WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!


 

На правах рукописи

Блинова ЕЛЕНА Андреевна

Количество TREC в периферических Т-лимфоцитах человека в норме и при иммунопатологических состояниях

14.03.09 – «Клиническая иммунология, аллергология»

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание учёной степени

кандидата биологических наук

Новосибирск 2012

Работа выполнена в Федеральном государственном бюджетном учреждении «Научно-исследовательский институт клинической иммунологии» Сибирского отделения Российской академии медицинских наук

Научный руководитель:

доктор медицинских наук, профессор Кожевников Владимир Сергеевич

Официальные оппоненты:

Аутеншлюс Александр Исаевич доктор биологических наук, профессор, Федеральное государственное бюджетное учреждение «Научно-исследовательский институт молекулярной биологии и биофизики» Сибирского отделения Российской академии медицинских наук, руководитель лаборатории физико-химической индикации иммунных процессов

Лопатникова Юлия Анатольевна кандидат биологических наук, Федеральное государственное бюджетное учреждение «Научно-исследовательский институт улинической иммунологии» Сибирского отделения Российской академии медицинских наук старший научный сотрудник лаборатории молекулярной иммунологии

Ведущая организация:

Федеральное государственное бюджетное учреждение Государственный научный центр Института иммунологии ФМБА России (г. Москва)

Защита состоится « 10 »  мая 2012 г. в часов на заседании диссертационного совета Д 001.001.01 в ФГБУ «НИИ клинической иммунологии» СО РАМН по адресу: 630099, г. Новосибирск, ул. Ядринцевская, 14.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке  ФГБУ «НИИ клинической иммунологии» СО РАМН

Автореферат разослан «___» _______________ 2012 г. 

Ученый секретарь диссертационного совета

доктор медицинских наук  Колесникова Ольга Петровна

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы. Тимус является центральным органом иммунной системы, который создает специфическое микроокружение для созревания и селекции Т-лимфоцитов, несущих Т-клеточный рецептор -типа (95% периферических Т-клеток) и -типа (5%). Созревание по тимусзависимому пути обеспечивает разнообразие репертуара Т клеток, необходимого для иммунного ответа на большое число антигенов, также этот процесс помогает поддерживать Т-клеточный пул на периферии. С возрастом происходит сокращение объема островков в тимусе, где осуществляется процесс тимопоэза [Steinmann G.G., 1986]. Данное явление было обозначено инволюцией тимуса. В последнее время ее рассматривают как одну из основных причин связанного с возрастом снижения функций иммунной системы.

Т-клеточный гомеостаз в организме определяется балансом между процессами образования лимфоидных клеток и их гибели [Freitas A.A., 2000]. Известно, что у взрослых людей наивные Т-лимфоциты пролиферируют с небольшой интенсивностью: делению на периферии подвергается около 1% клеток, в равной степени CD4+ и CD8+ [Hazenberg M.D., 2004; Sachsenberg N.,1998]. При многих аутоиммунных заболеваниях, лимфомах, миеломах наблюдается изменение показателей Т-клеточного гомеостаза (общего количества лимфоцитов, соотношения CD4+/CD8+, CD45RA+/CD45RO+ лимфоцитов и др.), и механизмы пополнения наивных Т-клеток в этих условиях отличаются от таковых в норме. У человека, несмотря на то, что для наивных CD4+ лимфоцитов выявлен поверхностный маркер CD31, точно определить количество клеток, недавно мигрировавших из тимуса довольно трудно, так как CD4+CD31+ клетки способны к самоподдержанию на низком уровне с сохранением экспрессии CD31 [Kohler S., 2009]. Однако во время созревания в тимусе при перестройке генов Т-клеточного рецептора в тимоцитах образуется последовательность кольцевой ДНК, или TREC, которая присутствует в наивных Т-лимфоцитах периферической крови. Измерение количества TREC методом количественной полимеразной цепной реакции позволяет выявить клетки, недавно вышедшие из тимуса, и, таким образом, оценить функциональную активность тимуса [Douek D.C., 1998; Kong F.K., 1999].

Предполагается, что эта нехромосомная кольцевая ДНК не реплицируется в митозе и в процессе деления клетки переходит лишь к одной из дочерних клеток. При стимуляции выделенных из пуповинной крови Т-лимфоцитов антителами против CD3 и CD28 антигенов наблюдалось уменьшение относительного количества TREC, поэтому для оценки функциональной активности тимуса необходимо учитывать время жизни наивных клеток и скорость обновления периферического пула Т-клеток [Douek D.C., 1998; Hazenberg M.D., 2003]. В связи с этим представляется актуальным исследовать динамику TREC в зависимости от количества совершенных периферическими Т-лимфоцитами делений в условиях поликлональной активации in vitro.

Низкий уровень TREC выявлен при таких заболеваниях, как вариабельный неклассифицируемый иммунодефицит, кожная Т-клеточная лимфома, рассеянный склероз [Gauzzi V., 2002; Yamanaka K-i., 2005; Hug A., 2003]. При ВИЧ-инфекции на ранней стадии наблюдается увеличение количества TREC в CD4+ Т-клетках, что можно объяснить как увеличением гибели зрелых CD4+ Т-клеток, так и большей по сравнению со здоровыми донорами продукцией тимуса [Nobile M., 2004]. На поздней стадии ВИЧ-инфекции количество TREC значительно снижается, что может быть обусловлено снижением тимопоэза в следствие дефектов костномозговых предшественников лимфоидной линии [Clark D.R., 2000]; тем не менее после успешной противовирусной терапии оно способно восстановиться до нормальных значений [Steffens C.M., 2001; Franco J.M., 2002]. Кроме того, определение количества TREC используют для оценки вклада тимопоэза в восстановление Т-клеточного пула на периферии после аллогенной трансплантации стволовых кроветворных клеток или костного мозга [Farge D., 2005]. Интересно, что как у детей, так и у взрослых количество TREC достигает границы нормы примерно спустя 6 месяцев после трансплантации [Chen X., 2005; Hazenberg M.D., 2002].

