WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

 

На правах рукописи

Ломоватская Лидия Арнольдовна

АДЕНИЛАТЦИКЛАЗЫ РАСТЕНИЙ: ХАРАКТЕРИСТИКА И РОЛЬ В РЕАЛИЗАЦИИ ЗАЩИТНЫХ МЕХАНИЗМОВ ПРИ СТРЕССАХ

03.00.12 – физиология и биохимия растений

Диссертация на соискание ученой степени

доктора биологических наук

Иркутск, 2009

Работа выполнена в лаборатории фитоиммунологии Учреждения Российской академии наук Сибирском институте физиологии и биохимии растений СО РАН, Иркутск

Научный консультант: д.б.н., профессор А. С. Романенко

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук  А.К. Глянько

доктор медицинских  наук, профессор  В.И. Кулинский 

доктор биологических наук, профессор  О.Л. Озерецковская

Ведущее учреждение:

Институт физиологии растений РАН, г. Москва

Защита состоится ______ 2009 г. ______ на заседании диссертационного совета Д 003.047.01 при Сибирском институте физиологии и биохимии растений СО РАН по адресу: 664033, Иркутск, а/я 317, ул. Лермонтова, 132. Факс (3952) 51-07-54; E-mail: matmod@sifibr.irk.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Сибирском институте физиологии и биохимии растений СО РАН.

Автореферат разослан____________2009 г.

Ученый секретарь 

диссертационного совета,

кандидат биологических наук Г. П. Акимова 

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы. Проблема иммунитета растений является в настоящее время одной из важнейших, и достижения в этой области связаны с практическими вопросами, стоящими перед сельским хозяйством. В тесной связи с данной проблемой находится и понятие «стресс», включающее в себя механизмы первичных ответных реакций растительных организмов [Кузнецов и др., 1990; Кузнецов, 2001; Шакирова, 2003]. Известно, что у растений функционирует восемь сигнальных систем, обеспечивающих своевременную реакцию и координацию метаболизма растений на всем протяжении жизненного цикла, а также при изменении условий обитания [Тарчевский, 2001]. Среди них аденилатциклазная сигнальная система является одной из наименее исследованных; в литературе имеются лишь скудные сведения о ее функционировании у растений, как в норме, так и при стрессах.

Эффективность работы любого сигнального пути в значительной степени зависит от фермента-триггера сигнала. Для аденилатциклазной системы таким ферментом является аденилатциклаза, синтезирующая циклический аденозинмонофосфат (цАМФ). Считается, что у растений есть одна изоформа мембранной аденилатциклазы (мАЦ) [Тарчевский, 2001], а наличие «растворимой» формы (рАЦ) этого фермента до сих пор ставится под сомнение [Kamenetsky et al., 2006]. В то же время, у животных идентифицированы 9 изоформ мАЦ, а рАЦ на сегодняшний день обнаружена у многих про- и эукариот. Между тем необходимо отметить, что общие принципы работы рассматриваемой сигнальной системы у разных видов организмов в значительной степени универсальны. Это касается единого принципа организации рецепторов, встроенных в клеточные мембраны, ассоциированных с ними G белков, структуры ключевых ферментов и т. д. Исходя из этого, следует ожидать, что у растений функционирует более сложно организованный, чем представляется сегодня, аденилатциклазный сигнальный путь, включающий многие компоненты, возможно, аналогичные или похожие по структуре и функциям на соответствующие элементы этого сигналинга у животных. В этой связи разработка проблемы трансдукции внутри- и межклеточных сигналов посредством аденилатциклазной системы у растений и влияние на этот процесс специфических и неспецифических стрессоров представляется весьма актуальной.

Цель работы: изучить механизмы активации аденилатциклазной сигнальной системы, а также мембраносвязанной и «растворимой» форм аденилатциклаз у растений под влиянием стрессов различной природы, длительности и интенсивности.

Для достижения поставленной цели были определены следующие задачи:

  1.   Установить зависимость между вирулентностью и мукоидностью ряда штаммов возбудителя кольцевой гнили картофеля - Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus (Spieck.et Kotth) Skaptason et Burk (Cms) и интенсивностью сорбции патогена на клетках двух сортов картофеля, контрастных по устойчивости к данному возбудителю.
  2.   Выявить рецепторы к экзополисахаридам (ЭПС) Cms на плазмалемме клеток растений картофеля двух сортов, контрастных по устойчивости к данному патогену.
  3.   Определить основные кинетические параметры тотальных мАЦ и рАЦ растений картофеля (оптимум рН, Km, Vmax,) в норме и под действием кратковременного биотического стрессора (ЭПС Cms).
  4.   Изучить влияние абиотического и биотического стрессоров различной длительности и интенсивности на внутри- и внеклеточную концентрационную динамику цАМФ в клетках разных видов растений (арабидопсис, картофель).
  5.   Изучить специфичность системного ответа аденилатциклазного пути и мАЦ растений картофеля на биотический и абиотический стрессоры, а также  установить сортовые особенности системного ответа этого пути растений картофеля на биотический стрессор.
  6.   Выявить у растений (картофель, пшеница) изоформу мАЦ, иммунородственную 6-ой изоформе мАЦ животных. Изучить влияние длительных биотического и абиотического стрессоров на активизацию синтеза этой изоформы мАЦ.
  7.   Изучить спектры изоформ рАЦ у разных видов растений (картофель, пшеница) в норме и под влиянием длительных биотического и абиотического стрессоров.
  8.   Изучить влияние биотического стрессора на изменение активности мАЦ и рАЦ во фракциях ядер и хлоропластов, выделенных из клеток растений картофеля сортов, контрастных по устойчивости к бактериальному патогену.
  9. Исследовать на ультраструктурном уровне локализацию рАЦ во внутриклеточных компартментах растений картофеля. Изучить влияние биотического стрессора на перераспределение цАМФ в компартментах данных клеток.

Положения, выдвигаемые на защиту:

  1. Вирулентность и мукоидность возбудителя в патосистеме картофель-кольцевая гниль (Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus) коррелируют с интенсивностью его сорбции на поверхности растений. Количество рецепторов к экзометаболитам этого же возбудителя на плазмалемме клеток картофеля связано с сортовой устойчивостью этой культуры.
  2. Компонентами аденилатциклазной системы растений разных видов являются «растворимая» АЦ, а также изоформа мАЦ, иммунородственная 6-ой изоформе мАЦ животных. Длительные специфические стрессы не приводят к интенсификации синтеза этих форм фермента.
  3. При воздействии биотического стрессора на растения картофеля одним из основных регуляторных механизмов модулирования активности аденилатциклазной сигнальной системы является изменение кинетических параметров «растворимой» и мембраносвязанной форм фермента. Высокая скорость, кратковременность, а также системность активации аденилатциклазного сигнального пути растений являются необходимым условием успешной реализации защитных механизмов при воздействии специфических и неспецифических стрессоров.
  4. Как локальное, так и системное изменение уровня цАМФ у растений может выступать маркерным признаком специфической устойчивости.

Научная новизна.Впервые у растений выявлена «растворимая» аденилатциклаза во многих компартментах клеток, определена ее молекулярная масса и показано, что под воздействием длительных стрессоров различной природы количество изоформ рАЦ не увеличивается. Также впервые у растений выявлена изоформа мембраносвязанной аденилатциклазы, иммунородственная 6-ой изоформе аденилатциклазы животных и показано отсутствие интенсификации синтеза этой изоформы под воздействием длительных стрессоров различной природы. Показано, что ЭПС Cms осуществляют аллостерическую и изостерическую регуляцию активности мАЦ в клетках растений обоих сортов: у устойчивого – положительную, у восприимчивого – отрицательную. Впервые определены кинетические параметры «растворимой» АЦ растений и показано, что ЭПС Cms активируют эту форму фермента у растений резистентного сорта и ингибируют у восприимчивого сорта. Впервые показано, что модулирование активности аденилатциклазной сигнальной системы под воздействием биотического стрессора (ЭПС Cms) у растений сортов, контрастных по устойчивости к данному фактору, связано с изменением кинетических параметров мембраносвязанной и растворимой форм аденилатциклаз. Установлено, что при воздействии специфического стрессора имеется зависимость активации аденилатциклазного сигнального пути от устойчивости сорта к данному фактору внешней среды, тогда как при неспецифическом стрессовом воздействии реакция данной системы одинакова у двух сортов. Показано, что под воздействием биотического стрессора скорость передачи внутриклеточного сигнала от изучаемой сигнальной системы значительно выше у растений устойчивого сорта, чем у восприимчивого. Результаты исследований обобщены в схему передачи внутри- и межклеточных сигналов с помощью аденилатциклазной сигнальной системы растений при воздействии специфических и неспецифических стрессоров.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные результаты вносят существенный вклад в познание механизмов внутриклеточной сигнализации у растений при воздействии стрессоров различной природы и специфичности и выявляют ряд неизвестных до настоящего времени элементов молекулярных механизмов конститутивного иммунитета растений. Это также значительно дополняет теорию иммунитета растений. Совокупность проведенных исследований позволяет предложить в качестве маркерного признака степени специфической устойчивости локальное и системное изменение уровня цАМФ в растениях, что в дальнейшем даст возможность работать над созданием сортов с высокой устойчивостью к различным неблагоприятным факторам внешней среды.

Апробация работы: Основные результаты работы докладывались на Симпозиуме «Signal system of рlant cell» (Москва, 2001), на международных конференциях «Физиология растений - основа биотехнологии» (Пенза, 2003), «Современная физиология растений: от молекул до экосистем» (Сыктывкар, 2007), Всероссийских научных конференциях «Стрессовые белки растений» (Иркутск, 2004), «Устойчивость растений к неблагоприятным факторам внешней среды» (Иркутск, 2007), «Роль сельскохозяйственной науки в развитии АПК Приангарья» (Иркутск, 2007).

Публикации: По материалам диссертации опубликовано 19 работ.

Структура и объем диссертации: Диссертация состоит из введения, обзора литературы, объектов и методов исследований, результатов и обсуждения, заключения и выводов, и списка литературы (519 источников, в том числе 107 российских и 412 иностранных). Работа изложена на 318 страницах, содержит 64 рисунка и 12 таблиц.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Пробирочные растения картофеля (Solanum tuberosum L.) cортов: Лукьяновский – восприимчивый по отношению к возбудителю кольцевой гнили картофеля, и Луговской – устойчивый, в возрасте 3-4 недели размножали черенкованием и культивировали на агаризованной среде Мурасиге-Скуга в факторостатных условиях [Бутенко и др., 1984]. Растения этих сортов получены из коллекции НИИ картофельного хозяйства (НИИКХ), п. Коренево, Московская область.

Рыхлый тканевый каллус выращивали на листовых и стеблевых эксплантах на агаризованной питательной среде Мурасиге и Скуга в течение 7-10 дней при влажности воздуха 70 % и температуре 25° С, в темноте.

Суспензионную культуру клеток картофеля получали из каллуса безвирусных растений картофеля in vitro, используя питательную среду Мурасиге и Скуга [Murashige, Skoog, 1962], без добавления агара, при постоянном покачивании на ротационном шейкере.

Проростки пшеницы. В работе использовали два сорта пшеницы: Иркутскую озимую и яровую Тулунский 12 , выращенные при 22° С в течение 3-х дней.

Культивирование бактерий. Культура Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus (Spieck.et Kotth) Skaptason et Burk, мукоидного, вирулентного штамма 5369 была получена из НИИКХ (пос. Коренево, Московской обл.). Штаммы CsR14 (вирулентный мукоидный), Cic31 (вирулентный немукоидный), Cs3NM (средневирулентный немукоидный), CsR5 (авирулентный мукоидный) и Cs4 (авирулентный немукоидный) были любезно предоставлены д-ром Metzler (Университет г. Турку, Финляндия). Бактериальную культуру выращивали в колбах на среде, содержащей 10 г/л диализата дрожжевого экстракта («Sigma», CША), 15 г/л глюкозы («Реахим», Россия), 5 г/л CaCO3 («Реахим», Россия), 20 г/л агара («НИЦФ», Россия), рН 7,0 при температуре 25° С, в темноте.

Выделение и очистка ЭПС. Выделение и очистку ЭПС Сms из культурального фильтрата проводили методом колоночной ионообменной хроматографии [Strobel, 1967].

Коньюгирование ЭПС с флюорохромным красителем. 30 мг ЭПС и 1,3 мг РИТЦ (родаминизотиоцианат) ("Serva", Германия) отдельно растворяли в 2 мл 100 мМ фосфатного буфера, рН 8.8, смешивали и оставляли для коньюгации при 4оС на 15 ч. Коньюгат очищали от несвязанного красителя колоночной гель-хроматографией с использованием сефадекса G-25 ("Sigma", США) и элюировали бидистиллированной водой. Фракцию, содержащую конъюгат, упаривали до сухого состояния на роторном испарителе и хранили при 4оС.

