 и rhp54 в репарации ММС-повреждений. (Д) Эпистатический анализ мутантов sfr1, rhp55 и rlp1 на чувствительность к -лучам (Е). Выживаемость двойных мутантов rhpsfr1 и rhp54 sfr1 при облучении -лучами.

В соответствии с нашей моделью двух путей, Sfr1-Swi5 действует до функции Rhp51, поскольку многокопийность sfr1+ не может компенсировать нарушения в репарации у мутантов по генам нижестоящих факторов, таких как rhp51 и rhp54 (Рис.18). Комплементационный анализ показывает, что два медиаторных пути в клетках S. pombe перекрываются друг с другом.

Повышенная экспрессия sfr1+ частично супрессирует дефекты в репарации и клеточной пролиферации у мутантов rhp55 и rhp57. Хотя два медиаторных пути рекомбинационной репарации частично перекрываются и степень нарушения репарации ДНК в мутантах sfr1 и rhp55 сходна, некоторые фенотипы соответствующих мутантов значительно отличаются. В отличие от мутанта rhp55, который имеет медленный рост, удлиненность клеток, аберантную морфологию ядерного материала, делеция sfr1+ не вызывает видимых эффектов на клеточную пролиферацию/репликацию. Более того, мутант sfr1 rad2 жизнеспособен в отличие от rhp55 rad2 и всех других комбинаций rad2 с известными в настоящее время мутациями по генам RAD52 группы S. pombe.

Рис.20. Модель путей рекомбинационной репарации ДНК в митотических клетках S. pombe. (А) Эпистатический анализ генов репарации RAD52 группы. (Б) Схема двух медиаторных путей. После повреждения ДНК, приводящего к двуцепочечному разрыву, концы ДНК процессируются нуклеазными активностями через частично перекрываемые пути, комплексом Rad50/Rad32/Nbs1 и Exo1. Radнуклеопротеиновый филамент собирается на 3’-выступающих одно-цепочечных концах ДНК замещением RPA через два параллельных механизма, с участием Rad51 паралогов и Sfr1-Swi5. Инвазия цепи инициируется Rad51 филаментом, и дальнейший процессинг приводит либо к репарации ДНК, либо к толерантности УФ повреждений ДНК.

Это говорит о том, что Sfr1 не участвует непосредственно в репарации и возобновлении функции поврежденных репликационных вилок, когда реплисома доходит до надреза ДНК, образуемого в клетках rad2 из-за нелигированных фрагментов Оказаки. Несмотря на отсутствие очевидных дефектов в репликации, мутант sfr1 проявляет умеренную чувствительность к высоким дозам гидроксимочевины и камптотецина, которые блокируют репликацию, истощая пул дезоксинуклеотидтрифосфатов (зависшие репликационные вилки) и ингибируя топоизомеразу I (оборванные вилки репликации), соответственно. Когда репарация двуцепочечных разрывов в течение репликации происходит в условиях делеции rhp55, происходит запуск чекпойнта S-фазы (что видно по клеточной элонгации) и повышенная экспрессия Sfr1 может частично «спасать» этот дефект. Вместе взятые эти данные говорят о минорной роли Sfr1 в восстановлении репликационных вилок после их остановки или коллапса.

Остается не ясным, почему необходимы два медиаторных пути для эффективной сборки Radфиламента. Одно из возможных объяснений, что могут существовать различия в структурных особенностях Rad51 филамента, а также в способе его сборки, например во время репликации (филамент образуется на брешах в одноцепочечной ДНК), или во время репарации разрывов в фазе G2 (филамент образуется на концах, процессированных разрывов ДНК). Наши данные свидетельствуют, что в то время как гетеродимер Rhp55-Rhp57 играет важную роль при репликации ДНК, основная функция белка Sfr1 лежит за пределами S-фазы.

Белок S. pombe Sfr1 взаимодействует с рекомбиназой Rhp51.

В дрожжах паралоги S. cerevisiae Rad51, Rad55-Rad57 и S. pombe Rhp51, Rhp55-Rhp57, являются медиаторами образования нуклеопротеинового Rad51 филамента. Было показано, что в S. pombe существует параллельный Rad51-зависимый путь сборки нуклеопротеинового филамента и идентифицирован новый ген sfr1, контролирующий этот путь. Так как Sfrдействует в Rad51-зависимом пути репарации двуцепочечных разрывов ДНК, мы проверили, используя количественный двугибридный анализ в дрожжах, взаимодействует ли Sfr1 с другими белками, включая Rad51, вовлеченными в рекомбинационную репарацию. Результаты этого анализа, представленные на Рис.21А, показывают, что Sfr1 строго взаимодействует с белком Rad51. Никаких значимых взаимодействий с другими членами RAD52 группы, Rhp54, Rhp55 и Rad22, обнаружено не было. Мейотическая рекомбинация в дрожжах использует функции двух структурно-родственных RecA-подобных белков. Среди них, Rad51 и Dmcкатализируют АТФ – зависимые реакции обмена цепи с гомологичной дуплексной ДНК и образуют нуклеопротеиновые филаменты в мейозе. Поскольку функция гена Sfr1 необходима не только для Rad51, но и для Dmc1-зависимого пути мейотической рекомбинации, мы провели анализ взаимодействий между белками S.pombe Sfr1 и Dmc1, используя дрожжевую двугибридную систему. Был сконструирован N-терминально слитый ген полноразмерного белка Sfr1 на DBD и AD соответствующих векторах и определены попарные взаимодействия между этими белками. Двугибридный анализ показал взаимодействие белков Sfr1 и Dmc1.