Показано, что при ревматоидном артрите количество CD4+ Т-клеток, содержащих TREC, снижено настолько, что у пациентов в 20-30 лет оно соответствует количеству таких клеток у здоровых людей в 50-60 лет. Предположительно, это связано с нарушением генерации новых Т-клеток, экспансией олигоклональных Т-клеток на периферии, что приводит к укорочению теломер и ускоренному старению популяции Т-лимфоцитов в целом [Koetz K., 2000].

В патогенезе атопического дерматита и бронхиальной астмы ключевую роль играют Т-лимфоциты, которые отвечают на антигенную стимуляцию активацией, пролиферацией и синтезом цитокинов. Свидетельством такой репликативной истории клеток является ускоренное сокращение теломерных районов ДНК на концах хромосом [Борисов В.И., 2007]. Актуальным представляется исследование механизмов поддержания периферического пула Т-лифоцитов при данных заболеваниях, и сравнение их с таковыми в норме и при ревматоидном артрите.

Цель исследования: На основе исследования абсолютного и относительного количества TREC в популяциях Т-лимфоцитов оценить вклад мигрирующих из тимуса наивных клеток в поддержание Т-клеточного пула на периферии в норме, при атопическом дерматите, бронхиальной астме и ревматоидном артрите.

Задачи исследования:

  1. Разработать оптимальные условия для количественного определения TREC методом полимеразной цепной реакции в режиме реального времени.
  2. Изучить динамику TREC-позитивных лимфоцитов в зависимости от числа совершенных CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитами делений при поликлональной активации in vitro.
  3. Определить количество TREC в CD4+ и CD8+ лимфоцитах у здоровых доноров и у больных атопическим дерматитом, бронхиальной астмой, ревматоидным артритом.
  4. Оценить число CD31-позитивных Т-клеток и количество TREC в них в норме, при атопическом дерматите, бронхиальной астме и ревматоидном артрите.

Научная новизна. В работе показано снижение количества TREC в зависимости от числа совершенных CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитами делений в условиях поликлональной стимуляции in vitro, что подтверждает предположение о переходе данной молекулы при делении только к одной из дочерних клеток.

В результате исследования впервые охарактеризован вклад мигрирующих из тимуса лимфоцитов в пополнение Т-клеточного пула при патологиях, сопровождающихся укорочением длины теломер в иммунокомпетентных клетках. Установлено, что у пациентов с ревматоидным артритом регистрируется снижение относительного количества TREC-содержащих лимфоцитов и абсолютного количества CD8+TREC+ клеток в периферической крови. Пациенты с атопическим дерматитом характеризуются уменьшением относительного количества TREC в субпопуляциях CD4+ и CD8+ лимфоцитов на фоне повышенного абсолютного количества клеток в мм3 крови в данных субпопуляциях. Учитывая отсутствие изменений у больных данной категории по содержанию TREC-позитивных клеток среди CD4+CD31+ и CD8+CD31+ лимфоцитов, полученные данные свидетельствуют о большем по сравнению с нормой вкладе периферической экспансии в поддержание Т-клеточного пула.

Впервые показано, что пациенты с длительностью заболевания бронхиальной астмой менее одного года демонстрируют увеличение абсолютного и относительного количества TREC в CD4+ и CD8+ лимфоцитах по сравнению с донорами и пациентами с давностью заболевания более одного года. В совокупности с повышенным количеством TREC среди CD31-позитивных клеток эти данные говорят о более интенсивном при бронхиальной астме пополнении периферического пула Т-лимфоцитов за счет мигрирующих из тимуса клеток.

Научно-практическая значимость работы. На основе плазмиды pBluskript создан оригинальный стандарт, который позволяет количественно определять молекулы TREC в субпопуляциях Т-лимфоцитов методом ПЦР в режиме реального времени.

Полученные данные расширяют представление об иммунопатогенезе атопического дерматита, бронхиальной астмы и ревматоидного артрита и позволяют визуализировать механизмы пополнения периферического пула Т-клеток. Изменение относительного и абсолютного количества TREC-позитивных клеток в субпопуляциях Т-лимфоцитов указывает на изменение соотношения процессов тимопоэза и периферической экспансии при заболеваниях аллергической и аутоиммунной природы.

Результаты исследования лягут в основу для разработки новых подходов по оценке функциональной активности тимуса при различных патологических состояниях.

Основные положения, выносимые на защиту

  1. Количество TREC в CD4+ и CD8+ лимфоцитах в условиях поликлональной стимуляции in vitro уменьшается в геометрической прогрессии в зависимости от числа совершенных клетками делений, свидетельствуя о том, что данная кольцевая структура не реплицируется в процессе митоза и передается одной из дочерних клеток.
  2. Изменения абсолютного и относительного количества клеток, содержащих TREC, а также общего числа CD4+ и CD8+ лимфоцитов отражают изменения соотношения процессов тимопоэза и периферической экспансии в поддержании Т-клеточного пула на периферии при иммунопатологических заболеваниях.

Апробация результатов. Материалы диссертации были доложены и обсуждены на Всероссийской научно-практической конференции «Дни иммунологии в Сибири» (г. Красноярск, 2010), на 14 Международном иммунологическом конгрессе - 14th International Congress of Immunology (Kobe, Japan, 2010), на XIV Всероссийском форуме с международным участием им. академика В.И. Иоффе «Дни иммунологии в Санкт-Петербурге» (г. Санкт-Петербург, 2011), 8-ой отчетной конференции ГУ НИИ КИ СО РАМН «Иммунопатогенез и иммунотерапия основных заболеваний человека: от эксперимента к клинике» (г. Новосибирск, 2011). Апробация диссертации состоялась 13 марта 2012г. на семинаре ФГБУ «НИИ клинической иммунологии» СО РАМН.

Объем и структура диссертации. Диссертация написана в традиционном стиле и состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, трех глав собственных исследований, обсуждения полученных результатов, заключения и выводов. Материал изложен на 117 страницах машинописного текста, включающего 8 таблиц и 13 рисунков. Прилагаемая библиография содержит ссылки на 205 литературных источников, в том числе 196 зарубежных.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 9 печатных работ, в том числе 4 статьи в журналах, рекомендованных ВАК для публикации результатов работ соискателей учёной степени кандидата наук.

