WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     | 1 |   ...   | 8 | 9 || 11 | 12 |

«1 2 3 Б. Албертс Д. Брей Дж. Льюис М. Рэфф К. Робертс Дж. Уотсон МОЛЕКУЛЯРНАЯ БИОЛОГИЯ КЛЕТКИ 2-Е ИЗДАНИЕ, ПЕРЕРАБОТАННОЕ И ДОПОЛНЕННОЕ В 3 томах 3 Перевод с английского канд. ...»

-- [ Страница 10 ] --

Таким образом, представляется вероятным, что именно плазмодесмы обеспечивают транспорт растворенных веществ между соседними растительными клетками, подобно тому, как щелевые контакты обеспечивают межклеточный транспорт у животных (см. разд. 14.1.5). Данные, полученные при микроинъекции флуоресцентных красителей, соединенных с пептидами различных размеров, свидетельствуют о том, что по плазмодесмам могут перемещаться молекулы с массой, не превышающей 800 дальтон (рис. 20-22), что примерно соответствует ограничениям по размеру для щелевых контактов. Ряд данных свидетельствует о том, что транспорт через плазмодесмы регулируется сложным образом. Так, эксперименты по введению красителей показали, что, несмотря на наличие внешне нормальных плазмодесм, между некоторыми системами тканей перенос даже низкомолекулярных веществ затруднен. Например, передвижение краски не обнаруживается между клетками корневого чехлика и клетками кончика корня, или между клетками эпидермиса и коры как в корнях, так и в побегах. Механизмы, ограничивающие в этих случаях сообщение между клетками, остаются пока неизвестными, хотя имеются некоторые указания на то, что в них могут быть Рис. 20-23. На этой электронной микрофотографии видно, как мелкие сферические вирусные частицы переходят по плазме из одной клетки растения в другую. Диаметр этих растительных вирусов составляет 25 нм, что значительно превышает размер пептидов, не способных проходить через эти отверстия. (С любезного разрешения К. Plaskitt.) Рис. 20-24. Сильно схематизированное изображение группы растительных клеток, соединенных плазмодесмами. Плазматическая мембрана, которая выстилает плазмодесмы, разделяет весь объем растения на два компартмента: внеклеточный и внутриклеточный (симпласт). Для большей ясности клеточные органеллы на схеме не показаны.

задействованы ионы Са2+ и фосфорилирование белка. С другой стороны, показано, что определенные вирусы растений способны вызывать расширение плазмодесм, обеспечивая себе возможность передвижения из клетки в клетку (рис. 20-23). Например, установлено, что у вируса табачной мозаики транспорт через плазмодесмы зависит от одного-единственного вирусного белка (Р30) с молекулярной массой 30000: дефектный вирус, неспособный перемещаться из клетки в клетку в обычном растении, вполне успешно делает это в трансгенном растении табака, содержащим соответствующий ген.

20.2.3. У высших растений биологические жидкости разделены на два больших компартмента - внутриклеточный и внеклеточный Плазмодесмы соединяют плазматическую мембрану и цитоплазму соседних клеток, превращая их в сложное сообщество живых протопластов. Поэтому все тело растения можно рассматривать как систему из двух компартментов: 1) внутриклеточного - так называемого симпласта, состоящего из объединенного множества протопластов (включая и протопласты ситовидных трубок флоэмы) и ограниченного объединенной плазматической мембраной всех живых клеток и 2) внеклеточного, или апопласта, включающего все клеточные стенки и мертвые пустые проводящие ксилемы, а также находящуюся в тех и в других воду (рис. 20-24). Оба компартмента имеют свои собственные транспортные системы, однако в определенных точках они могут сообщаться между собой, а также подвергаться локальной модификации для обеспечения контроля протекающих между ними обменных процессов.