Таким образом, как и в случае с Rhp51, так с Dmc1, белок Sfr1 образует временные связи с обеими рекомбиназами делящихся дрожжей.

Для подтверждения результатов двугибридного анализа взаимодействия Sfr1 с Rhp51, был проведен эксперимент по иммунопреципитации белков. Плазмида pESP1, экспрессирующая GST-Rhp51 под контролем nmt промотора, была введена в штаммы sfr1-Myc13 и sfr1, и белок Sfr1-Myc13 был иммунопреципитирован с использованием антител против Myc. Как показано на Рис.21Б (дорожка 2), GST-Rhp51 иммунопреципитируется вместе с гибридным белком Sfr1Myc13. Контрольные иммунопреципитации были сделаны для проверки специфичности использованных антител (дорожка 3) и уверенности, что белок GST-Rad51 не просто преципитировал, или неспецифически связался с шариками Белок G-Сефарозы (дорожка 1).

Наши данные в совокупности показывают сильное взаимодействие между белками Sfr1 и Rhp51.

Рис.21. Белок Sfr1 взаимодействует с Rhp51 in vivo. (A) Дрожжевой двугибридный анализ b взаимодействия Sfr1. Степень увеличения определялась путем выражения специфической активности штаммов, содержащих обе DBD и AD плазмиды по отношению к специфическим активностям штаммов, имеющих только DBD плазмиду и пустой AD вектор. (Б) Белок Sfr1 взаимодействует с Rhp51. GSTRhp51 (дорожки 1 и 2) или только GST (дорожка 3) были экспрессированы в клетках с Sfr1 (дорожка 1) или с Sfr1-Myc13 (дорожки 2 и 3). Анти-Myc иммунопреципитаты были проанализированы с помощью анти-GST иммуноблоттинга.

Образование фокусов Rhp51, индуцированных ионизирующей радиацией, уменьшено в мутанте sfr1.

Исследования, выполненные на дрожжах и позвоночных, показывают, что Rad51паралоги, помогают белку Rad51 в образовании нуклеопротеинового филамента на поврежденной ДНК, что можно идентифицировать цитологически in vivo в виде репарационных фокусов. В клетках S. pombe Rhp51-фокусы, индуцированные ионизирующей радиацией, обнаруживаются в клетках дикого типа, но их число в мутанте rhp55 было уменьшенным.

Поскольку Sfr1 оперирует в Rad51Sp-зависимом пути репарации, параллельном Rhp55-Rhp57, мы тестировали образование Rhp51-фокусов после облучения клеток гамма-лучами.

Хроматиновые спреды были получены из гаплоидных штаммов, экспрессирующих слитые белки GST-Rhp51 и Sfr1-Myc. Плазмида pESP1, экспрессирующая GST-Rhp51, была введена в штаммы дикого типа, sfr1 и sfr1-Myc13. Чтобы проверить, колоколизуются ли белки GSTRhp51 и Sfr1-Myc в S. pombe, были использованы моноклональные антитела против эпитопов GST и Myc. Мы наблюдали отдельные ядерные фокусы при иммуноокрашивании для GSTRhp51 в клетках дикого типа (Рис.22А), sfr1 (Рис.22Б) и sfr1-Myc13 (Рис.22Г),а также фокусы при иммуноокрашивании Sfr1-Myc (Рис.22В). Окрашивание ДНК проводили с помощью DAPI.

Таким образом, белки GST-Rhp51 и Sfr1-Myc экспрессируются в митотическом клеточном цикле и локализуются в ядерных фокусах. Распределение сигналов для GST-Rhp51 и Sfr1-Myc указывало на колоколизацию двух белков, что определялось перекрыванием фокусов (Рис.22Д).

Рис.22. Колокализация белков Rhp51 и Sfr1 на хроматиновых спредах.

Обработка клеток дикого типа и мутантных клеток rhp55 и sfr1 ионизирующей радиацией приводило к сборке от 1 до 8 Rhp51-фокусов на клетку в пределах 1 часа после облучения. Подсчет числа фокусов на клетку показал значительное увеличение числа клеток только с одним или двумя Rhp51-фокусами для обоих мутантов, rhp55 (72%) и sfr1 (64%), при сравнительном анализе с клетками дикого типа (32%) (Рис.23). Эти результаты позволяют предположить, что подобно Rhp55, белок Sfr1 функционирует на ранних стадиях рекомбинационной репарации, участвуя в сборке Rhp51-филамента.

Таким образом, в дополнение к способности взаимодействовать с белком Rhp51, функция обоих белков, Rhp55 и Sfr1, как медиаторов двух параллельных механизмов сборки Rhp51-нуклеопротеинового филамента, необходима и для эффективного образования Rhp51фокусов в клетках, облученных ионизирующей радиацией.

Рис.23. Распределение числа Rhp51 - репарационных фокусов в штамме дикого типа, а также в штаммах с делециями в генах S. pombe sfr1 и rhp55.

Синергизм во взаимодействии sfr1 с мутантами rad50 и exo1, показывающими нарушения в процессинге двуцепочечных разрывов ДНК.