Определение сорбционной способности Cms. 1 мл бактерий с одинаковыми для всех штаммов титрами (2 х 108 клеток/мл) добавляли к 1 мл 3-х и 7-суточных суспензионных клеток картофеля (титры 103 и 5 х 102 клеток/мл, соответственно) двух сортов: Луговской – устойчивый, Лукьяновский – восприимчивый. Коинкубацию проводили в течение 2 и 9 час, после чего суспензию для удаления несвязавшихся бактерий центрифугировали при 1.500 g и дважды промывали средой культивирования, после чего подсчитывали в камере Горяева на микроскопе Laboval 4 (“Carl Zeiss”, Германия) количество бактерий, прикрепившихся к суспензионным клеткам. По каждому варианту было проанализировано 80-100 растительных клеток.

Выделение протопластов. Для выделения протопластов использовали листья пробирочных растений двух сортов картофеля, контрастных по устойчивости к возбудителю кольцевой гнили. Отделенные от растений листья измельчали на фрагменты размерами 4-6 мм2 в среде Мурасиге – Скуга на 0,06 М К–Na фосфатном буфере, рН 5,8 и инфильтрировали методом создания обратного давления в шприце ферментативным раствором следующего состава в конечных концентрациях: 1 % мацерозим (“Меrck”, Германия); 1 % целлюлаза (“Sigma”, США); 0,5 % гемицеллюлаза (“Sigma”, США); 0,3 М сорбит; 3мМ CaCl2; 1 % БСА (“Реахим”, Россия); 0,06 М K–Na фосфатный буфер, рН 5,8: среда Мурасиге – Скуга (1:1). Общий объем среды составлял 3 мл. Для защиты белковой части рецепторов в среду выделения добавляли 1% БСА в качестве конкурентного субстрата для возможных примесей протеаз в используемых препаратах пектолитических ферментов [Diekmann et al., 1994]. Растворы с фрагментами листьев помещали во флаконы и ставили на качалку при температуре 28°С на 3 часа. Полученную суспензию фильтровали через капрон и дважды промывали средой выделения без ферментов.

Инкубация протопластов с ЭПС. Протопласты инкубировали с избытком ЭПС Cms, коньюгированного с родаминизотиоцианатом (РИТЦ) в течение 1 часа в темноте. Затем дважды отмывали от несвязавшегося комплекса ЭПС-РИТЦ средой выделения без ферментов. Не менее 50 протопластов каждого сорта просматривали в люминесцентном микроскопе МЛ-2АУ4.2 («Ломо», Россия). Использовали пропускающий светофильтр СС-15, запирающий светофильтр ЖС-18. Контролем служили неокрашенные протопласты.

Подготовка образца для определения концентрации цАМФ

Суспензионная культура клеток картофеля. Суспензионную культуру фиксировали в жидком азоте, фильтровали, и гомогенизировали в буфере выделения следующего состава: 50 мМ трис-HCl, рН 7.4, 0.1 мМ теофиллина, 1мМ дитиотреитола, 0.5 мг/мл растворимого поливинилпирролидона (“Fluka” Швеция), связывающего фенолы. Для дополнительного связывания фенолов (при определении содержания цАМФ) [Каримова и др., 1990] при гомогенизации использовали ионообменную смолу Dowex–50 (“Sigma”, США) в весовом соотношении 1:5 (смола:растительный материал). Далее смесь фильтровали через два слоя мелкоячеистого капрона и центрифугировали 40 мин при 20000 g. Для повышения специфичности иммунной реакции в иммуноферментном анализе (ИФА), образец очищали от присутствия других циклических нуклеотидов с помощью нейтральной окиси алюминия.

Растения картофеля in vitro фиксировали в жидком азоте, затем делили на участки длиной около 4 см. Далее подвергали процедурам, описанным для суспензионной культуры клеток.

Очистка осадка и супернатанта от примесей других циклических нуклеотидов. На колонку с нейтральной окисью алюминия с толщиной слоя 1 см3, уравновешенную буфером выделения, наносили 1 мл супернатанта или осадка, ресуспендированного в буфере выделения. Элюцию проводили тем же буфером и анализ спектра веществ осуществляли с помощью хроматографического оборудования (“Uvicord”, Швеция), при длине волны 276 нм. Стандартами служили аденозин, 5-АМФ, цАМФ, цГМФ, цТМФ, цЦМФ (“Sigma”, США) в концентрации 100 пМ. В этом случае цАМФ элюировался раньше других соединений и обнаруживался уже во втором мл, что согласуется с литературными данными [White, Zenser, 1971]. Общий объем элюата составлял около 8 мл. Далее элюат упаривали на роторном испарителе под вакуумом досуха, сухой остаток растворяли в 100% диметилсульфоксиде («Реахим», Россия) для удаления солей, затем центрифугировали при 20000 g. Диметилсульфоксид из осадка удаляли ацетоном («Экос-1», Россия). Пробу высушивали на воздухе при комнатной температуре. Количество цАМФ определяли ИФА.

Иммуноферментный анализ (ИФА)

Анализ начинали с иммобилизации антигена на поверхности планшета. С этой целью в лунки полистироловых планшетов для ИФА («Ленинградский ЗМП», Россия) вносили по 0.1 мл смеси следующего состава: 1 мл исследуемого образца + 0.08 мл 25%-ного глутарового альдегида («Sigma», США) + 1 мг/мл БСА («Sigma», США). Планшеты инкубировали 15 часов при 370С и лунки трижды промывали буфером ФТБС (0.02 М Na-фосфатный буфер, 0.1 М NaCl («Реахим», Россия), 0.3 % Твин-20 («Ferak», Германия), рН 7,0). Затем для предотвращения неспецифического связывания антител с твердым носителем в каждую лунку добавляли по 0.1 мл лошадиной сыворотки («Аллерген», Россия), разведенной 1:10 ФБС (ФТБС без твина) и планшеты выдерживали 1 ч при 37° С. После этого в лунки вносили по 0.1 мл первичных кроличьих антител против цАМФ (“Sigma”, США) в концентрации 60 мкг/мл, разведенных в ПБС. Материал инкубировали 2 ч при 370С и промывали трижды ФТБС. Затем повторяли обработку образцов лошадиной сывороткой. Далее в лунки вносили по 0.1 мл меченных пероксидазой вторичных козьих антител (“Sigma”, США), разведенных 1:800 в 0.1 М карбонатно-бикарбонатном буфере, рН 8.3 и через 1 ч инкубации при комнатной температуре отмывали трижды ФТБС. После этого осуществляли трехразовое промывание лунок планшетов 0.1 М фосфатно-цитратным буфером, рН 5.6, для удаления детергента, создающего высокий фон неспецифического окрашивания при развитии цветной реакции на пероксидазу. Затем в каждую лунку добавляли 0.1 мл 0,16% ортофенилендиамина («Sigma», США), растворенного в том же самом фосфатно-цитратном буфере и 3 мкл 3% перекиси водорода. Окраска развивалась в течение 20 мин. Реакцию останавливали добавлением 0.1 мл/лунку 4 N серной кислоты («Реахим» Россия). Измерения интенсивности поглощения света растворами проводили на спектрофотометре C-101–46 (“BioRad”, Германия) при длине волны 490 нм. Контролем служил буфер выделения без растительных образцов. Калибровочную кривую строили по цАМФ (“Sigma”, США). Нижний предел определения данного метода – 10 пМоль цАМФ в пробе. Эксперименты проводили в восьми аналитических и трех биологических повторностях.

Метод дифференциального центрифугирования в градиенте плотности для выделения фракции ядер и хлоропластов из листьев растений картофеля. Растения гомогенизировали в ступке при температуре 4°С в буфере выделения, описанном выше. Гомогенат (1,5 мл) наносили на градиент сорбита («Реахим», Россия) (0,75М, 1,5М, 2,5М и 4М по 2 мл.) и центрифугировали 30 мин при 600g на холоду. Хлоропласты собирали в 1 и 2 слоях, ядра на границе между 3 и 4 слоями. Оценку чистоты фракции выделенных органелл осуществляли под контролем люминесцентного микроскопа МЛ-2АУ4.2 («Ломо», Россия). С этой целью ядра окрашивали DAPI (“Sigma”, США), хлоропласты обладали собственной ярко-красной флюоресценцией.

Методика подготовки образцов для определения активности рАЦ и мАЦ. Фракции, обогащенные ядрами и хлоропластами, инкубировали 30 мин с 0,01% октил-В-D-глюкопиранозидом («Amresco», США) при температуре 4°С для освобождения растворимой АЦ. Затем образцы центрифугировали при 105000g 3 часа. Полученный осадок использовали для определения активности мембранносвязанной АЦ, а супернатант - для определения активности растворимой АЦ. Реакцию начинали внесением растительного белка в количестве 100-150 мкг/г сырой массы в 500 мкл инкубационной среды: 50 мМ трис-HCl, рН 7.2, 0,1 мМ теофиллин, 1мМ дитиотреитол, 0,5 мМ АТФ (“Sigma”, США), 3 мМ MgSO4 («Реахим» Россия). В некоторые пробы из осадка и из супернатанта добавляли специфические эффекторы мембранносвязанной и «растворимой» форм АЦ: 3 мМ MnCl2 («Реахим» Россия) или 20 мМ NaHCO3 («Реахим», Россия) – для активации рАЦ, 10 мМ NaF («Реахим» Россия) – для стимуляции мАЦ, а также 10 мкМ сурамина («Sigma», USA) - специфического ингибитора мАЦ, разобщающего G-белок с рецептором. Реакцию проводили при 27°С в течение 30 мин и останавливали кипячением в течение 3 мин на водяной бане. Далее, для повышения специфичности иммунной реакции, образец дополнительно очищали от присутствия других циклических нуклеотидов с помощью нейтральной окиси алюминия («Merk», Германия). Белок в растительной пробе определяли по методу Брэдфорд.

Методика определения оптимума рН, и кинетических характеристик мАЦ и рАЦ из корней растений картофеля. Корни пробирочных растений картофеля отделяли от стебля и гомогенизировали в среде выделения и в режимах центрифугирования как указано выше. Получали две фракции: супернатант, содержащий рАЦ и осадок, содержащий мАЦ. Для определения оптимума рН проводили анализ активности мАЦ, описанный выше с некоторыми изменениями. Выделенный растительный белок (см. Подготовка образца для определения концентрации цАМФ) в количестве 100-150 мкг/г сырой массы, помещали в буферные растворы (500 мкл) с различными значениями рН (6.0; 6.7; 7.4 и 8.0), содержащие компонент, предохраняющий SH-группы белков, а также ингибиторы протеиназ и фосфодиэстеразы цАМФ и инкубировали 30 мин с 0.5 мМ АТФ при температуре 27° С. Реакцию останавливали кипячением и далее определяли концентрацию цАМФ. Для определения кинетических параметров мАЦ и рАЦ, белок из осадка и супернатанта, инкубировали с различными концентрациям АТФ (0,07 мМ; 0,2 мМ; 0,4 мМ; 0,5 мМ) и 3 мМ MgSO4 в каждом варианте. В отдельные варианты для мАЦ добавляли 10 мМ NaF, для рАЦ - 3 мМ MnCl2, или 20 мМ NaHCO3. Реакцию проводили в течение 30 мин при 27° С и останавливали кипячением. В пробах проводили определение концентрации цАМФ. В некоторые образцы вносили 10 мкМ сурамина для ингибирования мАЦ или 40 мкМ КН-7, являющегося специфическим ингибитором рАЦ животных [Zippin, 2003].

Выявление мембранных липидов во фракциях клеток после ультрацентрифугирования. Для подтверждения отсутствия мембранных липидов в супернатанте после ультрацентрифугирования гомогената растительных клеток (105 000g, 3 ч), проводили тонкослойную хроматографию образцов, полученных из супернатанта и из осадка (Пустовалова, 1999). Приготовление образцов для электронной микроскопии и иммунноэлектронная цитохимия для выявления цАМФ и рАЦ. Исследования проводили на корнях (цАМФ, рАЦ) и листьях (рАЦ) in vitro растений картофеля. Опытом служили растения, к среде роста которых добавляли 0,1% ЭПС Cms (15 мин), контролем - растения в обычной среде роста. Приготовление образцов проводили по методу Миронова и др. (1994) с использованием первичных антител к цАМФ («Sigma», США), рАЦ (антитела любезно предоставлены сотрудниками лаборатории Баха и Левина, Корнельский университет, Нью-Йорк, США) и вторичных антител, меченных золотом («Sigms», США). 