20.2.4. Фотосинтезирующие и поглощающие клетки связаны друг с другом сосудистыми тканями, в состав которых входит ксилема и флоэма [11] Многоклеточная организация у растений, как и у животных, делает возможным разделение функций, при котором различные типы клеток дополняют друг друга благодаря специализации, приобретаемой ими в процессе дифференцировки. Две важнейшие специфические для растений функции осуществляются фотосинтезирующими клетками, которые содержат хлоропласта и служат для всего организма источником органических веществ, в частности сахарозы, и всасывающими клетками, которые поглощают из окружающей среды воду и растворенные минеральные вещества. У большинства высших растений эти две функции не могут выполняться одними и теми же клетками, поскольку для первой из них необходим свет, а вторая осуществляется в толще почвы и темноте. Для каждого из этих процессов требуется и ряд других условий.

Фотосинтез, например, должен протекать в особой микросреде. где строго регулируется относительная влажность и содержание двуокиси углерода.

Достигается это с помощью устьиц - особых отверстий в покрытом кутикулой эпидермисе листа, которые способны открываться и закрываться в зависимости от тургора замыкающих клеток (см. рис. 20-11). С другой стороны, для эффективного поглощения веществ из почвы нужна очень большая всасывающая поверхность, которую обеспечивают корни;

необходимы также мембранные транспортные системы, к которым часто добавляются транспортные системы симбиотических микроорганизмов. Таким образом, фотосинтезирующие и всасывающие клетки питают друг друга, а вместе - снабжают все остальные части растения минеральными и органическими веществами, необходимыми для процессов биосинтеза.

Чтобы обеспечить дальний транс- порт этих веществ, фотосинтезирующие и всасывающие ткани связаны с ксилемой и флоэмой, которые образуют разветвленную сеть проводящих элементов. Каждый из них состоит из цепей цилиндрических клеток, соединенных своими концами и образующих трубочки (см. схему 20-1 и рис.

20-16).

20.2.5. Вода и растворенные в ней соли передвигаются по ксилеме [12] Ксилема - сложный компонент системы проводящих тканей. Зрелые элементы сосудов ксилемы представляют собой погибшие клетки, лишенные цитоплазмы. Боковые стенки их сильно лигнифицированы, и на их внутренней стороне имеются вторичные утолщения. Эти трубочки обеспечивают перенос воды и растворенных в ней неорганических ионов от корней к остальным частям растения (рис. 20-25). Ксилема также осуществляет опорную функцию, особенно у древесных растений. Ток жидкости в ксилеме направлен в одну сторону - к местам испарения влаги.

Вода насасывается в трубочки, похожие на капилляры, благодаря испарению. Лигнин откладывается вокруг сосудов ксилемы таким образом, что получаются очень устойчивые к сжатию структуры, что весьма важно для трубочек, несущих жидкость, находящуюся под отрицательным давлением. Без подобного укрепления длинные трубочки попросту бы слиплись, как тонкая соломка для коктейлей.

По сосудам ксилемы транспортируются главным образом минеральные соли и азотсодержащие соединения, которые, вероятно, поступают сюда в результате активной секреции их клетками корневой паренхимы.

Рис. 20-25. Две главные проводящие системы - ксилема и флоэма, с их помощью вода и растворенные в ней вещества транспортируются по всему растению. Это сильно упрощенная схема, в частности на ней не отражен интенсивный водный обмен, происходящий между ксилемой и флоэмой через боковые стенки.

Рис. 20-26. А. Проводящая сеть низкоорганизованного растения, водного папоротника Azolla (схематический поперечный разрез осевой части корня). У этого растения картина расположения проводящих структур чрезвычайно проста: имеются четыре сосуда ксилемы и четыре элемента ситовидных трубок флоэмы. У большинства высших растений распределение клеток проводящих тканей гораздо сложнее. Обратите внимание на то, что ксилема и флоэма окружены клетками эндодермы и что пояски Каспари, занимающие в эндодерме стратегические позиции, препятствуют утечке воды из сосудистой системы через апопласт. Б. Поясок Каспари между двумя эндодермальными клетками корня, аналогичными представленным на рис. А. В отличие от обычной первичной клеточной стенки, поясок Каспари имеет гладкую текстуру из-за высокого содержания кутина;

гидрофобные свойства кутина делают эти участки клеточной стенки непроницаемыми для воды, (Б - по В. Gunning, M. Stеev, Ultrastucture and Biology of Plant Cells. London: Arnold 1975.) Утечка растворенных веществ в обратном направлении через апопласт на входных участках ксилемы блокируется так называемыми поясками Каспари, которые по своей функции аналогичны плотным контактам между соседними эпителиальными клетками животных (рис. 20-26).