Как было сказано выше, что белок Sfr1 оперирует на ранних стадиях репарации двуцепочечных разрывов ДНК в Rhp51-зависимом суб-пути, параллельным суб-пути, контролируемым Rhpпаралогами (Rhp55, Rhp57), и обладает специфичной медиаторной ролью в сборке Rhp51нуклеопротеинового филамента, который, по-видимому, отличается от действия Radпаралогов. Rad51 филамент формируется на одноцепочечной ДНК после процессинга двуцепочечного разрыва с помощью 5’-3’ экзонуклеазных активностей. В клетках S. cerevisiae процессинг концов двуцепочечного разрыва зависит от двух частично перекрываемых механизмов: один определяется 5’-3’ экзонуклеазной активностью MRN комплекса (Mre11/Rad50/Xrs2[Nbs1]) и другой - дополнительными экзонуклеазами, включающими 5’-3’ экзонуклеазу Exo1. Здесь мы определили связь между Sfr1-опосредованным суб-путем и путями процессинга двуцепочечных разрывов ДНК, действующими до сборки Radфиламента. Эпистатический анализ в репарации ММС- и -индуцированных повреждений с одиночными и двойными мутантами sfr1, exo1 и rad50 представлен на Рис.24. Двойной мутант sfr1 rad50 показал синергичное повышение ММС-чувствительности при сравнении с одиночными мутантами.

Рис.24. Эпистатический анализ sfr1 с rad50. sfr1 синергичен с делеционным мутантом rad50, который вовлечен в процессинг разрывов ДНК при рекомбинации и репарации ДНК. Показаны кривые ММС выживаемости для sfr1, rad50 и двойного мутанта. Все кривые выживаемости определены при 30°C.

Эпистатический анализ sfr1 с мутантами по ДНК-геликазам rqh1 и srs2.

Делеция генов rhp55 или rhp57, как было показано выше, супрессирует чувствительность клеток rqh1 к ДНК-повреждающим агентам. Rqh1 является ДНК геликазой с ролью в репарации, рекомбинации ДНК и толерантности к УФ повреждениям ДНК. Поскольку Sfr1 оперирует в пути, который параллелен субпути, контролируемом Rad51 паралогами, Rhpи Rhp57, мы изучили генетическую связь между мутантами rqh1 и sfr1 в экспериментах по эпистатическому анализу. Обработка клеток двойного мутанта rqh1 sfr1 с ММС указывало на частичную супрессию репарационного дефекта у мутанта rqh1 (Рис.25). Сходный эффект был получен, когда двойной мутант rqh1 sfr1 был подвержен действию УФ и гамма-лучей (Рис.25). Таким образом, эти данные показывают, что Rqh1 действует после Sfr1 на стадии разрешения рекомбинационных интермедиатов, возникающих в репарации УФ повреждений ДНК. В отсутствие Rqh1 рекомбинационные интермедиаты не могут быть процессированы, что приводит к значительной летальности мутанта rqh1 после обработки с ДНК повреждающими агентами. В случае, когда рекомбинация снижена (клетки sfr1 rqh1), процессинг интермедиатов может происходить с участием других механизмов. Сходный результат был получен с двойным мутантом rhp55 rqh1. В случае клеток sfr1 rqh1 и rhp55 rqh1 летальные рекомбинационные интермедиаты либо не образуются, либо процессируются альтернативным рекомбинационным механизмом.

Делеция гена S. pombe srs2, кодирующего ДНК-геликазу в делящихся дрожжах, приводит к умеренной чувствительности к действию УФ и ММС (Рис.25). Эпистатический анализ показал, что двойной мутант sfr1 srs2 оказался более чувствительным к ДНК повреждающему действию ММС и УФ, чем одиночные мутанты (Рис.25). Это указывало на то, что Sfr1 и Srs2 участвуют в различных путях репарации ММС и УФ повреждений ДНК.

Рис.25. Эпистатический анализ sfr1 с мутантами по ДНК геликазам. sfr1 показал частичную супрессию чувствительности клеток rqh1 к ММС. (А), УФ - свет (Б), and -лучи (В). Синергизм для sfr1 и srs2 при клеточной выживаемости после обработки ММС (Г) и УФ (Д). Все кривые выживаемости были определены при 30°C.

Взаимодействие Sfr1 с белками S. pombe Rad18 и RadНами обнаружен эпистатическое взаимодействие sfr1 с точковыми мутациями в Smc гене rad18 и rad60, дополнительных компонентах RAD52 пути в S. pombe (Рис. 26А). В то время как повышенная экспрессия sfr1 частично уменьшает нарушения в репарации ММСиндуцированных повреждений и в низкой эффективности высева у гипоморфного мутанта rad60-1 (Рис.26 Б и В), репарационное нарушение у мутанта rad18-na74 не могло быть исправленным. Для Rad60 была показана функция в репарации поврежденных репликационных вилок посредством рекомбинации вместе с другими членами RAD52 группы, включая Rad51 и Rhp55. Более того, Rad60 физически взаимодействует с функционально родственными белками комплекса SMC5/6. Первичная роль комплекса Smc5/6 может состоять в связывании дуплексов ДНК вместе с коллапсированными репликационными вилками. Наши выводы о том, что повышенная экспрессия Sfr1 может приводить к более эффективному образованию Rad51филамента, находятся в соответствии с результатами in vitro (Iwasaki et.al., 2005). Эта стимуляция может быть связана с повышенной вероятностью инвазии цепи в гомологичный дуплекс ДНК, когда нарушается пространственное расположение дуплексов мутацией rad60-1.

Остается не ясным, приводит ли повышенная экспрессия гетеродимера Rhp55–Rhp57 к супрессии дефектов мутанта rad60-1.