Количественная оценка меток к цАМФ. Изображение участков клеток , полученных с ультратонких срезов всех анализируемых вариантов, предварительно приводили к единому масштабу с помощью программы Adobe Photoshop 7.0.1. и измеряли общую площадь, площадь каждого компартмента и длину мембран (плазмалемма, тонопласт), после чего подсчитывали в них электронноплотные частицы золота, отражающих локализацию цАМФ, используя программу SigmaScan Pro 5. Полученные величины пересчитывали на 10 мкм2 суммарной площади компартмента каждого типа, а для мембран – на 10 мкм их длины. По каждому варианту использовали 15-18 изображений.

Иммунопреципитация с применнием сефарозы-А и первичных антител.

Иммунопреципитацию проводили по стандартному протоколу, предлагаемому фирмой «ABCAM» (Великобритания). Против рАЦ использовали моноклональные антитела животных, которые были получены к N концу каталитического домена растворимой аденилатциклазы животных, и обладали только одним эпитопом, содержащим 14 аминокислот (EIESVPDQRAVKVN), благодаря чему достигалась их высокая специфичность [Zippin et al., 2003], титр1:10; титр поликлональных антител против мАЦ-6 животных составлял 1:50 (“ABCAM”, Великобритания). Первичные поликлональные антитела были получены к 121 аминокислоте N-конца молекулы мАЦ, отличающегося наибольшим консерватизмом (“Abcam”, Великобритания).

Электрофорез. Электрофорез белков проводили в блоках 10 % полиакриламидного геля в модифицированной системе Лэммли [Laemmli, 1970], используя прибор для электрофореза Mini-PROTEAN III («Bio-Rad», США), согласно инструкции производителя.

Иммуноблотинг. Иммуноблотинг проводили по Timmons, Dunhar (1990) на приборе фирмы «Bio-Rad» (США). Титр первичных моноклональных антител к рАЦ составлял 1:1000, поликлональных к мАЦ-6 – 1:500. Использовали вторичные антитела (титр 1:1000), коньюгированные с пероксидазой («Sigma», США).

Статистическая обработка результатов. Эксперименты проводили в трех биологических повторностях. Аналитические повторности в зависимости от используемого метода составляли от трех до восьми. Полученные результаты обработаны статистически, с вычислением ошибки среднего, в некоторых случаях коэффициента корреляции и значений достоверности различий между вариантами опыта и сортами (Р).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Сорбция штаммов Сms, отличающихся по мукоидности и вирулентности, на поверхности суспензионных клеток двух сортов картофеля, контрастных по устойчивости к данному патогену. Существенная роль в процессе колонизации тканей патогеном и экспрессии или супрессии защитных реакций растений принадлежит, в частности, экзополисахаридам (ЭПС), формирующим мукоидное окаймление бактерий [Denny, 1995; Romantschuk, 1992]. Однако имеющиеся литературные данные о роли мукоидности в проявлении патогенности (вирулентности) при бактериозах весьма малочисленны и противоречивы [Geier, Geider, 1992; Bermpohl et al., 1996]. Использование в качестве модели in vitro-растений картофеля и шести различающихся по вирулентности штаммов Cms показало, что на восприимчивом сорте (Лукьяновский) эти штаммы проявили вирулентные свойства, соответствующие характеристикам, описанным в литературе, а по отношению к устойчивому сорту (Луговской) все штаммы оказались авирулентными [Романенко и др., 1998; 2002]. Результаты проведенных экспериментов позволили установить, что наиболее ярко сорбция Cms проявлялась на 7-суточной культуре ткани. На клетках устойчивого сорта исследуемые шесть штаммов Cms сорбировались в незначительной степени, тогда как на суспензионных клетках восприимчивого сорта довольно эффективно сорбировались пять из шести штаммов Cms (Рис. 1). Между сорбцией и вирулентностью Cms, а также между сорбцией и мукоидностью тех же штаммов наблюдалась корреляция с заметной и высокой теснотой связи соответственно.

Рис.1. Интенсивность сорбции шести штаммов Cms на суспензионных клетках картофеля

По имеющимся литературным данным [Романенко и др., 1999] в клеточных оболочках растений картофеля локализованы рецепторы к ЭПС Cms. В оболочках клеток растений восприимчивого сорта их присутствует на порядок больше, чем у клеток резистентного сорта [Романенко и др., 1999]. Кроме того, рецепторы только восприимчивого сорта содержат положительно заряженные аминокислоты [Романенко и др., 1999], а в составе штаммов Cms обнаружены фосфатные и сульфатные группы, имеющие отрицательный заряд. Следует заметить, что по их содержанию все шесть штаммов значительно различались [Ломоватская, 2001]. Поэтому в паре восприимчивый сорт - Cms наблюдаемая интенсивная сорбция реализовалась через большое количество рецепторов к ЭПС Cms и усиливалась за счет ионных взаимодействий между аминокислотами рецепторов и фосфатными группами в составе ЭПС Cms, тем более, что между сорбцией и этими группами установлена корреляция с заметной теснотой связи. Поскольку у суспензионной культуры клеток устойчивого сорта специфических детерминант значительно меньше, а в их составе отсутствовали положительно заряженные аминокислоты, процесс сорбции был выражен весьма незначительно.

Выявление рецепторов к экзополисахаридам Сms на плазмалемме клеток растений картофеля. Первичный контакт возбудителя с клеточными стенками растений картофеля также позволяет экзополисахаридам бактерий диффундировать через оболочку в район плазмалеммы растительной клетки. Это представляется вполне возможным, так как ЭПС Cms весьма гетерогенны по молекулярным массам (от 1 кДа до более, чем 700 кДа) [Рымарева, 2001; Шафикова, 2003]. Исходя из этого, логично было предположить, что на плазматической мембране клеток растений картофеля должны присутствовать рецепторы к ЭПС Cms. Данные детерминанты выявляли методом люминесцентной микроскопии на протопластах, полученных из клеток мезофилла листа растений двух сортов картофеля, контрастных по устойчивости к Cms. Коинкубация протопластов с комплексом ЭПС–РИТЦ (родаминизотиоцианат) и последующим неоднократным отмыванием средой инкубации приводило к голубоватому свечению протопластов в люминесцентном микроскопе. Его интенсивность имела существенные сортовые отличия: протопласты листьев устойчивого сорта практически не флуоресцировали, тогда как протопласты, выделенные из листьев восприимчивого сорта, светились довольно интенсивно (Рис. 2).

  Таким образом, на плазмалемме клеток растений картофеля имеются рецепторы к ЭПС Cms, имеющие количественные отличия у двух сортов, контрастных по устойчивости к возбудителю кольцевой гнили.

Рис. 2. Cорбция ЭПС Cms на плазмалемме клеток картофеля

А - сорт Луговской (резистентный), контроль, световая микроскопия, Д - флуоресцентная микроскопия; Б - сорт. Лукьяновский (восприимчивый), контроль, световая микроскопия, Е - флуоресцентная микроскопия; В – сорт резистентный ЭПС+РИТЦ, световая микроскопия, Ж - флуоресцентная микроскопия, Г- сорт восприимчивый, ЭПС+РИТЦ, световая микроскопия, З - флуоресцентная микроскопия. 

Поскольку ЭПС могут выступать как в роли элиситоров, так и супрессоров [Романенко и др., 1999; Шафикова, 2003], можно предположить, что у растений устойчивого сорта данные детерминанты имеют большее сродство к элиситорным компонентам ЭПС, тогда как у восприимчивого сорта – к супрессорным, что должно сказываться на работе сигнальных внутриклеточных путей, а затем и на качестве защитных реакций растений. Кроме того, большее количество рецепторов у восприимчивого сорта также может быть причиной супрессии защитных сигналов, так как известно, что в зависимости от концентрации, экзометаболиты патогена могут быть специфическими элиситорами или супрессорами [Дьяков, 2005].

Определение кинетических параметров тотальных мАЦ и рАЦ из корней растений картофеля двух сортов, контрастных по устойчивости к Cms и опосредованное влияние ЭПС Cms на эти параметры. Для объективной оценки изучаемых форм фермента необходимо знание оптимальных условий их функционирования и кинетических характеристик,  а также характер изменений этих параметров под воздействием неблагоприятных факторов внешней среды, в частности ЭПС Cms. Объектом экспериментов служили корни пробирочных растений картофеля двух сортов, контрастных по устойчивости к Cms. В опытном варианте корни растений инкубировали в течение 1 мин с 0,1% ЭПС Cms. Осадок после гомогенизации и ультрацентрифугирования, обогащенный микросомальной фракцией, служил источником мембраносвязанной аденилатциклазы; в супернатанте определяли активность растворимой аденилатциклазы. Супернатант содержал только рАЦ, поскольку в нём отсутствовали мембранные липиды, тогда как в осадке были выявлены все основные липидсодержащие составляющие растительных мембран. Кроме того, применялся ингибиторный анализ, для чего в образцы микросомальной фракции добавляли сурамин, разобщающий связь G-белка с рецептором. При этом происходило значительное ингибирование активности мАЦ во всех вариантах у обоих сортов. Для подавления активности рАЦ применялся ингибитор 2-(1Н–бензоимидазол–2-сулфанил)–пропионовая кислота-(5– бромо-2-гидроксибензилиден)-гидразид (КН-7), специфически блокирующий активность этого фермента в клетках животных [Stessin et al., 2006]. Однако на растениях картофеля ингибирования рАЦ не наблюдалось. Проведенные эксперименты позволили выявить оптимум рН активности мАЦ, который составил 7,4.

Кинетические параметры мАЦ

Мембраносвязанная АЦ из клеток корней растений устойчивого к Cms сорта имела максимальную скорость реакции и сродство к субстрату почти в 2,5 и 2 раза выше соответственно, чем у мАЦ из растений восприимчивого сорта. В контроле у мАЦ из растений восприимчивого сорта наблюдалось субстратное ингибирование, которого почти не было у мАЦ из устойчивого сорта. Фторид натрия повышал уровень Vmax мАЦ клеток растений обоих сортов практически в одинаковой степени, и понижал степень сродства к субстрату, причем в большей степени у устойчивого сорта (Табл. 1; Рис. 3,4). ЭПС Cms оказывали разнонаправленный эффект на активность изучаемого фермента у растений обоих сортов. У устойчивого сорта Vmax мАЦ возрастало почти в 3 раза, при этом Km была почти такой же, как в контроле. У восприимчивого сорта Vmax снижалась практически в 7 раз, но Km и сродство к субстрату не менялись, что свидетельствует о неконкурентном ингибировании активности фермента по изостерическому типу.

Таблица. 1. Кинетические параметры мАЦ из растений картофеля и влияние на них NaF и ЭПС Cms

сорт Луговской (резистентный)

сорт Лукьяновский (восприимчивый)

Варианты

опыта

Vmax, нМ/мг белка/ мин

Km, мМ

Сродство

к субстрату, мМ

Vmax,

нМ/мг белка/ мин

Km,

мМ

Сродство

к субстрату, мМ

Контроль

(-ЭПС)

9

0,07

14,3

3,4

0,1

8,7

Контроль +10 мМ NaF

15,5

0,2

6,7

4,3

0,2

5,8

Опыт (+ЭПС)

24

0,06

17,5

0,5

0,1

8,7

Опыт +

10 мМ NaF

44,5

0,06

17,5

2,3

0,1

10

Фторид натрия на фоне ЭПС значительно повышал максимальную скорость реакции у мАЦ из клеток растений обоих сортов, не меняя при этом Km (Табл. 1; Рис. 3,4). Здесь необходимо отметить, что ЭПС Cms оказывали не прямое воздействие на данный фермент, а влияли опосредованно через механизм лиганд-рецепторного взаимодействия в системе in vivo, из чего следует, что в регуляции активности мАЦ принимает участие комплекс лиганд-рецептор-G белок-мАЦ. Это заставляет рассматривать процесс также и в рамках аллостерических взаимодействий, где регуляция активности фермента должна осуществляться через конформационное изменение последнего в результате контакта фермента с G белком.

Рис. 3. Влияние ЭПС Cms на кинетические параметры мАЦ, сорт Луговской (устойчивый)

Рис.4. Влияние ЭПС Cms на кинетические параметры мАЦ, сорт Лукьяновский (восприимчивый)

Данные по влиянию сурамина на активность мАЦ растений картофеля и активацию мАЦ фторидом натрия, реализуемую через ГТФ-связывающий центр G белков, позволяют заключить, что мАЦ в растениях картофеля также регулируется G белками, хотя остается совершенно не ясным, какого типа G белки функционируют в данном случае у растений каждого из сортов. На основе полученных результатов можно сказать, что под влиянием биотического стрессора активность мАЦ растений картофеля модулируется по изостерическому и аллостерическому типам. У устойчивого сорта наблюдается положительная аллостерическая регуляция, у восприимчивого - отрицательная.