На выходе проводящих путей ксилемы особые паренхимные клетки, снабженные специфическими транспортными белками, локализованными в мембране, перекачивают растворенные вещества в фотосинтезирующие ткани. Большая часть растворителя (воды), проходящего по сосудам ксилемы, в конце концов испаряется, главным образом с поверхности фотосинтезирующих тканей листа.

Так как накачивание растворенных веществ в ксилему корней происходит непрерывно, оно может вызвать осмотический поток, обеспечивающий доставку растворенных веществ к листьям и побегам даже в тех случаях, когда погодные условия затрудняют испарение.

Капельки воды, которые можно увидеть на кончиках листьев луговых трав ранним утром, выделяются именно благодаря этому феномену корневого давления, обусловленного осмосом. (Описание некоторых типов клеток, участвующих в этом процессе, см. на схеме 20-1.) 20.2.6. Сахара переносятся под действием давления, возникающего во флоэме [13] Флоэма представляет собой сложный комплекс клеток проводящей ткани, обеспечивающий транспорт растворенных органических веществ, главным образом сахарозы, из фотосинтезирующих клеток листа к остальным частям растения (см. рис. 20-25). Основной проводящий компонент флоэмы - это ситовидная трубка ~ длинная колонка из живых цилиндрических клеток, которые сообщаются друг с другом через отверстия в торцевых участках их клеточных стенок (ситовидные пластинки). Сахароза поступает в клетки, образующие верхнюю часть ситовидной трубки и в виде концентрированного раствора (обычно 10-25%) перемещается по трубке вниз, переходя из одной ее клетки в другую. Клетки с толстой стенкой образуют трубку, пригодную для транспорта жидкости под высоким давлением (до 30 атм). Хотя зрелые ситовидные элементы представляют собой живые клетки с функциони- Рис. 20-27. Специализированные передаточные клетки в небольшой жилке листа. Элемент ситовидной трубки флоэмы (СТ) окружен тремя передаточными клетками (ПК). Впячивания клеточной стенки, выстланные плазматической мембраной, увеличивают поверхность этих клеток в двадцать раз. Передаточные клетки обнаруживаются в тех областях растения, в которых скорость переноса растворенных веществ через плазматическую мембрану особенно высока, например, там, где неорганические ионы перекачиваются из ксилемы в ткани или, как в данном случае, где сахароза накачивается во флоэму.

рующей плазматической мембраной (и, следовательно, являются частью симпласта), ядра и часть цитоплазмы они потеряли. Их существование обеспечивают связанные с ними клетки-спутники, которые переносят растворенные питательные вещества и другие молекулы в обоих направлениях: внутрь ситовидных трубок и из них через собранные в группы плазмодесмы, расположенные на общих боковых стенках (см. схему 20-1).

Транспорт по флоэме - это гораздо более сложный процесс, чем передвижение веществ по ксилеме, поскольку он не ограничивается одним направлением: растворенные органические вещества, главным образом сахароза, переносятся от мест их синтеза к местам потребления и хранения, независимо от того, где эти места расположены. Сахароза активно переносится внутрь ситовидных трубок и из них специализированными передаточными клетками, расположенными в источниках и потребителях соответственно) (рис. 20-27). Повышение концентрации сахара в источниках приводит к тому, что во флоэму в этих местах поступает больше жидкости, при этом создается давление, необходимое для сильного тока жидкости через ситовидные трубки к потребителям метаболитов. Здесь сахар в основном задерживается, а вода удаляется осмотическим путем (главным образом в ксилему). Жидкость движется по флоэме со скоростью около 1 м/ч, это значительно превышает скорость диффузии.

Следует заметить, что транспорт жидкости у растений имеет по меньшей мере две характерные особенности, отличающие его от аналогичного процесса у животных. Во-первых, животные имеют только одну транспортную систему - кровеносную, растения же обладают двумя различными системами - флоэмой и ксилемой. Во-вторых, у растений жидкости не циркулируют по замкнутому пути, подобно крови у животных;

вместо этого здесь поддерживается постоянный ток воды от корней к листьям по двум «открытым трубопроводам» (см. рис. 20-25).