Рис.26. Взаимодействия sfr1 с мутантами rad18-na74 и rad60-1. (А) -ray кривые выживаемости sfr1, rad60-1, rad18-na74 и двойных мутантов. Делеция sfr1 эпистатична мутациям rad60-1 и rad18-na74. (Б) Высокий уровень экспрессии sfr1+ частично супрессировал ММС чувствительность rad60-1.

Количественные тесты на выживаемость были проведены в условиях длительной выдержки с ММС.

Штамм rad60-1 был трансформирован пустым вектором или вектором с pUR19::sfr1+. (В) Повышенная экспрессия sfr1+ частично супрессировала низкую жизнеспособность гипоморфного мутанта rad60-1.

Sfr1 участвует в Cds1-независимом пути толерантности к УФ повреждениям ДНК.

В делящихся дрожжах повреждения ДНК приводят к каскаду сигнальной трансдукции через фосфорилирование белков (Рис. 28). Эти реакции инициируются чекпойнтной киназой Rad3.

Как результат, активируются две киназы, Chk1 и Cds1, передающие сигнал для последующих эффекторов, действующих в контроле клеточного цикла, регуляции транскрипции, репликации и рекомбинации. Активация Chk1 необходима для остановки клеточного цикла в фазе G2, тогда как активация Cds1 происходит только в S-фазе. Пиримидиновые димеры, генерированные действием УФ света в S-фазе представляют собой препятствие для репликационного аппарата, приводя к остановке репликационной вилки или ее коллапсу. Несмотря на два мажорных механизма репарации УФ повреждений ДНК, НЭР и UVDE, в делящихся дрожжах функционирует путь толерантности, который позволяет выживанию клеток с не репарированным повреждением ДНК. Cds1-зависимый путь толерантности к УФ повреждениям ДНК включает функции, по крайней мере, 6 генов: rqh1, mus81, rad51, rhp54, rad18 и rad22.

Проведенный нами эпистатический анализ УФ чувствительности позволяет предположить, что Sfr1 оперирует в Rad51- зависимом пути, параллельном Rad51 паралогам (Рис.27 А и Г). Анализ показал, что Sfr1 также вовлечен в путь толерантности к УФ повреждениям ДНК, поскольку sfr1 увеличивал чувтствительность двойного мутанта uve1 rad13, который был полностью не способным для репарации УФ-повреждений ДНК (Рис.27 Д). Однако, Sfr1 вносил свой вклад в толерантность к УФ повреждениям, показывая синергизм с Cds1- зависимым механизмом толерантности к УФ повреждениям (Рис.27 Е). Эти данные и синергизм с другими мутантами по чекпойнтным киназам, rad3 и chk1, дают основание предположить существование уникального чекпойнт- независимой функции для Sfr1 в толерантности к УФ-повреждениям ДНК. Таким образом, представленные данные показывают существование двух Rad51зависимых путей толерантности к УФ-повреждениям: один - Rad51 паралого-зависимый путь, активируемый чекпойнтом S- фазы, и другой, Sfr1-опосредованный и, по-видимому, перманентно активный.

Sfr1 не вовлечена в поддержание целостности хромосом и митотическую рекомбинацию.

Повышенные частоты потери минихромосом и фенотипы в митотической рекомбинации являются характерными особенностями большинства рекомбинационных генов. Нами проведены эксперименты на мутанте sfr1 по определению частоты потери хромосомы в флуктуационном тесте. Было обнаружено, что у мутанта sfr1 уровень потери хромосом сравним с клетками дикого типа, тогда как частота потери хромосомы у rhp55 превышала в 4140 раз частоты потери хромосом в клетках дикого типа. Значения частоты потери хромосомы могут быть транслированы в случае rhp55 в 2300-кратное увеличение потери хромосомы на клеточное деление (метод медианы). Была также определена частота рекомбинации между гомологами. Уровень рекомбинации между гомологами в клетках sfr1 была не отличимой от клеток дикого типа. В отличие от клеток sfr1, клетки rhp55 показали гиперрекомбинационный фенотип: 17-кратное превышение частоты митотического кроссинговера на 1 106 высеянных клеток. Это увеличение является статистически значимым и может быть транслировано в 11-кратное увеличение уровня рекомбинации на клеточное деление (метод медианы). Частота внутрихромосмной рекомбинации была слегка повышенной (1.2-кратное, результат статистически не достоверен) в sfr1. В отличие от sfr1, в клетках rhp55 частота внутрихромосомной рекомбинации была повышена в 4.1-раза, которая может быть транслирована в 3.2-кратное повышение частоты рекомбинации. Эти результаты показывают, что Sfr1 не обладает функцией в исследованных типах гомологичной в вегетативных клетках.

Рис.27. Анализ ответа на УФ и ММС повреждения ДНК в мутанте sfr1. Все кривые выживаемости были определены при 30°C или, когда указано, при 20°C. (А и Б) Холодо-чувствительность фенотипа у мутанта sfr1 при действии УФ света и ММС. (В) Эпистатический анализ между sfr1 и делециями генов S. pombe с функциями в НЭР и UVDE пути репарации УФ - повреждений ДНК, и в rhp55. (Г) Эпистатический анализ между sfr1 и делециями генов рекомбинационной репарации rhp51 и rhp54. (Д) Синергизм между sfr1 и NER-UVDE двойного мутанта. (Е) Синергизм для sfr1 и cds1, мутантов по генам толерантности к УФ повреждениям ДНК. Все мутанты, использованные для экспериментов в (ВЕ) имели делеции в соответствующих генах.