Автор выражает искреннюю благодарность своему научному руководителю д.м.н., проф. В.С. Кожевникову за помощь и поддержку, оказанную при работе над диссертацией, к.б.н. М.Л. Филипенко и Е.А. Храпову сотрудникам группы фармакогеномики ИХБФМ СО РАН, г. Новосибирск за участие в разработке стандарта, а также д.м.н., проф. С.В. Сенникову и сотрудникам лаборатории молекулярной иммунологии ФГБУ «НИИКИ» СО РАМН, особенно к.б.н. А.Н. Силкову за советы и всестороннюю поддержку.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объекты исследования. В исследовании были использованы мононуклеарные клетки (МНК), выделенные из периферической крови 50 условно здоровых доноров, а также 38 пациентов с атопическим дерматитом, 62 пациентов с бронхиальной астмой и 41 пациента с ревматоидным артритом, находившихся на лечении в клинике иммунопатологии СО РАМН, г. Новосибирск в стадии обострения основного заболевания.

Метод получения мононуклеарных клеток периферической крови. К венозной крови, стабилизированной с гепарином, добавляли 10% желатин, и инкубировали в термостате 30 минут при 37°C. Полученную в результате лейковзвесь разбавляли забуференным физиологическим раствором с EDTA (ЗФР-EDTA) и центрифугировали в градиенте фиколл-верографина. Кольцо мононуклеарных клеток собирали и двукратно отмывали ЗФР-EDTA. Осадок суспендировали в ЗФР-EDTA, подсчитывали количество клеток в камере Горяева и хранили в FBS c 10% DMSO в морозильной камере при -80° C.

Протокол культивирования Т-лимфоцитов периферической крови. МНК, полученные из периферической крови, ресуспендировали в 2 мл среды RPMI-1640, дополненной 0,3 мг/мл L-глютамина, 50 мкг/мл гентамицина, 25 мкг/мл тиенама. Затем окрашивали витальным красителем CFSE (конечная концентрация 2 мкМ) 15 минут в темном месте при комнатной температуре, центрифугировали в течение 5 минут при 1 200 об/мин. Избыток красителя удаляли полной средой, содержащей 10% инактивированной эмбриональной бычьей сыворотки (FBS). Окрашенные клетки помещали в лунки 6-луночного планшета из расчета 1,5-2 млн клеток на 1 мл полной среды с 10% FBS и культивировали в присутствии и отсутствии активаторов (1 мкл/мл анти-CD3 антител и 50 ед/мл IL-2). По мере необходимости (по состоянию культуры) клетки рассаживали и добавляли 50% среды с таким же составом. На 7 сутки культивирования клетки собирали, осаждали в течение 5 минут при 1 200 об/мин, ресуспендировали в ЗБФ-EDTA и подсчитывали количество клеток в камере Горяева.

Метод сортировки субпопуляций (CD4+ и CD8+, CD4+CD31+ и CD8+CD31+) Т-лимфоцитов. Для сортировки использовали 2-4 млн клеток на одну пробу. МНК метили анти-CD3-FITC и анти-CD4-PE (и анти-CD31-APC) 20 минут, затем отмывали 1 мл ЗФР-EDTA. Клетки центрифугировали в течение 5 минут при 1 000 об/мин, осадок ресуспендировали в 350 мкл ЗФР-EDTA, NaN3 и 3% FBS. Сортировку клеток проводили на сортере FACS Aria (Becton Dickinson, США). По параметрам прямого и бокового светорассеивания выделяли лимфоцитарную область. По каналу флуоресценции соответствующего флуорохрома определялись гейты отдельных субпопуляций клеток, которые подвергались сортировке. Чистота выделенных субпопуляций Т-лимфоцитов составляла 90-98%.

Определение количества TREC методом количественной ПЦР в режиме реального времени. ПЦР проводили в приборах “IQ Cycler 5” (Bio-Rad) и CFX-96 (Bio-Rad) с детекцией результатов амплификации в режиме реального времени. Геномную ДНК выделяли из субпопуляций CD4+ и CD8+ лимфоцитов набором «Проба-ГС» («ДНК технология»).

Реакционная смесь в объеме 25 мкл содержала 5 мкл элюата с ДНК, 2 ед. Hot Start Taq ДНК-полимеразы. Концентрация dNTP составляла 200 мкМ, концентрация праймеров и зонда – 0,2 мкМ каждого. Реакционный буфер содержал 67 мМ трис-HCl (pH 8,8 при 25С), 16,6 мМ (NH4)2SO4, 3 мМ MgCl2. Режим термоциклирования: 1 шаг – денатурация и активация полимеразы: 3 минуты 95С, затем 2 шаг – амплификация 35-50 циклов: 20 секунд 95С, 15 секунд 60С, 30 секунд 72С. Последний 3 шаг составлял 10 секунд 15С. Измерение уровня флюоресценции проводили на каждом цикле при температуре 60С.

Кольцевые молекулы TREC, образующиеся при реаранжировке Т-клеточного рецептора , амплифицировали в режиме реального времени с использованием методики TaqMan. Последовательность прямого праймера для TREC REC-J имела следующий вид 5-CCCTTTCAACCATGCTGACAC-3, обратного праймера – 5-GGGTGCAGGTGCCTATGC-3, флуоресцентного зонда – FAM~TCTGGTTTTTGTAAAGGTGCCCACTCCTG-BHQ1 [Komanduri K.V., 2007]. В качестве референтного гена использовали ген «домашнего хозяйства» CCR5, который кодирует один из рецепторов -хемокинов, преимущественно экспрессирующийся на Т-клетках. Специфические праймеры и флуоресцентный зонд для гена CCR5: 5-TACCTGCTCAACCTGGCCAT-3 (прямой), 5-TTCCAAAGTCCCACTGGGC-3 (обратный), FAM~TTTCCTTCTTACTGTCCCCTT CTGGGCTC-BHQ1 [Halnon N.J., 2005]. Синтез и очистка олигонуклеотидов были осуществлены группой олигонуклеотидного синтеза под руководством Рябинина В.А., ИХБФМ СО РАН, г. Новосибирск.