Заключение Наличие жесткой относительно непроницаемой клеточной стенки в значительной степени определяет специфику взаимодействия растительных клеток друг с другом, а также с окружающей средой. Все живые клетки растения соединены между собой плазмодесмами - миниатюрными цитоплазматическими каналами, выстланными плазматической мембраной, которые пронизывают клеточные стенки и обеспечивают переход многих растворенных веществ из клетки в клетку. Таким образом, все живые протопласты растительного организма составляют единую систему- так называемый симпласт. Остальное пространство, занятое клеточными стенками и отмершими «пустыми» клетками, по которым в растении транспортируется большая часть воды, называется апопластом. Фотосинтезирующие клетки растений производят сахара, которые переходят во все остальные органы и ткани растения через живые клетки флоэмы, составляющие часть симпласта. Клетки корней поглощают из почвы воду и растворенные в ней минеральные вещества, транспортируемые затем к листьям по сосудам ксилемы, образованным отмершими клетками, которые входят в состав апопласта. И снова физические силы, в данном случае испарение, обеспечивают непрерывное продвижение столба воды от корня к листьям.

20.3. Взаимодействия между растениями и другими организмами И корни, и побеги растений взаимодействуют с бесчисленным множеством организмов, среди которых бактерии, грибы, черви и насекомые. Для этого взаимодействия в ходе эволюции выработались специальные механизмы (генетические, химические и анатомические). К ним относятся защитные реакции против патогенов и симбиотические связи с организмами, необходимые для жизни растения. В данном разделе мы рассмотрим четыре примера подобных взаимодействий. Они иллюстрируют всю сложность возникающих при этом сигналов и ответов на них.

20.3.1. Большинство сосудистых растений живет в симбиозе с почвенными грибами [14] Если проростки лесного дерева, выращенные в стерильных условиях, высадить в луговую почву, то скорее всего они погибнут. Однако если проростки высадить в землю, куда добавлено небольшое количество лесной почвы, то нормальный рост будет обеспечен (рис. 20 28). Необходимый фактор, содержащийся в лесной почве, - это грибы, которые вступают в тесную симбиотическую связь с корнями растения и образуют микоризу или «грибной корень», обнаруживаемый более чем у 90% сосудистых растений. Нити грибницы обладают очень большой поверхностью и образуют покрытие корня растения, напоминающее войлок;

при этом они проникают между, а в некоторых случаях и внутрь клеток коры корня. Грибы секретируют факторы роста, заставляющие клетки корневой коры увеличиваться в размерах и делиться, что обусловливает ветвление корней. Изменяя рН почвы, грибы также повышают содержание в ней неорганических питательных веществ, в особенности фосфатов, переводя их в форму, которая может усваиваться растением. В свою очередь растение снабжает грибы сахарами и аминокислотами. Каждое растение образует микоризу лишь с ограниченным числом видов грибов, и во многих случаях грибы необходимы для выживания растений. Например, хороший рост орхидей после прорастания семян полностью зависит от присутствия соответствующих Рис. 20-28. Воздействие микоризы на рост грибов. Не исключено, что географическое распространение многих растений определяется растений. Все проростки сосны первые два присутствием грибов, связанных с ними. Молекулярные механизмы взаимодействия гриба и месяца выращивали в стерильном растворе растения в микоризе еще неясны. Значительно больше известно о симбиозе корней растений с питательных веществ (здесь они изображены бактериями.

в возрасте 9 месяцев). Одни проростки (А) 20.3.2. Бактерии-симбионты помогают некоторым растениям усваивать высаживали сразу в почву, взятую из атмосферный азот [15] открытой степи, а другие (Б) перед Исходные материалы, необходимые для роста растений, представлены главным образом перенесением в степную почву две недели неорганическими веществами - О2, СО2, Н2О и соля- выращивали в почве, взятой из леса. Эти последние (Б) растения имели преимущество в росте и развитии благодаря наличию в лесной почве определенных грибов, образующих микоризу. (С любезного разрешения J. lyer, S. Wilde.) Рис. 20-29. А. Молодой проросток гороха в симбиотической ассоциации с азотфиксирующими бактериями Rhizobium. Хорошо видны корневые клубеньки, в которых находятся бактерии. Б. Электронная микрофотография тонкого среза корневого клубенька гороха, показанного на рис. А.