Мейотическая рекомбинация уменьшена в мутанте sfr1.

Мутант sfr1 был проверен на мейоз - специфичные фенотипы. Обнаружено, что жизнеспособность спор в sfr1 скрещивании была практически той же, что и в скрещивании клеток дикого типа, 88% и 92%, соответственно. Эффективность споруляции была слегка уменьшенной: 32% в клетках дикого типа и 25% у мутанта sfr1. В sfr1 скрещиваниях выявлено снижение в частоте внутригенной рекомбинации, от 5 до 20-раз, в зависимости от использованных аллелей, и в межгенной рекомбинации от 15 до 19 раз, в зависимости от использованных интервалов. Таким образом, функция Sfr1 необходима для мейотической рекомбинации в делящихся дрожжах.

Мутант rhp55 характеризуется более серьезными нарушениями в мейозе. Повышенная экспрессия sfr1+ полностью супрессировала дефект делеции rhp55+ в эффективности споруляции, частично «спасала» дефект в жизнеспособности спор, но не была способной супрессировать сниженную эффективность внутригенной и межгенной рекомбинации у мутанта rhp55. Это может говорить о том, что Rhp55 и Sfr1 имеют различные функции в мейотической рекомбинации.

Рис.28. Схематичное изображение клеточного ответа в S. pombe на УФ – повреждения ДНК.

Sfr1 является ядерным белком.

Для определения клеточной локализации белка Sfr1 был сконструирован слитой ген sfrс Myc-эпитопом. Была проведена иммунофлуоресценция в митотически делящихся клетках с использованием антител к Myc. Флуоресцентный анализ показал присутствие белка в нуклеусе митотических клеток, локализованного с хромосомной ДНК при окрашивании DAPI. Анализ показал присутствие Sfr1-Myc13 в количествах приблизительно равных 30-50 фокусам на нуклеус. Эти результаты показывают, что Sfr1 является ядерным белком.

Идентификация нового мотива в белке Sfr1 и его анализ.

Белок Sfr1 был идентифицирован как высококопийный супрессор нарушения репарации в клетках с делецией S. pombe Rad51 паралогов, генов rhp55 и rhp57. Было показано, что белок Sfr1 в комплексе с белком Swi5, определяет новый путь сборки Rad51-нуклеопротеинового филамента параллельно действию Rad51 паралогов в S. pombe, Rhp55 и Rhp57. Гетеродимер Sfr1-Swi5 взаимодействует с Rad51 через Sfr1-субъединицу. Сравнение аминокислотной последовательности белка Sfr1 через программу BLAST не выявило значительных гомологов в известных базах данных, за исключением С-терминальной части белка S. pombe Swi2 с ролью в переключении типа спаривания. Этот анализ показал приблизительно 24% идентичность в аминокислотных последовательностей между С-терминальными частями обоих белков. Анализ аминокислотной последовательности Sfr1 привел к обнаружению в C-концевой части белка coiled-coil домена (остатки аминокислот 178 – 236), что было предсказанно программой COILS (Рис.29). Другие известные мотивы не могли быть идентифицированы в Sfr1 при использовании баз данных по мотивам и доменам.

Рис.29. Структура домена белка Sfr1 и его связь с белком S.pombe Swi 2. Серым цветом помечена область гомологии между двумя белками. Черным цветом – coiled-coil домен (CC). Стрелками указана ориентация и число PSA повторов.

Рис.30. Сравнение PSA повторов белков S. pombe Sfr1 и Swi2. Консенсус вторичной структуры PSA повторов предсказан алгоритмами программы Network Protein Sequence Analysis server (Pole BioInformatique Lyonnais, Франция). Черным цветом показаны идентичные аминокислоты, серым цветом – сходные аминокислоты.

Нами были обнаружены два новых тандемных повтора приблизительно в аминокислот длиной в районе предшествующему coiled-coil домену (Рис.29). Мы назвали этот новый повтор как PSA (pombe Sfr1 associated). В белке Swi2 был обнаружен мотив, состоящий лишь из одного повтора и соответствующий по месту локализации повтору PSA2 у белка Sfr(Рис.29). Сравнение последовательностей повторов PSA с использованием програмы Clustal Wи программ, анализирующих вторичные структуры белков (Network Protein Sequence Analysis) показало, что повторы PSA состоят из центрального –спирального корового участка, фланкированного районами с высокой аминокислотной консервативностью (Рис.30). Поисковая программа TBLASTX выявила ряд белков с PSA повторами в других эукариотических организмах (Рис.31).

Рис.31. Сходство PSA последовательностей S. pombe Sfr1 с PSA-подобными повторами в других белках у грибов. (A) для сравнения последовательностей были использованы программы Clustal W2 и Boxshade (Bioinformatics Group, ISREC). Идентичные остатки аминокислот окрашены черным цветом, сходные остатки аминокислот (P, A, G, S и T; E, D, N и Q; V, I, L и M; F, W и Y; K, R и H) -– серым цветом.