Для определения количества молекул TREC и количества клеток (половина от вносимого количества ДНК) использовали серию разведений стандартов 101-105 с теми же праймерами и зондами, а также условиями амплификации. В качестве негативного контроля выступала деионизированная вода. Все образцы, все разведения стандарта и негативный контроль раскапывались в 96-луночную плашку в дублях отдельно для определения количества молекул TREC и вносимого количества ДНК. Значение определяли в прилагавшейся к прибору программе (Bio-Rad iQ5 или Bio-Rad CFX Manager) по пороговому циклу Ct и калибровочной прямой, полученной с помощью серии разведений стандарта. Результаты представляли в виде количества молекул TREC на 106 CD4+- или CD8+-клеток или абсолютного количества TREC в мм3.

Изготовление стандарта. Разработка и изготовление стандартов для TREC и CCR5 на основе плазмиды pBluskript осуществлялись на базе группы фармакогеномики под руководством Филипенко М.Л., институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, г. Новосибирск. Были использованы стандартные методики: элюция нуклеиновых кислот из полиакриламидного геля, экстракция ДНК смесью фенол-хлороформа, трансформация бактерий E. coli Т-вектором со встроенными фрагментами, микро- и макровыделение плазмидной ДНК из бактериальных клеток.

Сиквенс встроившегося фрагмента TREC REC-J

5GGGTGCAGGTGCCTATGCATCACCGTGCACAGGAGTGGGCACCTTTACAAAAACCAGAGGTGTCAGCATGGTTGAAAGGGG3 (82 основания)

Сиквенс встроившегося фрагмента гена CCR5

5TACCTGCTCAACCTGGCCATCTCTGACCTGTTTTTCCTTCTTACTGTCCCCTTCTGGGCTCACTATGCTGCCGCCCAGTGGGACTTTGGAAA3 (92 основания)

Статистическая обработка. Статистический анализ полученных данных проводили с использованием пакета прикладных программ “Statistica 6.0” [Боровиков В.П., 1997]. Методы описательной статистики применялись на предварительном этапе сопоставления показателей различных групп. На основании варьирования показателя, численности выборок, а также закономерности распределения использовали непараметрические методы представления данных в виде медианы и интерквартильного размаха (25%-75%). Сравнение вариационных рядов осуществлялось с помощью непараметрического U критерия Манна-Уитни. Корреляционный анализ проводился методом ранговой корреляции Спирмена.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Оптимизация реакции ПЦР в режиме реального времени для определения количества TREC в популяциях Т-лимфоцитов. В начале работы необходимо было оптимизировать реакцию ПЦР в режиме реального времени. Экспериментальным путем была подобрана концентрация термостабильной Taq ДНК-полимеразы, специфических праймеров и флюоресцентных зондов для гена CCR5 и молекулы TREC, образующейся при реаранжировке генов -цепи TCR. Эффективность подобранных концентраций оценивали после проведения реакции ПЦР в режиме реального времени по отсутствию неспецифических продуктов амплификации и димеров праймеров при электрофоретическом разделении ампликонов в 8% ПААГ (рис. 1).

Для того чтобы подтвердить специфичность реакции, помимо электрофоретического разделения продуктов амплификации после ПЦР, измеряются их кривые плавления [Nolan T., 2006]. При этом вместо технологии TaqMan используется интеркалирующий флюоресцентный краситель SYBR Green, уровень флюоресценции которго возрастает при связывании двуцепочечной ДНК. Прибор измерял уровень флюоресценции в образцах на каждый градус, начиная с 55С и до 95С, и автоматически определял количество пиков и соответствующую им температуру плавления ампликонов. Кривая плавления продуктов реакции ПЦР для гена CCR5 имела один единственный пик с температурой плавления 79С, и в случае TREC – пик с температурой плавления 78С.

Был проведен еще один дополнительный эксперимент, в котором подтверждается специфичность выбранных праймеров (рис. 2). В реакцию ПЦР в режиме реального времени в качестве образцов использовали ДНК, выделенную из линий опухолевых клеток BRO и K562, а также из МНК, CD4+ и CD8+ лимфоцитов. Клетки опухолевой линии меланомы человека BRO и опухолевой линии хронической миелоидной лейкемии человека К562 были получены из Онкологического центра РАМН (г. Москва). Эти клетки характеризуются отсутствием поверхностных маркеров В- и Т-лимфоцитов, следовательно, в них не происходила VDJ-рекомбинация.

При анализе количества TREC, нормализованного относительно количества CCR5, оказалось, что в линиях опухолевых клеток в небольшом количестве амплифицируется неспецифический продукт, возможно, за счет достаточно большого количества внесенной геномной ДНК. Образцы, где использовалась ДНК, выделенная из МНК и чистых субпопуляций CD4+ и CD8+ лимфоцитов, содержат гораздо большее количество TREC. Относительное количество TREC в МНК отличается от такового в CD4+- и CD8+-клетках, вследствие того, что в состав этого клеточного пула помимо Т-лимфоцитов входят еще моноциты. Именно они влияют на количество вносимой в реакцию ДНК, и уменьшают истинное количество TREC. CD4+- и CD8+-лимфоциты демонстрируют сопоставимый уровень TREC.

Неизвестное количество TREC и вносимой ДНК в образцах определялось по калибровочным прямым, построенным по серии разведений соответствующего стандарта для TREC и CCR5. Тангенс угол наклона калибровочной прямой составлял не более -3,2 с коэффициентом корреляции R2>0,98, что соответствовало общепринятым значениям [Nolan T., 2006]. Разница в пороговом цикле Ct между дублями составляла не более 0,5 цикла. Все перечисленные критерии необходимы для стандартизации анализированных данны. Таким образом, оптимизация реакции ПЦР является ключевым этапом в исследовании, она позволяет достичь высокой чувствительности, специфичности и воспроизводимости данного метода.

Взаимосвязь количества TREC и возраста. С возрастом происходит инволюция тимуса и уменьшается количество островков, где происходит процесс тимопоэза. Это, в свою очередь, сказывается на количестве наивных Т-клеток, выходящих из тимуса. Во многих исследованиях показано, что концентрация TREC в пуле Т-клеток довольно хорошо отражает этот процесс [Douek D.C., 1998; Zhang L., 1999; Донецкова А.Д., 2010]. Количество TREC определяли в субпопуляциях CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов у 40 условно здоровых доноров (мужчины и женщины) методом ПЦР в режиме реального времени. Был выбран возрастной диапазон от 22 до 62 лет. С возрастом, действительно, наблюдается уменьшение количества TREC в Т-лимфоцитах на периферии, что говорит о снижении функциональной активности тимуса.