Кинетические параметры рАЦ. Прежде всего, обращает на себя внимание тот факт, что максимальная скорость реакции и Km у рАЦ из корней растений обоих сортов в контроле были практически одинаковы (Рис.5,6). NaHCO3 в концентрации 20 мкМ повышал Vmax рАЦ также в равной степени у обоих сортов, незначительно меняя Km и сродство к субстрату (Табл. 2). ЭПС Сms более чем в 2 раза повышали максимальную скорость реакции у рАЦ из растений устойчивого сорта и в 2 раза снижали Km, что приводило к возрастанию сродства к субстрату. В то же время у восприимчивого сорта Vmax снижалась почти в 4 раза, а Km оставалась почти на том же уровне (Рис.5,6). При этом у обоих сортов наблюдалось субстратное ингибирование. Предположительно, механизмы этого явления у растений двух сортов различны, так как изменение сродства к субстрату рАЦ наблюдалось только у устойчивого сорта (Рис.5,6). Воздействие бикарбоната на фоне ЭПС оказывало практически одинаковый эффект на рАЦ из обоих сортов, а именно повышало Vmax и снижало сродство к субстрату, хотя субстратное ингибирование при этом усиливалось.

Рис. 5. Влияние ЭПС Cms на кинетические параметры рАЦ, сорт Луговской (устойчивый)

Рис. 6. Влияние ЭПС Cms на кинетические параметры рАЦ, сорт Лукьяновский (восприимчивый)

По литературным данным [Litvin et al., 2003], действие бикарбоната в клетках животных основано на конформационных изменениях молекулы рАЦ, что приводит к закрытию активного сайта и облегчению связывания второго иона металла, вследствие чего повышается Vmax и в последующем снижается субстратное ингибирование. При этом авторы использовали концентрации субстрата, превышающие таковые в наших экспериментах в 10 и более раз,  а бикарбоната – на три порядка. Можно предположить, что при гораздо меньших концентрациях субстрата (0,07 - 0,5 мМ) и бикарбоната (20 мкМ) механизм действия НСО3- будет иным.

Таблица. 2. Кинетические параметры рАЦ из растений картофеля и влияние на них NaHCO3 и ЭПС Cms

Сорт Луговской (резистентный)

Сорт Лукьяновский (восприичвый)

Варианты

опыта

Vmax,

нМ/мг белка

Km, мМ

Сродство

к субстра-ту, мМ

Vmax,

нМ/мг белка

Km, мМ

Сродство

к субстра-ту, мМ

Контроль

(-ЭПС)

1,3

0,04

25

1,5

0,04

25

Контроль + 20 мМ NaHCO 3

2,2

0,04

28,6

2,2

0,03

29,4

Опыт (+ЭПС)

2,8

0,02

55,6

0,4

0,03

29,4

Опыт +

20 мМ

NaHCO 3

5,6

0,03

37

0,9

0,04

27,8

При этом следует заметить, что в предварительных экспериментах нами было установлено, что более высокая концентрация бикарбоната (40 мкМ) оказывала ингибирующий эффект на активность рАЦ. Эти результаты позволяют предположить, что рАЦ растений имеет свои структурные особенности, хотя это требует дальнейшей проверки, в частности, использования очищенного препарата фермента. Пока остается неясным механизм воздействия ЭПС Cms на рАЦ растений картофеля. Так как воздействие данного неблагоприятного фактора продолжалось всего 1 мин, необходимо, чтобы агент, модулирующий активность рАЦ, за столь короткое время распространился по цитоплазме и достиг внутриклеточных компартментов – мест локализации рАЦ. Исходя из таких установок, можно предположить, что на такую роль могут претендовать ионы кальция, поскольку, во-первых, скорость их распространения в клетке очень высока – несколько секунд [Медведев, 1998] и, во-вторых, под воздействием внешних факторов, например, элиситоров, изменение концентрации этого вторичного мессенджера в клетке носит дискретный характер за счет различного его содержания во внутриклеточных компартментах [Zimmermann et al., 1997; Lecourieux et al., 2002; Sanders et al., 2002]. Кроме того, эндогенный цАМФ является регулятором активности кальциевых каналов [Volotovski et al., 1998; Rudd, Franklin-Tong, 1999]. Также есть данные, полученные на животных, где показано, что кальций дозозависимо повышал активность рАЦ, снижая Km и повышая сродство фермента к субстрату [Steegborn et al., 2005]. Окончательный ответ на то, как влияют различные концентрации кальция на активность рАЦ из клеток растений картофеля, можно будет получить только в результате специальных экспериментов. Пока же наблюдаемые различия в кинетических параметрах рАЦ растений обоих сортов картофеля позволяют сделать вывод о том, что в каталитических доменах исследуемого фермента у двух сортов картофеля, несмотря на одинаковую молекулярную массу самого фермента, имеются отличия, следствием чего может стать различная регуляция активности рАЦ ионами кальция.

Влияние биотического и абиотического стрессов на внутри- и внеклеточную концентрационную динамику цАМФ в клетках разных видов растений.

К настоящему времени хорошо изучен конечный этап реализации защитно-приспособительных механизмов, например, индукция под воздействием теплового шока специфических белков [Кузнецов и др., 1987; Кузнецов, 2001; Федосеева и др., 2008]. Хотя природа сигнала, инициирующего активацию соответствующих транскрипционных факторов, остается слабоизученной, есть данные, что в этом процессе существенная роль принадлежит цАМФ. У растений его концентрация значительно меняется под воздействием различных видов стрессоров [Яворская, 1990; Cooke et al., 1994]. Исходя из этого можно предположить, что интенсивность и специфичность действующего стрессового фактора также должна оказывать дифференцированный эффект на активность аденилатциклазной сигнальной системы, а долговременная реализация ответных реакций растительных клеток может быть связана с активизацией этой системы уже в первые минуты воздействия стрессоров. Поэтому необходимо было во-первых, определить концентрационную динамику цАМФ в клетках, а также в культуральной среде на начальных этапах действия теплового шока различной интенсивности (37° С и 50°С, суспензионная культура арабидопсиса). Во-вторых, изучить концентрационную динамику цАМФ в клетках при воздействии биотического стрессового фактора (ЭПС Cms, суспензионная культура сортов картофеля, контрастных по устойчивости к Cms).

  Под воздействием мягкого теплового шока (37° С) концентрация цАМФ в суспензионных клетках резко возрастала после 1 мин инкубации и значительно понижалась через 15 мин воздействия. Аналогичное явление наблюдалось и в среде роста клеток (Рис. 7). При 50° С через 1 мин выявлялся также пик внутриклеточной концентрации цАМФ, причем он превышал аналогичный показатель при 37° С почти в два раза, а через 15 мин наблюдалось его повторное значительное повышение. Еще одной интересной особенностью можно считать изменение соотношения внутри- и внеклеточного цАМФ при 50° С, а именно превышение в 1,5 и в 2 раза уровня внеклеточного цАМФ над внутриклеточным через 3 и 5 мин, соответственно (Рис. 7). Таким образом, и мягкий и жесткий тепловые стрессоры вызывают пик концентрации цАМФ уже через 1 мин воздействия. По литературным данным, при 37°С это приводит к активации систем защиты от теплового шока, в частности к индукции синтеза БТШ [Федосеева и др., 2008]. Плавное снижение концентрации цАМФ в последующие 15 мин скорее всего свидетельствует о завершении этапа тревоги и переходу растительного организма к адаптации [Шакирова, 2001].

Рис. 7. Влияние мягкого (37°С) и жесткого (50°С) теплового шока на изменение концентрации цАМФ в суспензионной культуре арабидопсиса

Результаты позволяют предположить, что под воздействием жесткого стресса (50°С) в суспензионных клетках арабидопсиса активация аденилатциклазной сигнальной системы индуцирует, как минимум, три программы (или стадии) изменения клеточного метаболизма. Резкое повышение уровня цАМФ через 1 мин, а затем не менее резкое его падение, говорят о возникновении реакции тревоги. Очевидно, на этом этапе могут экспрессироваться гены, ответственные за синтез специфических БТШ. Однако через 5 мин воздействия уровень цАМФ в клетке, с одной стороны, резко, в 25 раз, снижался по сравнению с 1 мин, а с другой стороны, внеклеточная концентрация превышала внутриклеточную. Вследствие этого, вероятно, происходит качественное переключение метаболических путей, что по литературным данным приводит к развитию программируемой клеточной смерти (апоптоз) в суспензионных клетках арабидопсиса [Федосеева и др., 2008]. Подтверждением этому служит также факт развития апоптоза у дрожжей при резком снижении уровня цАМФ в клетке [Breitenbach et al., 2005]. Повторное повышение внутриклеточной концентрации цАМФ через 15 мин жесткого стресса указывает, скорее всего, на включение третьей программы (стадии), итогом которой, вероятно, будет некротическая гибель клеток, но это предположение нуждается в экспериментальном подтверждении. В этом случае не имеет принципиального значения, как долго продержится экстремально высокий уровень цАМФ, поскольку для индукции переключения генетических программ в клетке достаточно, вероятно, очень короткого промежутка времени. Биотический стрессор (ЭПС Cms) оказывал неодинаковое воздействие на аденилатциклазную систему суспензионных клеток картофеля двух сортов, контрастных по устойчивости к Cms. В клетках устойчивого сорта самый высокий уровень цАМФ наблюдался уже через 1 мин воздействия, и к 45 мин постепенно снижался (Рис. 8, А). При этом динамика внеклеточной концентрации цАМФ имела противоположно направленный характер, постепенно возрастала к концу эксперимента. В то же время у восприимчивого сорта накопление цАМФ происходило очень медленно, и отставало по уровню от такового у устойчивого сорта и только к 45 мин наблюдалось его весьма значительное внутриклеточное возрастание (Рис. 8, Б). Концентрация цАМФ в среде роста почти на всем протяжении эксперимента оставалась на уровне внутриклеточной, и только к 45 минутам значительно возрастала, хотя и не достигала его. Замедленная аккумуляция цАМФ в клетках восприимчивого сорта позволяет говорить о задержке трансдукции сигнала, возможно в результате ингибирования активности соответствующих аденилатциклаз, что было показано выше. Вполне возможно, что это происходит по причине конкурентного связывания некоторых компонентов ЭПС Cms рецепторами клеточных оболочек картофеля. Гетерогенность состава ЭПС позволяет предположить, что супрессорные компоненты ЭПС имеют большее сродство к рецепторам клеток картофеля, но с течением времени они замещаются элиситорными составляющими ЭПС, что и отражается на постепенном повышении уровня внутриклеточного цАМФ у клеток восприимчивого сорта.

Рис. 8. Влияние ЭПС Cms на концентрацию цАМФ в суспензионных клетках картофеля и среде роста, А - сорт Луговской (устойчивый); Б - сорт Лукьяновский (восприимчивый)

Несмотря на то, что механизм восприятия сигнала при абиотическом и биотическом стрессах различен, и у суспензии арабидопсиса и у клеток устойчивого сорта реакция аденилатциклазной сигнальной системы в первую минуту воздействия практически одинакова. Вполне возможно, что это является одним из проявлений общего принципа устойчивости, независимо от специфичности действующего стрессового фактора. Очевидно, что данный принцип един для всех молекулярных систем растительных организмов: например, комплекс шапероновых белков HSC70-SGT1, найденный у арабидопсиса и табака, необходим как для регуляции гормональных ответов, так и для проявления защитных реакций при тепловом стрессе и при инфицировании вирулентными патогенами [Nol et al., 2007]. Анализ полученных данных позволяет заключить, что успешная реализация защитных ответов растений возможна только, если активация сигнальной системы, в частности, аденилатциклазной, под воздействием любых стрессовых факторов, будет кратковременной, а также строго дозированной по интенсивности.

Различия в скорости и интенсивности, а также специфичность системного ответа аденилатциклазного сигнального пути сортов картофеля, контрастных по устойчивости к возбудителю кольцевой гнили, на биотический и абиотический стрессоры

Так как уже было показано, что ЭПС Cms способны специфически взаимодействовать с рецепторами плазмалеммы клеток картофеля, то логично ожидать, что данное взаимодействие приведет к активации сигнальных путей растений картофеля. Поэтому представляло интерес исследовать системную активацию аденилатциклазного сигнального пути у растений картофеля сортов, контрастных по устойчивости к Cms, под влиянием экзополисахаридов данного возбудителя.