Азотфиксирующие бактероиды Rhizobium, окруженные мембраной, принадлежащей клетке-хозяину, заполняют цитоплазму этой клетки. (А - с любезного разрешения A. Johnston;

Б- с любезного разрешения В. Huang, Q. S. Ma.) ми. Большинство солей, потребляемых корнями из почвы, образуются в результате разрушения горных пород. Исключение составляет азот: весь, содержащийся в живых организмах азот происходит в конечном счете из атмосферного азота, который включается в органические вещества в ходе весьма энергоемкого процесса (с этим связана и высокая цена искусственно производимых азотосодержащих удобрений). Единственными организмами, способными фиксировать азот из атмосферы, являются прокариоты (цианобактерии и отдельные виды группы эубактерий).

Некоторые из них - свободноживущие почвенные организмы, другие же (например, бактерия Rhizobium) вступают в симбиотическую ассоциацию с корнями определенных растений, например бобовых - гороха, бобов и клевера.

Первая стадия в возникновении симбиоза - специфическое узнавание бактерией тонких корневых волосков, отходящих от специализированных эпидермальных клеток растения-хозяина. После связывания с клетками эпидермиса корня растущая бактерия проникает в растение с помощью инфекционных филаментов и вызывает деление кортикальных клеток, лежащих под эпидермальными;

в результате образуется большой корневой клубенек (рис. 20-29, А). Бактерии внедряются во все новые кортикальные клетки, заселяя их цитоплазму. Примерно половина массы каждого зрелого клубенька приходится на внутриклеточные бактерии, которые утратили большую часть своей клеточной стенки.

Плазматическая мембрана каждой такой бактерии окружена еще одной мембраной, которую продуцирует клетка-хозяин. Именно эти видоизмененные бактерии, именуемые бактероидами, и фиксируют азот, который в конечном итоге используется растением (рис. 20-29, Б).

Бактериальный фермент, катализирующий связывание азота, носит название нитрогеназа. Он представляет собой сложную белковую молекулу, состоящую из трех полипептидных цепей. У симбиотических видов Rhizobium этот белковый комплекс катализирует образование аммиака из атмосферного азота. Затем аммиак быстро перемещается в цитоплазму клеток хозяина, где он превращается в глутамин. В конечном счете фиксированный азот включается во все остальные аминокислоты.

Генетический анализ показал, что для возникновения и поддержания подобного симбиоза необходима координированная экспрессия многих генов, принадлежащих и бактерии, и растению. «Диалог» между бактерией и клеткой-хозяином начинается со связывания бактерии с корневыми волосками. В результате этого связывания активируется ряд генов Рис. 20-30. Различные флавоны и родственные им соединения, выделяемые корнем растения-хозяина, связываются со специфическими бактериями, образующими клубеньки, и активируют их. На рисунке представлена структура лютеолина флавона люцерны, который у Rhizobium meliloti индуцирует гены nod. Эта сигнальная молекула, очевидно, связывается с белком nodD, который в активированной форме включает бактериальные гены азотфиксации. Флавоны тесно связаны с антоциановыми пигментами цветков и плодов. Различные растения продуцируют разные комбинации флавонов, которые избирательно активируют специфичные для этих растений виды Rhizobium.

хозяина, кодирующих в растительной клетке белки (нодулины), которые необходимы для роста и функционирования клубенька. Флавоноид, вырабатываемый клетками растения, связывается с белком, кодируемым бактериальным геном nod, и активирует его (рис. 20-30). Активированный белок nodD включает синтез продукта другого бактериального гена, который индуцирует образование нодулинов растения-хозяина. Большая часть бактериальных генов nod, а также гены nif (они кодируют белки, участвующие в фиксации азота, например нитрогеназу) содержатся в большой плазмиде. Если плазмидные гены азотфиксации, содержащиеся у Rhizobium, образующей клубеньки на фасоли, заменить на соответствующие гены, выделенные из клеток штамма, специфичного для гороха, бактерии начинают формировать клубеньки только на горохе.