Звездочки указывают на высококонсервативные остатки аминокислот в последовательностях PSA 1 и белка S. pombe Sfr1, важные для его функции. Сокращения: Sfr1-1, S. pombe Sfr1 PSA1; Sfr1-2, S. pombe Sfr1 PSA2; Swi2, S. pombe Swi2 PSA; Sae2, S. cerevisiae Sae2 PSA; CNBF2390-1, C. neoformans CNBF23PSA1; CNBF2390-2, C. neoformans CNBF2390 PSA2; Slag-01708-1, S. japonicas Slag-01708 PSA1; Slag01708-2, S. japonicas Slag-01708 PSA2; MG03610.4, M. grisea MG03610.4 PSA; EAA36464.1, N. crassa EAA36464.1 PSA; AN0810.2, A. nidulans ANO810.2 PSA. (Б) Консенсус последовательностей PSAподобных повторов, где “-“, любая аминокислота.

Мутации в PSA мотивах белка Sfr1 приводят к ослабленной репарации ДНК в клетках S. pombe.

Чтобы выяснить более точную функцию PSA повтора у Sfr1, нами были получены мутации введением аминокислотных замещений - аминокислотного остатка лизина на глутамат с образованием двух мутантных аллелей K108E в PSA1 и K164E в PSA2, и аминокислотного остатка фенилаланина на глутамат с образованием двух мутантных аллелей, sfr1F107E в PSA1 и sfr1F163E в PSA2 (Рис.30). Как показано на Рис.32, одиночные мутации K108E в PSA1 или K164E в PSA2 не приводили к изменению чувствительности клеток к высоким дозам CPT и только слегка повышали чувствительность клеток к ММС. При комбинации двух мутаций в обоих повторах (sfr1K108E, K164E) клетки становились значительно более чувствительными как к ММС, так и к камптотецину, хотя и не достигали уровней чувствительности мутанта sfr1. Одиночные мутации sfr1F107E или sfr1F163E в любом из повторов также незначительно повышали чувствительность клеток к ММС. Когда две мутации в обоих повторах были скомбинированы вместе в одном штамме (sfr1F107E, F163E), клетки по чувствительности к ММС оказались сравнимыми по чувствительности с мутантом sfr1 (Рис.32). Таким образом, наши результаты показывают, что PSA мотивы белка Sfr1 критичны для функции Sfr1 в репарации повреждений ДНК.

Рис.32. Мутации в PSA мотивах белка Sfr1 приводят к ослабленной репарации ДНК в клетках S. pombe.

Мейотическая рекомбинация уменьшена в sfr1 PSA-мутантных аллелях.

Мутант sfr1 показывает нарушения в мейотической рекомбинации (Табл. 5 и 6). Чтобы определить, в какой степени мутации в PSA повторах Sfr1 могут оказывать воздействие на мейотическую рекомбинацию, мы проанализировали межгенную и внутригенную рекомбинации в штамме sfr1-F107E F163E. Полученные результаты позволяют сделать заключение, что PSA-повторы Sfr1 необходимы для уровней мейотической рекомбинации дикого типа в делящихся дрожжах. При этом снижение мейотической рекомбинации в клетках введением мутаций F107E, F163E в PSA было значительно меньшим и не сравнимым с негативным эффектом делеции гена sfr1.

Таблица 5. Мейотическая внутригенная рекомбинация в мутанте sfr1-F107E 163E Хромосома и аллелиa Суммарное Прототрофы/106 жизнеспособных спорb число Ade+ Дикий тип sfr1-F107E 163E Коэффициент колоний сниженияc II L 104 266.5 ± 14.3 185.4 ± 11.1 1. ade7-150 x ade7-1III R 104 3.220.8 ± 15.5 70.2 ± 5.ade6-469 x ade6-M3III R 104 2.2976.6 ± 143.5 1192.9 ± 67.ade6-469 x ade6-M(L) Левое и (R) правое плечи хромосом II и III, соответственно. b Среднее и стандартное отклонение от 4c 7 независимых скрещиваний. Снижение показано относительно скрещиания штаммов дикого типа.

Таблица 6. Мейотическая межгенная рекомбинация в мутанте sfr1-F107E 163E.

Хромосома и Прототрофы/106 жизнеспособных спорb Коэффициент интервал Дикий тип sfr1-F107E 163E сниженияc I R his1-lys7 18.6 ± 4.5 9.8 ± 0.6 1.II R ade1-lys4 28.3 ± 1.5 11.9 ± 0.5 2.b R – правое плечо хромосомы I и II. Среднее и стандартное отклонение от трех независимых скрещиваний. Для каждого интервала было проанализировано 1000–1100 случайных спор c Снижение показано относительно скрещивания штаммов дикого типа Sfr1-мутантные аллели дефектны для взаимодействия с Rad51Sp.

В клетках S. pombe гетеродимер Sfr1/Swi5 взаимодействует с белком обмена цепи Radчерез субъединицу комплекса Sfr1. Используя количественный двугибридный анализ, нами было изучено влияние мутаций в PSA повторах на ассоциацию белков Sfr1 и Rad51. Наиболее сильный эффект обнаружен для двойной мутации F107E, F163E в обоих повторах Sfr1, которая нивелировала полностью взаимодействие между двумя белками, Sfr1 и Rhp51 (Рис.33).

С помощью иммунопреципитации белков мы исследовали ассоциацию Rad51 и Sfrмутантной формы (Sfr1-F107E F163E), которая показала наиболее сильный негативный эффект на взаимодействие двух белков в двугибридном анализе (Рис.34). Плазмиду с повышенной экспрессией слитого белка GST–Rad51 под контролем nmt промотора трансформировали в штаммы дикого типа (дорожка 1) и в мутантный штамм sfr1-F107E, F163E (дорожка 2).