С этой целью к среде роста пробирочных растений картофеля добавляли экзополисахариды возбудителя кольцевой гнили (0,1%) и измеряли концентрацию цАМФ, конечного продукта аденилатциклазной сигнальной системы (АСС), в различных частях растений через 1, 15, 120 и 480 мин. В работе использовали два сорта: Луговской (резистентный), Лукьяновский (восприимчивый). Исследования показали, что уже через 1 мин воздействия ЭПС в растениях резистентного сорта наиболее высокая концентрация цАМФ наблюдалась в средней и верхней частях стебля, превышая контроль в 100 и 138 раз, соответственно (Рис. 9, А). У растений восприимчивого сорта ни в одной из частей уровень цАМФ не достигал контроля.

Рис. 9. Динамика концентрации цАМФ в различных частях растений и среде роста картофеля в присутствии ЭПС Cms в среде роста.

А-1 мин; Б- 15 мин; В-45 мин; Г- среда роста

  Через 15 мин у растений устойчивого сорта концентрация цАМФ ниже контроля была только в верхней части стебля (8-12 см от корня), в то время как у восприимчивого сорта его уровень наиболее значительно повышался только в корне (Рис. 9, Б). Через 120 мин во всех частях растения картофеля устойчивого сорта уровень данного вторичного мессенджера был ниже контроля. Напротив, у растений восприимчивого сорта в большинстве отрезков уровень цАМФ значительно превышал контроль, за исключением верхушечной части, где цАМФ вообще не детектировался при пороге определения данным методом 10 пМ (Рис. 9, В). Через 480 мин во всех частях растений обоих сортов концентрация цАМФ также не выявлялась.

Активный синтез и перераспределение концентраций цАМФ по растению

сопровождались значительным выходом данной сигнальной молекулы в среду роста растений. Наиболее высокий уровень цАМФ в среде роста растений устойчивого сорта – 197 % от контроля, наблюдался через 120 мин инкубации с ЭПС (Рис. 9, Г). У растений восприимчивого сорта в среду роста выводилось значительно большее количество цАМФ и максимальная концентрация его приходилась на 1 и 120 мин (Рис.9, Г).

В литературе имеются сведения о том, что динамика уровня цАМФ в растениях в норме имеет волнообразный характер [Каримова и др., 1993], и это подтверждается данными экспериментов, приведенных на Рис. 9.

Представленные результаты свидетельствуют о том, что ЭПС Cms вызывают системное изменение активности аденилатциклазной сигнальной системы клеток растений картофеля. Первоначальной причиной этого, скорее всего, следует считать взаимодействие данных экзометаболитов с рецепторами плазмалеммы клеток картофеля, что приводит к сопряжению таких рецепторов с мембраносвязанной аденилатциклазой и регулирующими ее активность G-белками. В силу предполагаемых свойств рассматриваемых рецепторов, а также сложнокомпонентного состава ЭПС, можно предположить, что степень активации или ингибирования данной сигнальной системы зависит от устойчивости сорта к Cms.

  Однако возникает вопрос - каким образом за достаточно короткий промежуток времени происходит передача сигнала на значительное расстояние, и какова его природа, поскольку цАМФ способен мигрировать от места синтеза в клетке на расстояние меньшее, чем 1 мкм [Rich et al., 2000; Zippin et al., 2003] и на роль такого сигнала претендовать не может. Этому также препятствует высокая активность фосфодиэстеразы цАМФ и энергозависимость транспорта цАМФ за пределы клетки [Орлов, Максимов, 1999; Тарчевский, 2002]. Салициловая кислота не является мобильным сигналом, а представляет собой лишь мишень для его восприятия [Чиркова, 2002]. Ее антагонист, жасмоновая кислота, продуцируется растением не ранее, чем через 20 мин после воздействия элиситора [Gundlach et al, 1992]. Более вероятным претендентом на роль раннего подвижного сигнала может быть изменение мембранного потенциала, вызванное изменением внеклеточного рН и модуляцией активности цАМФ-зависимых ионных каналов. ЭПС Cms, через рецепторы влияя на активность мАЦ, способствуют локальному повышению в клетке уровня цАМФ, что, по-видимому, приводит к открытию цАМФ-зависимых ионных каналов, в первую очередь кальциевых [Volotovski et al., 1998; Trewavas et al., 2002]. Быстрый вход в клетку Са2+ может вызвать деполяризацию мембраны, и инициировать возникновение потенциала действия (ПД) [Медведев, 1998; Гималов и др., 2004; Пятыгин, 2008], который с весьма высокой скоростью, 20-30 см/мин, распространяется по стеблю растения вверх [Тарчевский, 2001а; Felle, Zimmermann, 2007]. По литературным данным, ПД в свою очередь может активировать мАЦ [Pall, 1977; Reddy et al, 1995]. Зафиксированное в представленных экспериментах повышение уровня цАМФ в верхушке стебля растения картофеля устойчивого сорта уже через 1 мин вполне может быть объяснено именно этим. В то же время торможение сигнала в клетках растений восприимчивого сорта через 1 мин воздействия, скорее всего, связано с ингибированием ЭПС активности мАЦ. Основания для такого вывода подробно были изложены при обсуждении кинетических параметров АЦ. Одной из причин дальнейших флуктуаций в концентрации цАМФ в различных частях растений картофеля является, в частности, способность ЭПС Cms значительно закислять среду роста и, как следствие, апопласт клеток. Это должно приводить к индукции повторяющегося ПД, что может оказывать модулирующее влияние на активность мАЦ [Пятыгин, 2008]. Поскольку клетки устойчивого сорта более эффективно, чем восприимчивого, восстанавливают внеклеточный рН-гомеостаз [Романенко и др., 1998], ПД, формируемый ими, должен отличаться от такового в клетках восприимчивого сорта. Отражением этого является заметное затухание колебаний цАМФ уже через 120 мин в клетках устойчивого сорта. У восприимчивого сорта восстановление внеклеточного рН-гомеостаза более растянуто во времени при воздействии ЭПС [Романенко и др., 1998], что указывает на неоперативную работу ионных потенциалобразующих каналов и, как следствие, на замедленную системную активацию аденилатциклазного сигнального пути в клетках растений этого сорта. Полное угасание детектируемого сигнала у растений обоих сортов через 480 мин, вероятно, свидетельствует об адаптивной перестройке метаболизма клеток под воздействием биотического стрессора у растений обоих сортов. 

  В тесной связи с изложенным находится и вопрос специфичности защитных реакций растений. Молекулярные механизмы, определяющие этот феномен, еще до конца не выяснены. Есть данные, что на ранних этапах любых стрессовых воздействий экспрессируются прежде всего механизмы неспецифической защиты [Kreps et al., 2002; Swindell, 2006], хотя из других источников следует, что на их фоне формируются специфические защитные реакции [Seki, 2002; Xiong et al., 2002]. В основном процесс эволюции картофеля как культурного растения направлен на развитие специфической устойчивости к патогенам, являющимися биотическими стрессорами. В то же время низкая положительная температура выступает для картофеля в роли неспецифического стрессового фактора, так как данная культура не холодостойка. Поэтому представляло интерес выяснить, какова системная реакция аденилатциклазного сигнального пути растений тех же сортов картофеля на кратковременные (1 мин) стрессы: неспецифический абиотический (4о С) и специфический биотический (ЭПС Cms). Кроме того, в рамках этой задачи необходимо было выяснить роль мембраносвязаннной аденилатциклазы в инициации системного сигнала. Для решения этого вопроса было проведено несколько вариантов экспериментов.

1. Инкубация in vitro растений картофеля двух сортов, контрастных по устойчивости к Cms, в среде роста, содержащей 0,1 % ЭПС Cms.

2. Выдерживание растений картофеля тех же сортов в среде роста, охлажденной до 4° С.

3. Предварительная инкубация растений картофеля в течение 1 ч при комнатной температуре в среде роста, содержащей 10 мкМ сурамина - ингибитора мАЦ, разобщающего связь рецептора с G белком.

4. Предварительная инкубация растений в среде с сурамином с последующей обработкой 0,1 % ЭПС Cms в течение 1 мин.

5. Повторение операции п.3, с последующим переносом растений в среду роста, охлажденную до 4° С.

По окончании экспозиции растения фиксировали жидким азотом и измеряли уровень цАМФ в верхней части стебля с листьями. Прежде всего, следует отметить, что уже через 40 мин инкубации растений в растворе сурамина, у них наблюдалось завядание, начинающееся с верхних листьев. Этот процесс носил обратимый характер и исчезал довольно быстро после перенесения растений в стандартную среду роста. ЭПС Cms, как и в предыдущих экспериментах, вызывали отчетливую и противоположно направленную реакцию аденилатциклазной сигнальной системы (АСС) у растений обоих сортов. Как следует из таблицы 3 АСС в клетках устойчивого сорта активизировалась в 16 раз по сравнению с контролем, в то время как у восприимчивого сорта наблюдалось ингибирование этой сигнальной системы, и ее активность снизилась в 27 раз (Табл. 3).

Таблица 3. Концентрация цАМФ (нМ/ г сыр массы) в верхней части стебля и листьях растений картофеля после воздействия кратковременных стрессов и сурамина

Варианты опыта

сорт Луговской

(резистентный)

сорт Лукьяновский

(восприимчивый)

Вероятность случай-ности различий (Р) между сортами

Контроль

17,4±1,13

12,8±0,92

0,006

0,1% ЭПС

285,1±7,23

0,47±0,02

<0,001

4° С

29,6±1,85

23,8±1,92

0,054

10 мкМ сурамин

2,8±0,83

1,3±0,09

0,093

10 мкМ сурамин,  0,1% ЭПС

3,2±0,22

0,15±0,01

<0,001

10 мкМ сурамин, 4° С

3,3±0,17

2,3±0,12

<0,001

Напротив, кратковременный низкотемпературный стресс вызывал примерно одинаковый ответ АСС в растениях обоих сортов, а именно, возрастание уровня цАМФ в 1,7 и в 1,9 раза по сравнению с контролем у резистентного и восприимчивого сортов, соответственно (Табл. 3). Видно, что, несмотря на предварительную инкубацию с сурамином, вызывающим значительное ингибирование мАЦ, последующее добавление ЭПС в ту же среду с сурамином приводило к более интенсивному ответу АСС у растений устойчивого сорта, чем у восприимчивого. В то же время, сурамин плюс 4°С вызывали примерно одинаковое снижение активности АСС у обоих сортов: в 5,3 и 5,6 раза соответсвенно (Табл. 3).Предполагаемый механизм передачи системого сигнала от АСС при биотическом стрессе уже обсуждался выше. Увядание растений в среде с сурамином подтверждает эту информацию: блокировка работы мАЦ снижает уровень цАМФ в клетке, что, вероятно, приводит к нарушению функционирования ионных каналов, и как следствие, к истечению из клетки осмотически активных ионов, таких как К+. Поскольку сурамин подавлял активность мАЦ не полностью, это все же позволило реализоваться системному сигналу. При абиотическом стрессе у обоих сортов растений картофеля, как теплолюбивой культуры, преобладает неспецифическая составляющая стрессорного ответа, реализующаяся прежде всего через изменение текучести липидного матрикса плазмомембраны [Кузнецов, 2001; Kasperska, 2004; Пятыгин, 2003, 2008]. Это влечет за собой конформационные изменения в мембраносвязанных белках [Пятыгин, 2003], что, в частности, приводит к активации мАЦ в клетках корня растений картофеля. Параллельно на плазмалемме возникает потенциал действия, обусловленный изменением активности Н+-насоса и ионных каналов, причем к последним относятся как цАМФ-зависимые, так и другие каналы, неспецифически реагирующие на изменение температуры окружающей среды [Гималов и др., 2004; Пятыгин, 2003, 2007]. Можно предположить, что в последующем механизм системной активации АСС будет аналогичен таковому при биотическом стрессе. Вероятно, в силу неспецифического характера низкой температуры как стрессового фактора, величина мембранного потенциала действия, возникающего при этом, должна быть практически идентичной у обоих сортов, что обеспечивает примерно одинаковую активацию мАЦ и, следовательно, АСС в клетках этих сортов.