Кривые имеют примерно одинаковый вид как для CD4+-клеток, так и для CD8+-клеток (коэффициенты регрессии r=-0,76 и r=-0,71, соответственно, и p<0,01). Достоверных отличий по уровню TREC между данными субпопуляциями не выявлено.

Измерение количества TREC в динамике клеточных делений in vitro. МНК периферической крови 5 здоровых доноров культивировали в течение 7 дней без поликлональной активации и в присутствии анти-CD3 антител и IL-2. После чего определяли концентрацию TREC в CD4+ и в CD8+ лимфоцитах до культивирования, а также после культивирования (рис. 4).

Рис. 4. Изменение количества TREC для CD4+-клеток (А) и для CD8+-клеток (Б) при культивировании in vitro с поликлональной активацией и без активации. Примечание: для каждой переменной отображены: среднее, стандартная ошибка и стандартная девиация; * – отличие по уровню TREC в Т-лимфоцитах до культивирования и после культивирования с поликлональной активацией р<0,01.

В обеих субпопуляциях Т-лимфоцитов уровень TREC значительно снизился в поликлонально стимулированных клетках, которые активно пролиферировали в течение 7 суток (p<0,01). В клетках, культивируемых без активации анти-CD3 антителами и IL-2, относительное количество TREC осталось практически на том же уровне.

Предполагается, что TREC не реплицируется в митозе и в процессе деления клетки переходит лишь к одной из дочерних клеток. Как меняется количество TREC в популяциях CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов при культивировании in vitro в зависимости от числа совершенных делений, было установлено с помощью витального красителя CFSE. В течение 7 дней стимулированные анти-CD3 антителами и IL-2 Т-лимфоциты в среднем совершили 6-7 делений. Перед выделением ДНК и последующим определением количества TREC клетки сортировали на неделившиеся и прошедшие 1, 2 и 3 деления субпопуляции CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов. Наибольшее количество TREC демонстрировали неделившиеся клетки («0» точка). Затем уже на первом делении это количество снижалось и значительно падало на 2 и 3 делениях. Так как возраст доноров варьировал от 24 лет до 41 года, то исходное количество TREC сильно различалось в группе. Поэтому, чтобы установить зависимость между уровнем TREC и количеством совершенных Т-лимфоцитами делений, все полученные значения были нормализованы по количеству TREC в неделившихся клетках (рис. 5). Теоретическая кривая построена на основе предположения, что молекула TREC при делении клетки не разрушается внутриклеточными ферментами нуклеазами, но и не реплицируется, а переходит лишь к одной из дочерних клеток.

Кривые по динамике уровня TREC в зависимости от количества делений имеют схожий вид для субпопуляций CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов и близки к предсказанной теоретической кривой. То, что уровень TREC в CD4+-клетках снижается несколько быстрее, чем в CD8+-клетках, можно объяснить тем, что CD4+ лимфоциты больше подвержены активационному апоптозу. После 7 суток культивирования происходит снижение количества CD4+-клеток с 44,5±5,4 % до 35,7±6,5 % и  увеличение CD8+-клеток с 20,8±2,3 % до 44,4±3,6 % (критерий Манна-Уитни p<0,01). При этом суммарный уровень апоптоза в культуре для CD4+ лимфоцитов повысился с 0,24 % до 1,12 % (p<0,05), тогда как для CD8+ лимфоцитов наблюдалась лишь тенденция к его увеличению с 0,45 % до 0,77 % (p=0,07). В зависимости от количества совершенных делений процент клеток, находящихся в апоптозе постепенно увеличивался и достигал максимума на 5 делении (табл. 1). Несмотря на это, однофакторный дисперсионный анализ не выявил зависимости между уровнем апоптоза и числом совершенных Т-лимфоцитами делений (для CD4+ F=2,18 p=0,063; для CD8+ F=0,75 p=0,59). Достоверных различий между субпопуляциями CD4+ и CD8+ лимфоцитов по количеству клеток, находящихся в фазе апоптоза, в зависимости от числа совершенных ими делений выявлено не было. Исключение составляют CD4+-клетки, поделившиеся 3 раза, для которых уровень апоптоза имел тенденцию к увеличению по сравнению с CD8+-клетками.

Таблица 1.

Количество CD4+ и CD8+ клеток, находящихся в фазе апоптоза (%), в зависимости от числа совершенных Т-лимфоцитами делений in vitro

Число совершенных клетками делений

%CD4 клеток в апоптозе

МЕ (Р25-Р75)

%CD8 клеток в апоптозе

МЕ (Р25-Р75)

0

0,51 (0,25-0,88)

0,39 (0,27-1,12)

1

0,52 (0,34-0,85)

0,54 (0,10-1,01)

2

0,36 (0,25-0,86)

0,50 (0,29-0,64)

3

1,07 (0,37-1,49) #

0,44 (0,10-0,89) #

4

0,93 (0,35-1,02)

0,57 (0,33-1,22)

5

1,25 (0,78-1,53) *

0,93 (0,70-1,14)

ME (P25-P75) – медиана и квартили распределения признаков (25-75%). «0» соответствует неделившимся клеткам. * – отличие от неделившихся клеток p<0,05, # – отличие между популяциями CD4+ и CD8+ лимфоцитов p=0,053 (критерий Манна-Уитни).

Количество TREC при ревматоидном артрите. В исследование была включена группа пациентов с РА, n=30 и группа здоровых доноров, n=15. При РА наблюдалось достоверное сокращение по сравнению с донорами числа клеток, содержащих TREC, в популяциях CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов (табл. 2).

Таблица 2.

Относительное количество TREC в популяциях CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов

при ревматоидном артрите

Исследованные

группы

Возраст

M±SD

TREC/106 CD4+

ME (P25-P75)

TREC/106 CD8+

ME (P25-P75)

РА (n=30)

50±8,2

1650 (976-2800) *

1500 (838-2400) *

Доноры (n=15)

49±8,5

3700 (1050-5800)

4200 (719-8500)

ME (P25-P75) – медиана и квартили распределения признаков (25-75%), M±SD – среднее и стандартная девиация; * – отличие от группы доноров p<0,05 (Критерий Манна-Уитни).