Рис.33. Взаимодействие Sfr1 мутантных аллелей в двугибридном анализе Белок GST-Rad51 иммунопреципитировали с использованием антител против эпитопа GST. Как видно из Рис.34, Sfr1 иммунопреципитируется с гибридным белком GST-Rad(дорожка 1), а мутантная форма белка Sfr1 F107E, F163E не способна иммунопреципитироваться с GST-Rad51 (дорожка 2). Полученные данные показывают, что PSA повторы Sfr1 очень важны для взаимодействия белков Sfr1 и Rad51Sp и являются их взаимодействующими модулями.

Рис.34. Мутантная форма белка Sfr1-F107E F163E не коиммунопреципитируется с Rad51.

Полученные данные позволяют выдвинуть гипотезу (Рис.35), что комплекс белков Sfr1Swi5 переносит Rad51 через связывание с субъединицей Sfr1 к сайтам повреждения ДНК, покрытой белком RPA, что можно обнаружить цитологически in vivo как Rad51-репарационные фокусы (Рис.22). Rad51 фокусы, индуцированные -лучами, обнаружены в клетках дикого типа.

Однако число Rad51 фокусов было значительно уменьшенным в клетках sfr1 и rhp55 (Рис.).

Гетеродимер Sfr1-Swi5 для взаимодействия со стабильной фракцией свободного пула димеров Rad51 использует повторяющиеся кор – участки PSA в Sfr1 (Рис.35).

Комплекс Sfr1-Swi5 с Rad51 может связываться с ДНК предпочтительно в местах стыков между двуцепочечной и одноцепочечной ДНК, со строгой специфичностью к 3' выступающим ДНК в местах двуцепочечных разрывов ДНК. Rad51, но не медиатор Swi5-Sfr1, является фактором замещающим RPA с ДНК, а медиатор Swi5-Sfr1 не участвует в замещении, а лишь стабилизирует Rad51 на одноцепочечной ДНК в присутствии АТФ. Возможно, что связывание образующегося комплекса Sfr1-Swi5-Rad51 в местах стыков между двухцепочечной ДНК и одноцепочечной ДНК способно регулировать направление Rad51Sp полимеризации на одноцепочечной ДНК, определяя рост филамента в 5’-3’ направлении.

Рис.35. Рабочая гипотеза образования Rad51 – нуклеопротеинового филамента с участием медиаторного комплекса Sfr1-Swi5.

ВЫВОДЫ 1. Идентифицированы три новых гена, rhp55+, rlp1+ и sfr1+, в клетках дрожжей S. pombe с функцией в рекомбинационной репарации двуцепочечных разрывов ДНК, два из которых, rhp55+ и rlp1+, кодируют белки с гомологией к E. coli RecA.

2. Охарактеризованы фенотипы мутантов по генам S. pombe rhp55+, rlp1+ и sfr1+ в репарации повреждений ДНК, мейозе и репликации ДНК.

3. Молекулярный анализ показывает образование стабильного комплекса между Rhp55 и другим RecA-подобным белком Rhp57 в клетках S. pombe in vivo. Мутации в сайтах связывания и гидролиза АТФ у белков Rhp55 и Rhp57 приводят к ослабленной репарации ДНК и нарушениям в клеточной пролиферации, что указывает на важность этих доменов в репарации ДНК.

4. Впервые установлено, что функции генов rhp51+ и rhp55+ важны для процесса переключения типа спаривания, как механизма «половой» дифференциации в клетках дрожжей.

5. Впервые выявлены взаимодействия между белками репарации двуцепочечных разрывов ДНК, образующих «репарасому» в клетках S. pombe.

6. Показан новый механизм сборки Rad51 – нуклеопротеинового филамента с участием белка Sfr1 и действующий параллельно механизму, контролируемому Rhp51 паралогами, Rhp55-Rhp57 и Rlp1. Полученные данные позволяют рассматривать возможность многообразия механизмов медиаторных путей в клетках высших эукариот.

7. Показан новый путь в рекомбинационном механизме толерантности к УФ – повреждениям ДНК, контролируемый белком Sfr1.

8. Обнаружен новый домен (PSA повторы) в белке S. pombe Sfr1, ответственный за взаимодействие с ключевым рекомбинационным белком Rhp51. PSA повторы являются важной функциональной частью белка Sfr1. Замещение фенилаланина в коровых участках повторов приводит к строгому ослаблению репарации ДНК и рекомбинации в мейозе, что указывает на важность химической природы этого аминокислотного участка.

9. Биоинформатический анализ позволил идентифицировать белки с потенциальными PSA повторами и в других эукариотических организмах, что предполагает консервативность этих доменов в низших эукариотах, в частности, в грибах.

10. Предложена модель полимеризации белка Rhp51 на одноцепочечной ДНК с участием медиаторного комплекса Sfr1-Swi5 в клетках делящихся дрожжей.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ 1. Гаврилова Е.В., Мехедов С.Л., Прозоров А.А., Хасанов Ф.К. Ген B. subtilis rec223:

клонирование и функция белка. Генетика. 1992 28:29-39.

2. Khasanov F.K., Zvingila D.J., Zainullin A.A., Prozorov A.A., Bashkirov V.I. Homologous recombination between plasmid and chromosomal DNA in Bacillus subtilis requires approximately bp of homology. Molecular and General Genetics. 1992. 234:494-497.

3. Sekiguchi J., Akeo K., Yamamoto H., Khasanov F.K., Alonso J.C., Kuroda A. Nucleotide sequence and regulation of a new putative cell wall hydrolase gene, cwlD, which affects germination in Bacillus subtilis. Journal of Bacteriology. 1995. 177:5582-5589.