Выявление у растений изоформы мАЦ, иммунородственной 6-ой изоформе мАЦ животных. Влияние длительных биотического и абиотического стрессоров на активизацию синтеза этой изоформы мАЦ у растений. В литературе отсутствуют сведения, касающиеся изоферментного  состава мАЦ растений, хотя имеется информация, что одни и те же агенты (Mn2+, Mg2+, Ca2+) могут оказывать различный, а зачастую и противоположный эффект на активность растительной мАЦ [Carricarte et al., 1988; Lusini et al.,1990]. Этот факт косвенно указывает на возможность присутствия у растений нескольких изоформ мАЦ. Поскольку под воздействием различных внешних агентов, например, элиситоров или изменения температуры у растений наблюдается быстрое и кратковременное возрастание внутриклеточной концентрации кальция [Бияшева и др., 1993; Volotovski et al., 1998; Гималов и др., 2004], представлялось необходимым исследовать также возможность активизации синтеза этой изоформы мАЦ у растений, подвергнутых длительным стрессорам биотической и абиотической природы. Для этого использовали два сорта картофеля, контрастные по устойчивости к Cms, а также сорта озимой и яровой пшеницы. Для создания длительной биотической стрессовой нагрузки растения картофеля инкубировали 72 часа с 0,1% ЭПС Cms. Проростки яровой и озимой пшеницы подвергали длительному воздействию абиотического стрессора, а именно выдерживали 72 часа при +4° С. Выявление изоформы мАЦ, иммунородственной 6 - ой изоформе мАЦ животных, проводили с помощью первичных антител к 6 изоформе мАЦ животных в осадке, полученном после ультрацентрифугирования гомогената растительной ткани.

Образец, содержащий только антитела, дал две белковых полосы, не совпадающие по мол. массе с экспериментальными образцами (Рис. 10).

  Проведенные эксперименты позволили выявить у растений картофеля и пшеницы изоформу мАЦ, иммунородственную 6-ой изоформе мАЦ животных, которая имела мол. массу 182 кДа. Стоит сказать, что предсказанный молекулярный вес соответствующей изоформы животных составляет только 130 кДа (“Abcam”, Великобритания). Возможно, это связано с чистотой исследуемой фракции: так как изучаемая форма фермента является мембранным белком, то для ее очистки необходима солюбилизация с применением дополнительных сильных детергентов. В используемых нами условиях выделения (0,01% октиглюкопиранозид в качестве детергента) скорее всего, выделяется комплекс рецептор-G белок-мАЦ. Поэтому сделать окончательное заключение о молекулярной массе по имеющимся данным пока не представляется возможным. Длительное воздействие стрессов, специфичных для каждого вида растения, не привело к интенсификации синтеза данной изоформы (Рис. 10).

Полученные результаты позволяют расширить имеющиеся представления об организации аденилатциклазной сигнальной системы растений. Так как из внешней среды к растениям поступает масса разнообразных сигналов, каждая сигнальная система должна иметь тонкие механизмы адекватной по силе и качеству передачи информации на геном. Система вторичных мессенджеров, в том числе цАМФ и Са+2, путем варьирования внутриклеточной амплитуды колебаний концентраций позволяет успешно производить такую настройку [Медведев, Маркова, 2001; Willoughby et al, 2006; Parekh, 2008]. Для достижения оптимальной концентрации сигнальных молекул могут использоваться различные механизмы, одним из которых и являются ряд изоформ АЦ, отличающихся по чувствительности к ионам кальция. У растений в плазмалемме имеются кальциевые ионные каналы, специфически регулируемые цАМФ [Talke et al., 2003; Lemtiri-Chlieh, Berkowitz, 2004]. Кроме того, есть данные, что под воздействием некоторых неблагоприятных факторов внешней среды, например, экзометаболитов грибных патогенов, в клетках растений наряду с цАМФ быстро повышается концентрация кальция [Kurosaki et al., 1987]. Поэтому функционирование у растений изоформы мАЦ, ингибируемой физиологическими концентрациями кальция, представляется вполне логичным. Можно предположить, что конститутивный спектр изоформ мАЦ зависит от условий их обитания. Экстремальные условия обитания (длительная засуха, засоление, деаэрация), вероятно, могут привести к изменению изоферментного спектра мАЦ.

Рис. 10. Иммуноблотинг белков мембранной фракции клеток растений после иммунопреципитации с поликлональными антителами к 6-ой изоформе мАЦ животных.1 – пшеница озимая, 23° С; 2 – пшеница озимая, 4° С, 72 часа;3 – пшеница яровая, 23° С; 4 – пшеница яровая, 4° С, 72 часа; 5 – картофель, с. Луговской (устойчивый); 6 – картофель, с. Луговской, +ЭПС, 72 часа; 7 – картофель, с. Лукьяновский (восприимчивый); 8 – картофель, с. Лукьяновский, +ЭПС, 72 часа; АТ-антитела к 6-ой изоформе мАЦ животных.

Выявление рАЦ у разных видов растений и влияние длительного биотического и абиотического стрессоров на изменение изоферментного состава рАЦ. Имеющиеся в литературе сведения о наличии рАЦ в растениях весьма противоречивы и не отличаются полнотой [Moutinho et al., 2001; Roelofs, Van Haastert, 2002]. Поскольку предполагается, что степень активности рАЦ растений связана с их устойчивостью, представляло интерес выявить не только имеющиеся в норме изоформы рАЦ, но и исследовать влияние на них длительных стрессоров различной природы.

  Эксперименты показали, что в образцах растений картофеля и пшеницы как в контрольных вариантах, так и в опытных, выявилась только одна полоса преципитации с мол. массой 190 кДа (Рис. 11).

Рис. 11. Иммуноблотинг белков из надосадочной фракции клеток растений после иммунопреципитации с моноклональными антителами к «растворимой»  аденилатциклазе  растений.АТ- антитела к рАЦ животных; 1 – картофель, с. Лукьяновский (восприимчивый); 2 – картофель, с. Лукьяновский, +ЭПС, 72 часа; 3 – картофель, с. Луговской (устойчивый); 4 – картофель, с. Луговской, +ЭПС, 72 часа; 5 – пшеница озимая, 23°С; 6 – пшеница озимая, 4°С, 72 часа; 7 – пшеница яровая, 23°С; 8 – пшеница яровая, 4°С, 72 часа;

По литературным данным, у животных полноразмерная рАЦ имеет молекулярную массу 187 кДа, что почти совпадает с молекулярной массой выявленной нами рАЦ у растений. В литературе имеются сведения, что рАЦ обладает высокой гомологией у разных видов организмов, например, малярийного плазмодия, дрозофилы, высших животных, а также человека [Барковский, Ачинович, 2003]. По растениям есть две работы, в которых найдено сходство в нуклеотидной последовательности фрагмента рАЦ из пыльцы лилий с рАЦ грибов, а также рАЦ из клеток листьев табака с рАЦ дрожжей [Ichikawa et al., 1997; Moutinho et al., 2001]. Конечно, эти сведения не позволяют проводить полную аналогию структуры рАЦ животных и растений, но дают основание предполагать, что у этой формы фермента из клеток животных и растений имеются одинаковые консервативные последовательности, позволяющие узнавать моноклональными антителами животных соответствующий белок растений. Довольно неожиданными представляются результаты об отсутствии влияния длительных специфических стрессоров на появление других изоформ рАЦ в клетках проростков пшеницы и растениях картофеля. Вероятно, у растений регуляция активности рАЦ под воздействием длительных неблагоприятных факторов осуществляется посредством других механизмов.

Функционирование мАЦ и рАЦ в ядрах и хлоропластах клеток растений картофеля. Влияние ЭПС возбудителя кольцевой гнили на активность этих форм фермента. У растений к настоящему времени установлены еще не все элементы аденилатциклазного сигнального пути, имеющиеся у животных (не найдены, в частности EPAC и ACAPs-белки), однако активность аденилатциклазы выявлена методами электронной цитохимии в мембранах ядер и хлоропластов [Witters et al., 2005], хотя при этом осталось неясным, к какому типу АЦ она относилась. Кроме того, в ряде работ [Carricarte et al., 1988; Lusini et al., 1991; Ichikawa et al., 1997; Moutinho et al., 2001] биохимическими методами были выявлены тотальная мембраносвязанная и «растворимая» формы аденилатциклазы.

Совокупность таких литературных данных явилась предпосылкой для постановки цели исследования, а именно выявления различных форм АЦ (растворимой и мембраносвязанной) в растительной клетке, в первую очередь, в органеллах - носителях генетической информации – в ядре и хлоропластах. Кроме того, учитывая важную роль АЦ в обеспечении каскадных сигнальных реакций, была поставлена еще одна цель - выявить реакцию различных форм этого фермента из клеток растений двух сортов картофеля, контрастных по устойчивости к возбудителю кольцевой гнили (Cms), на опосредованное воздействие экзополисахаридами данного возбудителя. В работе использовались in vitro растения двух сортов картофеля, контрастных по устойчивости к Cms. ЭПС Cms добавляли в среду роста растений, экспозиция составляла 1 мин. Чистота выделенных фракций ядер и хлоропластов составляла 80-85 %. Для выявления во фракциях органелл двух форм АЦ - мембраносвязанной и растворимой использовали специфические эффекторы соответствующих форм этого фермента: NaF для стимуляции мАЦ, а MnCl2 и NaHCO3 – для активации рАЦ. Измерения активности проводили при рН 7,4.

Мембраносвязанная и ««растворимая»» АЦ ядер клеток растений устойчивого сорта. Было установлено, что в контрольном варианте (без добавления ЭПС Cms в среду роста растений) активность мАЦ, выявляемая в присутствии NaF, была в 3 раза ниже, чем растворимой, определяемой с помощью MnCl2 и NaHCO3 . Уровни активности рАЦ под воздействием этих агентов были почти одинаковыми. После кратковременной инкубации (1 мин) корней растений картофеля с ЭПС (опыт), наблюдалось увеличение активности обеих форм АЦ со специфическими эффекторами в 4,5-7 раз, соответственно, причем наибольшая величина активации была получена в варианте с NaHCO3 (Рис.12).

Мембраносвязанная и ««растворимая»» АЦ хлоропластов клеток растений устойчивого сорта. В контроле (без ЭПС) уровень активности рАЦ превышал таковую мАЦ примерно в 1,3-2 раза в присутствии MnCl2 и NaHCO3, соответственно (Рис. 12). ЭПС Cms в различной степени стимулировали как мАЦ, так и рАЦ хлоропластов. В максимальной степени – в 17 раз - активировалась мембранная АЦ (эффектор NaF); уровень рАЦ в варианте с MnCl2 был выше относительно контроля в 9 раз, а при добавлении NaHCO3 - в 3,5 раза (Рис.12).

Рис. 12. Влияние 0,1% ЭПС Cms на активность различных форм АЦ из органелл клеток растений картофеля, пМоль цАМФ/мг белка в мин, сорт Луговской (устойчивый).

Мембраносвязанная и ««растворимая»» АЦ ядер клеток растений восприимчивого сорта. Как следует из полученых данных (Рис. 13), активности обеих форм АЦ между собой существенно не различались, но были значительно ниже, чем у устойчивого сорта – в 10 и 23 раза, соответственно. ЭПС ингибировали активности обеих форм данного фермента, причем мАЦ в 2 раза, рАЦ - в 1,2 раза в присутствии MnCl2 и в 1,6 раза при добавлении NaHCO3 (Рис. 13).

Мембраносвязанная и ««растворимая»» АЦ хлоропластов клеток растений восприимчивого сорта. Активность мАЦ в контроле (без ЭПС) была значительно – в 5 раз ниже, чем у растений устойчивого сорта, в то время как уровень активности растворимой формы АЦ соответствовал аналогичному показателю у устойчивого сорта (Рис. 13). ЭПС, как и во фракции ядер, значительно ингибировали активность обеих форм фермента – мАЦ в 3,5 раза, рАЦ в присутствии двух типов эффекторов - в 13-14 раз, соответственно (Рис.13). 

Рис. 13. Влияние 0,1% ЭПС Cms на активность различных форм АЦ из клеток растений картофеля, пМоль цАМФ/мг белка в мин, сорт Лукьяновский (восприимчивый).