Используя данные об абсолютном количестве лимфоцитов в мм3 периферической крови, было определено абсолютное количество CD4+ и CD8+ клеток, по которому уже определяли содержание TREC-позитивных клеток (рис. 6). Группа пациентов с РА состояла из 22 человек со средним возрастом 50±8,9 лет, в донорскую группу вошли 8 человек со средним возрастом 50±10,9 лет.

При РА абсолютное количество CD8+-клеток в мм3 составляло 254 (184-335 и достоверно не отличалось от донорского значения – 387 (289-416); при этом абсолютное количество CD4+ лимфоцитов было повышенным 563 (443-746) по сравнению с донорами – 349 (332-517) – (p<0,05 критерий Вальда-Вольфовица). Все значения приведены в виде медианы с указанием в скобках 25 и 75 перцентилей. Достоверные отличия между пациентами с РА и донорами были выявлены по абсолютному количеству TREC-содержащих клеток среди CD8+ лимфоцитов. Учитывая изменение соотношения числа наивных клеток к клеткам памяти с существенным преобладанием последних, гомеостатическую пролиферацию CD4+ лимфоцитов, накопление субпопуляции Т-лимфоцитов, утративших маркер CD28, и укорочение теломер на концах хромосом в лимфоцитах, полученные данные говорят о большем по сравнению с нормой вкладе пролиферации периферических лимфоцитов в поддержание пула Т-клеток.

Количество TREC при бронхиальной астме. Уровень TREC в субпопуляциях CD4+ и CD8+ лимфоцитов был определен у 52 пациентов с бронхиальной астмой, при этом 27 пациентов имели атопическую форму БА со средним значением сывороточного IgE 539±72,2 и 25 пациентов – неатопическую форму БА со средним значением IgE 111±20,0. Поскольку достоверных отличий по содержанию TREC в Т-лимфоцитах не было обнаружено, то все пациенты были объединены в одну группу, средний возраст которой был 43±13,8 лет. Контрольная группа доноров состояла из 21 человека и имела средний возраст 43±12,0 лет. На миллион CD4-позитивных клеток у больных БА приходилось 4800 (2200-15000) молекул образующейся при реаранжировке TCR эписомальной ДНК, в CD8-позитивных клетках – 5540 (2100-12830) молекул, что примерно соответствовало донорским значениям: 5300 (1740-11200) и 7000 (927-11700) молекул TREC соответственно.

Однако уровень TREC в субпопуляциях CD4+ и CD8+ лимфоцитов менялся в зависимости от длительности заболевания. Более высокие значения наблюдались у пациентов, для которых диагноз БА был верифицирован от нескольких дней до 1 года, тогда как у пациентов, страдающих данным заболеванием больше 1 года, уровень TREC был существенно снижен (рис. 7).

На этом основании группа пациентов с БА была разбита на 2 подгруппы в зависимости от длительности заболевания: «менее одного года» (n=17) и «более одного года» (n=32). Достоверные различия по количеству TREC в CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитах наблюдались между подгруппами пациентов, болеющих менее и более одного года (табл. 3). Кроме того, уровень TREC в обеих Т-клеточных субпопуляциях у пациентов, болеющих БА менее одного года, был достоверно повышен по сравнению с донорскими значениями. Подгруппа больных с длительностью заболевания более одного года не отличалась по содержанию молекул TREC в CD4+- и CD8+-клетках от доноров.

Таблица 3.

Относительное количество TREC в популяциях CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов

при бронхиальной астме.

Исследованные

группы

Возраст

M±SD

TREC/106 CD4+

ME (P25-P75)

TREC/106 CD8+

ME (P25-P75)

Больные БА менее

1 года (n=17)

42±15,6

20000

(7800-42100) *#

20050

(8890-40300) *#

Больные БА более

1 года (n=32)

43±13,5

3880

(2000-5760)

3415

(1400-7300)

Доноры (n=22)

43±12,3

5550 (1740-14900)

7750 (927-12000)

ME (P25-P75) – медиана и квартили распределения признаков (25-75%), M±SD – среднее и стандартная девиация; * – отличие от группы доноров, # – отличие между подгруппами больных БА p<0,05 (Критерий Манна-Уитни).

При БА абсолютное количество CD8+ лимфоцитов в мм3 также, как и в случае РА, достоверно не отличалось от донорского значения: 391 (246-570) против 351 (212-391). Зато наблюдалось увеличение абсолютного числа CD4+ лимфоцитов в мм3, 555 (374-806) по сравнению с 333 (250-351) у доноров (p<0,05 критерий Манна-Уитни). Однако различий по абсолютному количеству TREC-позитивных CD4+ и CD8+-клеток между группами пациентов с БА и доноров не было выявлено. После разделения больных, страдающих БА, на подгруппы в зависимости от длительности заболевания характер распределения абсолютного количества Т-клеточных субпопуляций, содержащих TREC, напоминал таковой для относительного количества TREC. А именно: наблюдалось достоверное увеличение абсолютного количества TREC-позитивных как CD4+, так и CD8+ лимфоцитов у пациентов, длительность данного заболевания которых составляла менее 1 года, по сравнению с пациентами, страдающими БА более 1 года, и группой доноров (рис. 8).

Увеличение абсолютного числа TREC свидетельствует об усилении функциональной активности тимуса на начальных стадиях заболевания. У пациентов с давностью больше одного года, уровень TREC в CD4+ и CD8+ лимфоцитах возвращается в пределы нормы. Возможно, это связано с тем, что они находились на базисной терапии с применением глюкокортикостероидов, которые оказывают воздействие на различные процессы в организме и в том числе могут приводить к снижению тимопоэза.

Количество TREC при атопическом дерматите. Принято различать две формы атопического дерматита (АД) в зависимости от количества IgE в сывортке крови: аллергическую и неаллергическую. В исследование было включено 18 пациентов с аллергической формой и средним значением уровня IgE 786±62,8, а также 8 пациентов с неаллергической формой и средним значением уровня IgE 36±8,3. Однако достоверных отличий по числу Т-лимфоцитов, содержащих TREC, между этими формами выявлено не было, и пациенты с повышенным и нормальным уровнем IgE были объединены в одну группу, к которой была подобрана соответствующая группа здоровых доноров (n=22).

Таблица 4.