4. Khasanov F.K., Savchenko G.V., Bashkirova E.V., Korolev V.G., Heyer W.D., Bashkirov V.I. A new recombinational DNA repair gene from Schizosaccharomyces pombe with homology to Escherichia coli RecA. Genetics. 1999. 152:1557-1572.

5. Хасанов Ф.К., Башкиров В.И. Амплификация ДНК происходит между коровой последовательностью репликационного ориджина ori+ ts плазмиды, инегрированной в хромосому, и его аналогом в геноме клетки. Молекулярная биология. 2000 34:804-808.

6. Tsutsui Y, Khasanov FK, Shinagawa H, Iwasaki H, Bashkirov VI. Multiple interactions among the components of the recombinational DNA repair system in Schizosaccharomyces pombe. Genetics.

2001. 159:91-105.

7. Хасанов Ф.К., Башкиров В.И. Рекомбинационная репарация в Schizosaccharomyces pombe:

роль в поддержании целостности генома. Молекулярная биология. 2001. 35:750-763.

8. Khasanov FK, Salakhova AF, Chepurnaja OV, Korolev VG, Bashkirov VI. Identification and characterization of the rlp1+, the novel Rad51 paralog in the fission yeast Schizosaccharomyces pombe. DNA repair (Amst). 2004. 3:1363-1374.

9. Салахова А.Ф., Савченко Г.В., Хасанов Ф.К., Чепурная О.В., Королев В.Г., Башкиров В.И.

Ген dds20+ контролирует новый Rad51Sp – зависимый путь рекомбинационной репарации в Schizosaccharomyces pombe. Генетика. 2005 41:736-745.

10. Вагин Д.А., Хасанов Ф.К., Башкиров В.И. Роль белков рекомбинационной репарации в переключении типа спаривания в клетках делящихся дрожжей. Генетика. 2006. 42:487-493.

11. Вагин Д.А., Башкиров В.И., Хасанов Ф.К. Анализ мутаций в локусе mat1 у штамма Schizosaccharomyces pombe с делецией гена rhp55+. Генетика. 2006. 42:602-610.

12. Султанова А.Н., Салахова А.Ф., Башкиров В.И., Хасанов Ф.К. Клеточные фенотипы мутанта по гену, кодирующему Rad51 паралог в делящихся дрожжах. Генетика. 2007. 43:183188.

13. Салахова А.Ф., Башкиров В.И., Хасанов Ф.К. Dds20 оперирует в cds1 – независимом механизме толерантности УФ – индуцированных повреждений ДНК в клетках Schizosaccharomyces pombe. Генетика. 2007. 43:417-421.

14. Khasanov F.K., Salakhova A.F., Khasanova O.S., Grishchuk A.L., Chepurnaja O.V., Korolev V.G., Kohli J., Bashkirov V.I. Genetic analysis reveals different roles of Schizosaccharomyces pombe sfr1/dds20 in meiotic and mitotic DNA recombination and repair. Current Genetics. 2008. 54:197-211.

15. Хасанова О.С., Башкиров В.И., Хасанов Ф.К. Картирование сайта взаимодействия между рекомбинационными белками в дрожжевых клетках. Доклады Академии Наук. 2010. 434:242244.

Тезисы конференций:

16. V. Bashkirov, F. Khasanov, G. Savchenko, V. Korolev and W.-D. Heyer Schizosaccharomyces pombe rhp55+ encodes a novel protein with homology to bacterial RecA proteins. Abstracts of FASEB Conference on Genetic Recombination, Snowmass Village, Snowmass, Colorado, USA, August 3-1997.

17. W.-D. Heyer, V.I. Bashkirov, F.K. Khasanov, and G.V. Savchenko. The Schizosaccharomyces pombe rhp55+ gene is involved in recombinational repair of DNA doublestrand breaks. Abstracts of Symposium on Molecular and Cellular Mechanisms of Genetic Recombination, Osaka, Japan, 1998.

18. D.A. Vagin, F.K. Khasanov, V.I. Bashkirov. rhp55+ gene is involved in mating-type switching in S. pombe. Abstracts of International Conference “Molecular Genetics of Eukaryotes”, Moscow. February 4-7 2003.

19. Khasanov Fuat, Albina F. Salakhova, Edgar Hartsuiker, Galina V. Savchenko, Vladimir G.

Korolev, Alexandra Grishchuk, Juerg Kohli, Antony M. Carr, Vladimir I. Bashkirov. Novel Rad51Sp-dependent pathway of recombination/repair in Schizosaccharomyces pombe mediated by Dds20 protein. Genetic Recombination & Genome Rearrangements. FASEB Meeting.

Snowmass Village, Snowmass, Colorado, USA. July 26-31 2004.

20. Khasanov F.K. Khasanova O.S. Recombinational repair in the fission yeast. Scientific Meeting on DNA Repair, Recombination & Replication, Zurich, Switzerland, December 13-2006.

21. Khasanova O, Khasanov F. A novel type of repeats mediates interaction between Schizosaccharomyces pombe Rad51 and Sfr1 proteins. 4th Int. Moscow Conference on Computational Molecular Biology MCCMB’09, Moscow, Russia, July 20-23, 2009.

22. Khasanova O.S., Khasanov F.K. The novel protein motif that responsible for association with Rad51 in fungi. International Symposium «Control of Gene Expression and Cancer», Moscow, Russia, June 21-25, 2010.






© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.