Представленные результаты позволяют выдвинуть гипотезу о механизмах внутриклеточной сигнализации растений. Ранее полагали, что синтезирующийся на плазмалемме цАМФ диффундирует далее в цитоплазме, запуская последующие каскадные реакции с участием различных протеинкиназ и факторов транскрипции, «переносящих» сигналы в ядро [Тарчевский, 2001]. Однако, опираясь на полученные результаты, где активность различных форм АЦ наблюдалась в ядре и хлоропластах уже через 1 мин после опосредованного воздействия неблагоприятного фактора, и, принимая во внимание литературные данные об ограниченной диффузии цАМФ от места синтеза [Zippin et al., 2003], сложно представить, что весь набор предполагаемых реакций может протекать за столь короткое время. Поэтому представляется более вероятным, что трансдукция сигнала с помощью аденилатциклазной системы у растений может осуществляться также через микродомены, локализованные как вблизи плазмалеммы, так и во внутриклеточных органеллах. В любом случае, прежде всего сигнал от внешнего раздражителя воспринимает мАЦ плазмалеммы. Степень ее активности зависит от нескольких составляющих: от величины и характера действующего внешнего раздражителя, а также количества и качества рецепторов и соответствующих G белков [Sunahara, Taussig, 2002]. Возникает вопрос, каким образом сигнал довольно оперативно передается на внутриклеточные органеллы. Мы уже показали, что активирующим агентом для рАЦ являются ионы бикарбоната. По литературным данным у животных, бикарбонат в сочетании с кальцием, оказывает мощный синергический эффект на активность растворимой АЦ, локализованной в ядрах и митохондриях [Litvin et al., 2003]. У растений показано, что благодаря соответствующим карбоангидразам, бикарбонат-ионы распространены не только в фотосинтезирующих органах [Пронина, Семененко, 1988; Иванов и др., 2007], но и в корнях [Wegner, Zimmermann, 2004]. Кроме того, бикарбонат-ионы присутствуют не только в хлоропластах, где участвуют в процессе фотосинтеза, но также в митохондриях и цитоплазме. Предполагается, что они выполняют функции стабилизации рН, особенно при воздействии стрессовых факторов [Иванов и др., 2007]. Вероятно, что и ионы кальция, как вездесущего и активного вторичного мессенджера тоже должны оказывать модулирующее водействие на мАЦ и рАЦ, локализованные во внутриклеточных компартментах растений. Такое предположение связано с одной стороны, с наличием в клетках растений феномена «кальциевой волны», выполняющего сигнальные функции, и с другой, с литературными данными, где показана тесная взаимосвязь изменения уровней цАМФ и ионов кальция под воздействием нвешних неблагоприятных факторов. Кроме того, в этом процессе, участвуют ассоциированные с аденилатциклазой белки (cyclase-associated proteins - САРs), выполняющие роль ремодулирующего актин агента при трансдукции внутриклеточных сигналов [Hubberstey, Mottillo, 2002].  Мутации кДНК, кодирующей этот белок в арабидопсисе, приводили к нарушению морфологии клеток и размера листьев в результате появления дефектов в элементах цитоскелета [Barrero et al., 2002]. Стабилизация актинового цитоскелета у дрожжей вызывала неконтролируемое повышение уровня цАМФ, приводя к развитию апоптотической гибели клеток [Gourlay, Ayscough, 2006]. Влияние ЭПС Cms на все формы АЦ ядер и хлоропластов, из клеток растений картофеля, вероятно, осуществляется через рецепторы клеточных стенок и плазмалеммы, у устойчивого сорта, возможно, к элиситорным компонентам ЭПС и, далее, через G белки. Сигнал через ряд посредников поступает к рАЦ, локализованной, в ядрах и хлоропластах клеток картофеля. У восприимчивого к Cms сорта, напротив, происходит частичное ингибирование данных форм фермента, с участием, скорее всего, супрессорных компонентов ЭПС и соответствующих рецепторов и G-белков.

Как следует из представленных экспериментальных данных, активация «растворимой» формы аденилатциклазы связана с сортовой устойчивостью растений картофеля. Вероятно, следует ожидать, что различные формы АЦ имеются также и в других внутриклеточных компартментах растений.

Все изложенное позволяет сделать заключение, что в отличие от данных зарубежных авторов, где во внутриклеточных компартментах обнаружена только рАЦ [Zippin et al., 2003], наши исследования позволили выявить в ядре и хлоропластах клеток растений картофеля мАЦ и рАЦ. Это расширяет имеющиеся представления о составе и механизмах действия сигнальных микродоменов органелл, призванных осуществлять тонкую последовательную регуляцию внутриклеточных процессов.

Влияние биотического стресса на перераспределение цАМФ в компартментах клеток картофеля. Локализация рАЦ в органеллах этих клеток. Для описания механизма трансдукции внутриклеточных сигналов существует две взаимоисключающих гипотезы, касающихся диффузии цАМФ: по одной из них цАМФ от плазмалеммы (места синтеза) двигается до ядра [Assman, 2005], по другой цАМФ не может диффундировать от места синтеза более, чем на 1 мкм, поскольку она быстро переводится фосфодиэстеразой цАМФ в расциклизованную неактивную форму. При этом в органеллах фунционируют собственные источники цАМФ, например рАЦ в клетках животных [Zippin et al., 2003]. Поэтому. представлялось необходимым изучить локализацию цАМФ во внутриклеточных компартментах, а также исследовать влияние биотического стрессора на перераспределение в них данного мессенджера. Работа была проведена на растениях картофеля сортов, контрастных по устойчивости к Cms, методом электронной иммуноцитохимии. цАМФ выявляли в клетках корня растений обоих сортов картофеля. Неспецифическая реакция (обработка срезов только ВАТ или неиммунной сывороткой, затем ВАТ) отсутствовала во всех вариантах опыта. В контрольных вариантах (без обработки растений ЭПС) метки к цАМФ наблюдались во многих компартментах клеток. Однако, их распределение по органеллам клеток существенно отличалось у растений обоих сортов (Рис. 14, А,Б).

Рис. 14. Влияние ЭПС Cms (0,1%, 15 мин) на изменение количества меток к цАМФ во внутриклеточных компартментах клеток корня растений картофеля,(шт/10 мкм2), А – резистентный сорт; Б – восприимчивый сорт. Вак –вакуоль; КС – клеточная стенка; МХ – митохондрия; Пл – плазмалемма; Тон – тонопласт; Цит – цитозоль; ЭР – эндоплазматический ретикулум; Я – ядро; ЯМ – ядерная мембрана.

В клетках контрольных растений устойчивого сорта наибольшее количество меток к цАМФ наблюдалось на плазмалемме, затем в эндоплазматическом ретикулуме и митохондриях (Рис. 14А, 15). В аналогичном варианте у восприимчивого сорта максимум меток к цАМФ был обнаружен в эндоплазматическом ретикулуме и митохондриях, а затем уже на плазмалемме (Рис. 14Б, 16). Воздействие ЭПС Сms (15 мин) приводило к перераспределению меток к цАМФ в органеллах клеток растений обоих сортов (Рис. 14А,Б; 17, 18).У устойчивого сорта на первое место вышли эндоплазматический ретикулум и митохондрии, затем ядро, ядерная мембрана и цитозоль. У восприимчивого сорта наиболее значительно этот показатель возрастал в эндоплазматическом ретикулуме, затем в гораздо меньшей степени в митохондриях, вакуолях и цитозоле. На первый взгляд максимум данной сигнальной молекулы у растений обоих сортов наблюдался практически в одних и тех же органеллах, но по количеству меток в процентах к контролю сорта весьма значительно различались (Табл.4). В клетках устойчивого сорта количество меток к цАМФ в ядре превышало более чем в 20 раз показатель в контроле; у восприимчивого сорта - только в 1,5 раза. У восприимчивого сорта наблюдалось существенно меньше  меток к цАМФ во всех компартментах, за исключением цитозоля (превышение в 12 раз против контроля).

Таблица.4. Количество гранул золота, соответствующих локализации цАМФ в различных компартментах клеток растений картофеля, у сортов, контрастных по устойчивости к Cms, % к контролю

Сорт

Компартмент

КС

Пл

Цит

ЭР

МХ

Вак

Тон

Я

ЯМ

Луговской

(устойчивый)

200

50

500

560

790

660

540

2220

500

Лукьяновский

(восприимчивый)

60

100

1160

240

50

290

220

150

250

Обозначения: КС – клеточная стенка; Пл – плазмалемма; Цит – цитозоль;

ЭР – эндоплазматический ретикулум; МХ – митохондрия; Вак – вакуоль; Тон – тонопласт; Я – ядро; ЯМ – ядерная мембрана.

Рис.15. Локализация цАМФ в митохондриях (МХ) (звездочки), на мембране эндоплазматического ретикулума (ЭР) (светлая стрелка), на плазмалемме (длинные стрелки), в клеточной стенке (короткие стрелки). Клетки меристемы корня растений картофеля, сорт Луговской, контроль.

Рис.16. Локализация цАМФ в ядре (Я), ядерной мембране, цитозоле (длинные стрелки) и в клеточной стенке (короткие стрелки). Клетки меристемы корня растений картофеля,сорт Лукьяновский, восприимчивый, контроль

Рис.17. Локализация цАМФ в вакуоли (В) (двухсторонние стрелки), на тонопласте (жирные стрелки). Клетки меристемы корня растений картофеля, сорт Луговской (устойчивый), опыт (+ЭПС)

Рис.18. Локализация цАМФ в митохондриях (МХ, короткие стрелки), на мембране эндоплазматического ретикулума (ЭР, звездочки), в цитозоле (длинные стрелки), в ядре (Я, вклейка внизу, звездочки). Клетки меристемы корня растений картофеля. Сорт Лукьяновский, (восприимчивый), опыт (+ЭПС)

Таким образом, под воздействием биотического стрессора (ЭПС Cms) у растений устойчивого сорта наблюдается более высокая интенсивность распространения внутриклеточного сигнала через аденилатциклазный сигнальный путь, по сравнению с восприимчивым сортом.

Поскольку одним из источников цАМФ в клетке является рАЦ, которая нами была обнаружена биохимическими методами в хлоропластах и ядрах клеток растений тех же сортов картофеля, необходимо было выявить локализацию этой формы АЦ во всех внутриклеточных компартментах, тем более, что имеющиеся литературные данные не отвечают на этот вопрос [Tu,1979; Bhalta, Chopra, 1984; Willoughby, Cooper, 2006]. Иммунно-цитологические исследования показали, что рАЦ присутствовала во многих компартментах клеток корня и листа растений картофеля обоих сортов. Оказалось неожиданным, что данная форма фермента была обнаружена в клеточной стенке и межклетнике (Рис. 19). Это позволяет высказать предположение, что такая локализация рАЦ, также как ряда других ферментов, участвующих в первичных защитных ответах растений, призвана трансдуцировать самые ранние «сигналы тревоги» растительного организма, а также осуществлять межклеточную передачу сигналов. Кроме того, частицы золота, отражающие локализацию рАЦ, были обнаружены в митохондриях, хлоропластах, вакуолях, цитозоле, а также при эндоплазматическом ретикулуме. В митохондриях метки к рАЦ выявлялись преимущественно в матриксе, тогда как в хлоропластах наблюдались как в строме, так и около гран (Рис. 20). Для сравнения, в клетках животных локализация рАЦ была ранее выявлена в ядре, митохондриях и на элементах цитоскелета [Zippin et al., 2003].

Рис. 19. Локализация рАЦ в межклетнике, клеточных стенках и вакуолях (стрелки). Клетки корня растений картофеля. Сорт Луговской, устойчивый

Рис. 20. Локализация рАЦ в хлоропластах (Х) и вакуоли. Клетка листовой паренхимы растения картофеля. Сорт Лукьяновский, восприимчивый

Заключение

Аденилатциклазная сигнальная система растений на сегодняшний день остается малоизученной, и пока нет полной схемы рецепции и трансдукции внутри- и межклеточных сигналов с ее участием. В работе показано, что как специфические, так и неспецифические стрессоры приводят к активации данной сигнальной системы у растений.

Весь комплекс проведенных исследований позволяет предложить схему, описывающую участие аденилатциклаз растений в передаче внутри- и межклеточных сигналов при специфических и неспецифических стрессах (Рис. 21). Независимо от вида стресса, восприятие сигнала начинается с контакта неблагоприятного фактора с клеточной стенкой, а затем и плазматической мембраной клетки. При биотическом стрессе, в частности под воздействием ЭПС Cms, происходит взаимодействие рецепторов клеточных стенок и плазмалеммы с экзометаболитами данного возбудителя. Вероятно, в этом случае одним из основных механизмов регуляции активности мАЦ является небольшое, но достаточное для индукции сигнала количество рецепторов на клеточной стенке и плазмалемме клеток растений устойчивого сорта. При этом активация аденилатциклазной сигнальной системы должна быть связана с Gs белком – активатором мАЦ. Напротив, значительное количество и разнообразие рецепторов к ЭПС у клеток растений восприимчивого сорта, вероятно, обладающих сродством как к супрессорным, так и к элиситорным компонентам ЭПС [Романенко и др., 1999а, Шафикова и др., 2003], предполагает наличие Gi белка, ингибирующего активность мАЦ. Конечно,  следует учитывать, что в этой системе имеется фермент, разрушающий цАМФ - фосфодиэстераза, но, поскольку в настоящей работе было показано, что повышение или понижение активности мАЦ совпадают с изменением уровней внутриклеточного цАМФ, можно полагать, что определяющая роль принадлежит аденилатциклазе. Кроме того, ЭПС вызывают кратковременное обратимое нарушение клеточного гомеостаза у растений картофеля, причем скорость восстановления гомеостаза имеет сортовую зависимость [Романенко и др., 1996]. Это явление, вероятно, связано с изменением активности ряда ионных каналов, включая кальциевые. В связи с этим становится очевидной и актуальной роль обнаруженной нами изоформы мАЦ растений, иммунородственной 6-ой изоформе АЦ животных, которая ингибируется физиологическими концентрациями кальция [Cooper et al., 1998]. Таким образом, уже на уровне плазмалеммы происходит формирование сигнального импульса от аденилатциклазной сигнальной системы, стимулирующего возникновение целого ряда параллельных и цепных внутриклеточных реакций [Kurosaki et al., 1987; Volotovski et al., 1998; Willoughby, Cooper, 2006].