Относительное количество TREC в CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитах

при атопическом детматите.

Исследованные

группы

Возраст

M±SD

TREC/106 CD4+

ME (P25-P75)

TREC/106 CD8+

ME (P25-P75)

АД (n=26)

26±9,7

10260

(5330-14915)

7400

(4800-15500) *

Доноры (n=22)

27±4,6

13800

(9800-22740)

11850

(9100-20900)

ME (P25-P75) – медиана и квартили распределения признаков (25-75%), M±SD – среднее и стандартная девиация; * – отличие от группы доноров p<0,05 (Критерий Манна-Уитни).

Интересно, что при АД в CD8+-клетках уровень TREC был достоверно снижен по сравнению с оппозитной группой, а для CD4+-клеток наблюдалась лишь тенденция к снижению (p=0,08). Одной из причин уменьшения уровня TREC в Т-лимфоцитах является клеточная пролиферация, обусловленная либо гомеостатическими механизмами, либо стимуляцией антигенами.

Абсолютное количество Т-лимфоцитов в мм3 при АД было достоверно повышено в обеих субпопуляциях (p<0,05 критерий Манна-Уитни) и составило 668 (532-937) для CD4+-клеток и 456 (323-710) для CD8+-клеток, тогда как доноры демонстрировали 252 (215-351) и 249 (201-324) соответственно. Несмотря на это, достоверных отличий по абсолютному количеству Т-лимфоцитов, содержащих молекулу TREC, не было выявлено ни для CD4+-клеток, ни для CD8+-клеток (рис. 9). Возраст контрольной группы из 6 здоровых доноров составлял 26±2,1 лет, и для группы пациентов с АД – 26±1,8 лет, соответственно.

Хроническая стимуляция Т-лимфоцитов при АД приводит к увеличению числа активированных и пролиферирующих клеток, а также к уменьшению длины теломер во всех Т-клеточных субпопуляциях. Поэтому снижение относительного количества TREC на фоне неизмененного абсолютного количества TREC-позитивных клеток указывает на больший вклад периферической экспансии в поддержание Т-клеточного пула.

Количество TREC в субпопуляциях CD31-позитивных Т-лимфоцитов в норме и при иммунопатологических заболеваниях. Молекула CD31, известная также как PECAM-1, относится к семейству иммуноглобулинов, экспрессируется не только на поверхности тимоцитов и наивных Т-лимфоцитов, но и тромбоцитов, моноцитов, гранулоцитов и эндотелиальных клеток. Показано, что она участвует в регуляции процессов адгезии, миграции и активации Т-клеток [Jackson D.E., 2003]. В последнее время некоторые исследователи рассматривают CD31 в качестве маркера недавно мигрировавших из тимуса CD4+-клеток. Чтобы посмотреть, насколько чувствительным является этот маркер, было определено число CD4+ и CD8+ 31-позитивных лимфоцитов и количество TREC в них в периферической крови 10 условно здоровых доноров и пациентов с иммунопатологическими заболеваниями (РА, АД и БА).

Различные авторы говорят о том, что у человека доля CD31-позитивных CD4+ и CD8+ лимфоцитов снижается с возрастом и коррелирует с объемом тимуса, определенным с помощью неконтрастной компьютерной томографии [Junge S., 2007; Tanaskovic S., 2010]. В настоящем исследовании количество CD8+CD31+ клеток у доноров составляло примерно 60% от всей популяции CD8+ лимфоцитов, тогда как количество CD4+CD31+ клеток варьировало с возрастом и после 40 лет составляло около 30% популяции CD4+ лимфоцитов. Четкой связи между возрастом и количеством CD4+CD31+ клеток не наблюдалось. Также не было выявлено достоверных отличий по содержанию CD4+CD31+ и CD8+CD31+ клеток в периферической крови между группами пациентов с РА, БА, АД и подобранными по возрасту к ним группами доноров.

Количество TREC в субпопуляции CD4+CD31+CD45RA+ клеток в 8-18 раз превышает количество этих молекул в CD4+CD31-CD45RA+ лимфоцитах [Kimmig S., 2002; Junge S., 2007]. В данной работе было определено количество TREC среди CD4+CD31+ и CD8+CD31+ Т-лимфоцитов у 10 доноров в возрасте от 23 до 46 лет. Корреляционный анализ выявил обратную зависимость между количеством содержащих TREC CD31-позитивных CD4+ и CD8+ клеток и возрастом (рис. 10). Подобная зависимость между количеством TREC-позитивных CD4+CD31+ и CD8+CD31+ Т-лимфоцитов и возрастом регистрировалась у пациентов с РА, АД, БА.

Снижение количества TREC в CD31-позитивных клетках с возрастом дает основание предполагать наличие ГП наивных клеток с сохранением на поверхности маркера CD31. Кроме того, чем старше становится человек, тем более у него выражен такой тип гомеостатической пролиферации.

По уровню TREC в CD4+CD31+ и CD8+CD31+ клетках пациенты с РА и АД также не отличались от соответствующих им по возрасту групп доноров (табл. 5). Известно, что размер пула наивных Т-клеток меньше при РА, чем у доноров [Ponchel F., 2002]. Следовательно, полученные результаты говорят лишь о том, что доля недавно мигрировавших из тимуса лимфоцитов и уровень TREC в них при РА сопоставимы с донорскими значениями, но если оценить абсолютное количество 31-позитивных CD4+- и CD8+-клеток и абсолютное количество TREC в них, то, возможно, будут получены различия. В случае АД существенных изменений в компартменте наивных Т-лимфоцитов не описано, поэтому полученные данные свидетельствуют о находящейся в пределах нормы функциональной активности тимуса.

Таблица 5.

Количество TREC в CD31-позитивных CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитах в норме

и при иммунопатологических заболеваниях

Исследованные

группы

Возраст

M±SD

TREC/CD4+CD31+

ME (P25-P75)

TREC/CD8+CD31+

ME (P25-P75)

РА (n=11)

43±14,3

7070 (4000-9940)

5290 (1640-9340)

Доноры (n=5)

43±5,5

6425 (4585-10585)

3385 (1636-5930)

АД (n=10)

29±9,0

35850 (13280-57000)

22000 (12300-65500)

Доноры (n=6)

28±5,4

94050 (7690-131100)

32650 (5800-41400)

БА (n=10)

42±13,2

26500 (9930-43900)*

16000 (3780-32300)

Доноры (n=6)

41±7,5

7420 (5430-7690)

4300 (2470-5800)

ME (P25-P75) – медиана и квартили распределения признаков (25-75%), M±SD – среднее и стандартная девиация; * – отличие от группы доноров p<0,05 (Критерий Манна-Уитни).