Рис. 21. Участие аденилатциклазной сигнальной системы в защитных ответах растительных клеток. РКС - рецепторы клеточных стенок; РПМ -рецепторы плазматической мембраны; G - G белок; тмАЦ - трансмембранная аденилатциклаза; рАЦ - «растворимая» аденилатциклаза; ФДЭ - фосфодиэстераза цАМФ; ПКА - протеинкиназа А; ФТ - факторы транскрипции; СС - системный ответ

В итоге, происходит модуляция активности рАЦ и мАЦ в компартментах клеток. В этом процессе немаловажное значение принадлежит и ионам бикарбоната, способным в определенных концентрациях активировать рАЦ. Представленная цепь событий позволяет ответить на вопрос о роли аденилатциклазной сигнальной системы в дифференциации ответов растений при воздействии неспецифического стрессора, а также в сортовой устойчивости растений под влиянием специфического стрессора и предложить к использованию в селекционной работе в качестве маркера специфической устойчивости изменение активности аденилатциклазной сигнальной системы растений.

Выводы

  1. Вирулентность и мукоидность возбудителя в патосистеме картофель-кольцевая гниль (Cms) коррелируют с интенсивностью его сорбции на поверхности растений. Восприятие сигналов от патогена осуществляется в том числе через рецепторы плазмалеммы клеток картофеля к экзополисахаридам возбудителя, имеющим количественные отличия у сортов, контрастных по устойчивости к Cms.
  2. У растений сортов картофеля, контрастных по устойчивости к бактериальному возбудителю, оптимальные значения рН активности мембраносвязанной АЦ в норме и под воздействием ЭПС Cms совпадают и составляют 7,4. Впервые показано, что ЭПС Cms осуществляют аллостерическую и изостерическую регуляцию активности мАЦ в клетках растений обоих сортов: у устойчивого – положительную, у восприимчивого – отрицательную.
  3. Впервые определены кинетические параметры «растворимой» АЦ. ЭПС Cms оказывают разнонаправленный эффект на Vmax рАЦ у растений обоих сортов картофеля: у устойчивого сорта повышают и, напротив, понижают у восприимчивого сорта.
  4. Одним из условий успешной реализации защитных ответов растений при воздействии специфических и неспецифических стрессоров является кратковременная и достаточная по интенсивности активация аденилатциклазной сигнальной системы растений.
  5. Системная активация аденилатциклазной сигнальной системы при неспецифическом стрессе у обоих сортов картофеля практически одинакова, в отличие от специфического стресса, где установлена зависимость активации этого сигнального пути от устойчивости сорта к данному стрессору.
  6. Впервые в растениях обнаружена изоформа мАЦ, иммунородственная 6-ой изоформе мАЦ животных. Длительные специфические стрессы не приводят к интенсификации синтеза данной изоформы.
  7. Впервые показано, что у растений, относящихся к разным видам (картофель, пшеница), выявлена одна форма рАЦ. Длительные биотический и абиотические стрессы, специфические для каждого вида растений, не индуцируют синтез других изоформ этой формы фермента.
  8. Впервые биохимическими методами в ядре и хлоропластах клеток растений картофеля выявлены мАЦ и рАЦ. Кратковременный биотический стрессор активировал эти формы фермента у устойчивого сорта и ингибировал у восприимчивого. Методом электронной иммунноцитохимии рАЦ выявлена во многих компартментах клеток картофеля. Установлено, что у растений цАМФ присутствует во многих внутриклеточных компартментах. Под воздействием ЭПС Cms сигнал от аденилатциклазного сигнального пути (цАМФ) в клетках растений устойчивого сорта значительно интенсивнее и быстрее достигает ядра, чем в клетках растений восприимчивого сорта.
  9. Маркерным признаком специфической устойчивости может выступать как локальное, так и системное изменение уровня цАМФ у растений.

Статьи, опубликованные в журналах, рекомендуемых для публикации ВАК РФ.

1. Романенко А.С., Ломоватская Л.А., Граскова И.А., Саляев Р.К. Вирулентность, способность к сорбции возбудителя кольцевой гнили и пероксидазная активность клеток сортов картофеля, различающихся по устойчивости к данному патогену // ДАН, 1999, Т. 368, № 3, с.430-432.

2. Романенко А.С., Ломоватская Л.А., Граскова И.А., Саляев Р.К. Высокая инфекционная нагрузка возбудителя кольцевой гнили картофеля вызывает у растения-хозяина необычные симптомы заболевания // ДАН. 2000. Т. 374. № 5.С. 712-714.

3. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Саляев Р.К. Апоптоз как защитная реакция клеток растений картофеля при патогенезе кольцевой гнили // ДАН. 2002. Т. 382, № 6, с.847- 849.

4. Романенко А.С., Ломоватская Л. А., Граскова И.А. Некрозы как необычные симптомы кольцевой гнили картофеля // Физиология растений. 2002. Т.49 №5, с.773-778.

5. Ломоватская Л. А., Романенко А.С., Криволапова Н.В. Связывание экзополисахаридов возбудителя кольцевой гнили картофеля плазмалеммой клеток растения-хозяина с разной устойчивостью к данному патогену // Биологические мембраны. 2002. Т.19, №2, с.179-182.

6. A.S. Romanenko, L. A. Lomovatskaya, T.N. Shafikova, G.B. Borovskii, N.V. Krivolapova. Potato Cell Membrane Reseptors to Ring Rot Pathogen Extracellular Polysaccharides // J. Phytopathology. 2003. 151, N1, p.1-6.

7. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В., Копытчук В.Н., Саляев Р.К. Возможная роль эндогенного цАМФ картофеля в развитии системного сигнала при патогенезе кольцевой гнили // ДАН. 2004. Т. 394. № 5, с. 715-717.

8. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В. Упрощенный метод определения цАМФ в растениях с помощью модифицированного иммуноферментного анализа // Известия РАН. Серия биол. , 2005, № 6, с.1-4.

9. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В., Копытчук В.Н., Саляев Р.К. Активность трансмембранной и «растворимой» форм аденилатциклазы в клеточных органеллах растений картофеля при бактериальном патогенезе // ДАН. 2006. № 4. Т. 409. С. 570-573.

10. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В., Копытчук В.Н., Саляев Р.К. Системная активация аденилатциклазы, лолокализованной в плазмалемме клеток картофеля при бактериальном патогенезе // ДАН. 2007. Т. 413. №3. С.420-423.

  11. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В., Копытчук В.Н. Функционирование «растворимой» и связанной с мембраной форм аденилатциклазы в органеллах растительных клеток при биотическом стрессе // Биологические мембраны. 2007. Т. 24, №5. С. 363-371.

12. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Филинова Н.В., Копытчук В.Н., Саляев Р.К. Выявление «растворимой» аденилатциклазы в растениях картофеля // ДАН. 2008. Т. 420. № 3. С. 412-414.

13. L. A. Lomovatskaya, A.S. Romanenko, N.V. Filinova. Plant adenylate cyclases (minireview) // J. Recept. Signal Transduct. Res. 2008. V. 28. is. 6. P. 531-542.

Рецензируемые журналы:

14. Romanenko A.S., Lomovatskaya L. A., Krivolapova N.V. Identification of potato cells plasma membrane reseptors to ring rot pathogen extra-cellular polysaccharides // Academic Open Internet Journal. 2002. V.7. part 2. Р.1 - 6.

15. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В. Количественное определение цАМФ в растениях модифицированным методом иммуноферментного анализа // Вестник Харьковского национального аграрного университета, серия биология. 2004. вып.1. С.129-135.

16. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В., Копытчук В.Н.. Участие цАМФ клеток картофеля в передаче системного сигнала при патогенезе кольцевой гнили // Физиология и биохимия культ. раст., 2005., Т.37. №2. С. 126-131.

17. Шафикова Т.Н., Романенко А.С., Ломоватская Л.А., Криволапова Н. В., Боровский Г.Б. Взаимодействие экзополисахаридов возбудителя кольцевой гнили с рецепторами плазматической мембраны клток картофеля // Физиология и биохимия культ. раст. 2005. Т. 37. № 2. С. 166-172.

18. L. A. Lomovatskaya, A.S.Romanenko, N.V. Krivolapova, V. N. Kopytchuk.

Partisipation of potato cells cAMP in the transfer of systemic signal in ring rot pathogenesis // Academic Open Internet Journal. 2005. V.15, part 2. Р.1-7.

19. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В., Копытчук В.Н.

Влияние биотического стресса на активность различных форм аденилатциклазы в органеллах клеток растений картофеля // Журнал стрессовой физиологии и биохимии. 2006. Т.2. № 2. С.7-13.

Тезисы и материалы конференций:

20. А.С.Романенко, Л.А. Ломоватская, И.А. Граскова. Вирулентность, мукоидность и способность к сорбции возбудителя кольцевой гнили картофеля. //Тезисы докладов 4 съезда Общества физиологов растений России, Москва, 4-9 октября 1999г.

21. А.С.Романенко, Л.А. Ломоватская, И.А. Граскова. Возбудитель кольцевой гнили вызывает у картофеля нехарактерные симптомы заболевания// Там же.

22. L. A. Lomovatskaya, A.S.Romanenko. Different binding of Clavibacter michiganensis sp. sepedonicus extracellular polysaccharides in the plasma membrane of cell potato cultivars with contrasting resistance to this pathogen // International Symposium «Signaling sistems of plant cells» Moscow. Russia 2001.

23. L. A. Lomovatskaya, A.S.Romanenko. Apoptosis as possible defense reaction of potato plant cells at ring rot pathogenesis// ELSO Meetings. 2002. poster abstracts.

24. Ломоватская Л.А., А.С. Романенко, Н.В. Криволапова. Влияние экзополисахаридов возбудителя кольцевой гнили картофеля на содержание цАМФ в суспензионных клетках сортов картофеля, контрастных по устойчивости к данному патогену// Тезисы докладов 5 съезда Общества физиологов растений России, Пенза, 15-21 сентября 2003 г.С.182.

25. Ломоватская Л.А., А.С. Романенко, Н.В. Криволапова, В.Н. Копытчук.

Влияние экзополисахаридов возбудителя кольцевой гнили на динамику цАМФ в растениях сортов картофеля, контрастных по устойчивости к данному патогену // Материалы Всероссийской научной конференции “Стрессовые белки растений”, Иркутск, 2004 г.

26. Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Филинова Н.В.,  Копытчук В.Н. Функционирование «растворимой»  и связанной с мембраной форм аденилатциклазы в органеллах растительных клеток при биотическом стрессе //  Тезисы докладов  международной конференции «Современная физиология растений: от молекул до экосистем».  Сыктывкар, 2007. С. 238.

27. Ломоватская Л.А., А.С. Романенко, Н.В. Криволапова, В.Н. Копытчук.

Эндогенный цАМФ клеток картофеля может участвовать в развитии системного сигнала при патогенезе кольцевой гнили // Материалы научно-практической конференции, посвященной 50-летию Иркутского НИИСХ

«Роль сельскохозяйственной науки в развитии АПК Приангарья», 2007, г. Иркутск. С.144-147.

28. А.С. Романенко, Ломоватская Л.А., Н.В.Филинова. Различные формы аденилатциклазы растений: внутриклеточная трансдукция сигнала при биотическом и абиотическом стрессах // Материалы Всероссийской конференции  «Устойчивость растений к неблагоприятным факторам внешней среды», Иркутск, 2007.

29. Ломоватская Л.А., А.С. Романенко, Н.В. Филинова В.Н. Копытчук. Системная активация аденилатциклазы, локализованной в плазмалемме клеток картофеля при бактериальном патогенезе  // Там же.

30. Н.В. Филинова, Ломоватская Л.А., А.С. Романенко, В.Н. Копытчук Участие «растворимой» и трансмембранной форм аденилатциклазы органелл клеток картофеля в сигналинге при бактериальном патогенезе // Там же.




© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.