При БА уровень TREC в субпопуляции CD4+CD31+ лимфоцитов был достоверно повышен, тогда как в субпопуляции CD8+CD31+ лимфоцитов он имел тенденцию к увеличению по сравнению с таковым у доноров (p=0,06). В cвязи с тем, что для данного заболевания данные об изменении соотношения числа наивных Т-клеток к клеткам памяти отсутствуют, и в данном исследовании показано, что относительное количество CD31-позитивных CD4+ и CD8+ лимфоцитов сопоставимо с донорскими значениями, увеличение количества TREC происходит в основном за счет стимуляции процесса тимопоэза.

ВЫВОДЫ

  1. Разработанный оригинальный стандарт и подобранные концентрации специфических праймеров, термостабильной Taq ДНК-полимеразы позволяют определять количество TREC в субпопуляциях Т-лимфоцитов методом количественной полимеразной цепной реакции в режиме реального времени.
  2. При стимуляции in vitro анти-CD3 антителами и IL-2 доля TREC-позитивных Т-лимфоцитов уменьшается пропорционально числу совершенных делений, что свидетельствует о переходе TREC только к одной из дочерних клеток при делении.
  3. По сравнению со здоровыми донорами при ревматоидном артрите регистрируется снижение доли TREC-позитивных клеток среди CD4+ и CD8+ лимфоцитов и абсолютного количества содержащих TREC CD8+ лимфоцитов, что, учитывая неизмененное общее число CD8+-клеток, указывает на больший по сравнению с нормой вклад пролиферации периферических лимфоцитов в поддержание Т-клеточного пула.
  4. Пациенты с атопическим дерматитом характеризуются уменьшением относительного количества TREC в Т-лимфоцитах с сохранением абсолютного количества TREC-позитивных клеток на уровне донорских значений, что, учитывая повышенное абсолютное количество CD4+- и CD8+-клеток, свидетельствует о большем вкладе периферической экспансии в поддержание пула Т-лимфоцитов.
  5. По сравнению с больными бронхиальной астмой с давностью заболевания более одного года и донорами пациенты с длительностью бронхиальной астмы менее одного года демонстрируют повышенное абсолютное и относительное количество TREC-позитивных клеток среди CD4+ и CD8+ лимфоцитов, что указывает на более интенсивное пополнение периферического пула Т-лимфоцитов за счет мигрирующих из тимуса наивных клеток.
  6. При бронхиальной астме регистрируется увеличение количества TREC в CD31-позитивных клетках, что свидетельствует о роли тимопоэза в поддержании Т-клеточного пула при данной патологии. Напротив, пациенты с ревматоидным артритом и атопическим дерматитом не отличаются от доноров по содержаниюу TREC-позитивных CD4+CD31+ и CD8+CD31+ лимфоцитов, что указывает на отсутствие выраженных изменений тимопоэза  у больных данной категории.
  7. Определение абсолютного и относительного количества TREC в субпопуляциях CD4+ и CD8+ лимфоцитов, числа CD4+ и CD8+ лимфоцитов в мм3 крови, а также числа CD31-позитивных клеток и уровня TREC в них позволяет дифференцировать вклад различных механизмов (тимопоэза и периферической экспансии) в поддержание периферического пула Т-клеток при иммунопатологических состояниях.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

  1. Борисов В.И., Блинова Е.А., Кожевников В.С. Фенотипические особенности лимфоцитов в динамике клеточных делений in vitro // Сибирский медицинский журнал. – 2008. – Т.23 (3). – С. 86-87.
  2. Борисов В.И., Блинова Е.А., Кожевников В.С. Изменение экспрессии CD4, CD8, CD25 и CD28 маркеров на Т-лимфоцитах после поликлональной активации в динамике клеточных делений in vitro // Российский иммунологический журнал. – 2009. – Т. 3 (12). – № 3–4. – С. 273–279.
  3. Блинова Е.А., Борисов В.И., Кожевников В.С. Динамика TREC в зависимости от количества пройденных Т-лимфоцитами делений in vitro // Материалы Всероссийской научно-практической конференции «Дни иммунологии в Сибири», Красноярск, 2010. – С. 98-100.
  4. Blinova E.A., Borisov V.I., Kozhevnikov V.S. The life span of TRECs in T-cell culture // International Immunology. – 2010. – V. 22 №1 day 3 (3/5). – P. iii92.
  5. Блинова Е.А., Непомнящих В.М., Леонова М.И., Демина Д.В., Кожевников В.С. Пациенты с бронхиальной астмой в период обострения демонстрируют усиление миграции лимфоцитов из тимуса // Вестник Уральской медицинской академической науки тематический выпуск по аллергологии и иммунологии. – 2010. – № 2/1 (29). – С. 98-99.
  6. Блинова Е.А., Борисов В.И., Непомнящих В.М., Сизиков А.Э., Кожевников В.С. Интенсивность тимопоэза при иммунопатологии // Медицинская иммунология. – 2011. – Т. 13. – № 4–5. – С. 360–361.
  7. Блинова Е.А., Борисов В.И., Непомнящих В.М., Кожевников В.С. Количество ТРЭК в Т-лимфоцитах при иммунопатологии // Вестник Уральской медицинской академической науки тематический выпуск по аллергологии и иммунологии. – 2011. – № 2/1 (35). – С. 102-103.
  8. Блинова Е.А., Борисов В.И., Кожевников В.С. Количество ТРЭК в норме и при иммунопатологических заболеваниях // Материалы 8-ой отчетной конференции НИИКИ СО РАМН, 2011. – С. 12-15.
  9. Блинова Е.А., Непомнящих В.М., Кожевников В.С. Интенсивность тимопоэза у пациентов с бронхиальной астмой в зависимости от длительности заболевания // Медицинская иммунология. – 2012. – Т. 14. – № 1-2. – С. 163-168.






© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.