К нодулинам клетки-хозяина относятся белки, участвующие в делении кортикальных клеток корня, структурные компоненты клубенька, ферменты дающие возможность растению ассимилировать вещества, содержащие связанный азот, и особые белки, необходимые для функционирования бактероида. Наиболее важный из этих белков - леггемоглобин - локализован в цитоплазме, связывающей кислород, и аналогичен миоглобину млекопитающих. Нитрогеназный комплекс бактерий необратимо инактивируется свободным кислородом. В связи с этим необходимы специальные механизмы, которые могли бы обеспечивать существование бактероида в корнях. Благодаря им давление кислорода поддерживается на таком уровне, чтобы обеспечить дыхание и вместе с тем не повредить нитрогеназу. Индуцируемый Rhizobium синтез больших количеств леггемоглобина, действующего как кислородный буфер, является частью этого механизма. Глобиновая часть молекулы кодируется геном хозяина, а гем (простетическая группа) детерминируется бактериальным партнером - замечательный пример эволюционной адаптации организмов друг к другу.

Процесс азотфиксации обеспечивается солнечной энергией, преобразованной посредством фотосинтеза. Установлено, что для фиксации одной молекулы азота Rhizobium необходимо около 25-35 молекул АТР. Эти прокариоты поставляют для растений в естественных экосистемах гораздо больше фиксированного азота (~2 х 108 тонн в год), чем можно получить при использовании азотных удобрений.

20.3.3. Agrobacterium представляет собой фитопатоген, переносящий гены в геном своего хозяина [16] Другая почвенная бактерия, близкородственная Rhizobium, называется Agrobacterium tumefaciens. Эта бактерия у растений вызывает образование корончатых галлов. При контакте с Agrobacterium нормальные растительные клетки трансформируются в опухолевые, вследствие переноса генов от бактерии к хозяину (рис. 20-31).

Опухолевые клетки, индуцируемые Agrobacterium, обладают рядом замечательных свойств. Во-первых, такие клетки можно выделить и неограниченно долго выращивать в культуре без факторов роста и вне контакта с клетками Agrobacterium. Во-вторых, они синтезируют ряд необычных веществ, называемых опинами. Эти производные аминокислот могут перерабатываться и усваиваться преимущественно тем штаммом бактерий, которые индуцировали синтез опинов в растительных клетках.

Многие свойства опухолевых клеток стали понятны при анализе молекулярно-генетических данных. Способность Agrobacterium индуцировать опухоли связана с большой ДНК-содержащей плазмидой, названной Ti (от англ. tumor inducing - вызывающая опухоли). Часть этой Рис. 20-31. Опухоли, индуцированные Agrobacterium tumefaciens у комнатного растения-суккулента. (С любезного разрешения P.

Hooykaas, из Genetic Eng., I, 155, 1979.) Рис. 20-32. Ацетосирингон сигнальная молекула, обнаруженная в поврежденных, но метаболически активных клетках растений. Ацетосирингон специфически активирует вирулентные гены Ti-плазмиды Agrobacterium, которые принимают участие в образовании Т-ДНК, интегрирующейся с геномом клетки-хозяина (см. рис. 20-33).

плазмиды-Т-ДНК (от англ. transferred DNА-передаваемая ДНК) включается в ядерный геном растительной клетки. Бактерия может проникнуть в чувствительное растение только в том месте, где оно повреждено, т. е. там, где растительные клетки секретируют необычные фенольные соединения, в частности ацетосирингон (рис. 20-32). При этом у бактерии запускается каскад реакций, в результате которых Т-ДНК вырезается из Ti-плазмиды и переносится в геном клетки-хозяина (рис. 20-33). Включившись в хромосому клетки-хозяина, Т-ДНК транскрибируется и транслируется в ней, образуя три класса белков.

К первому относится фермент, вызывающий у растения синтез специфического опина, а два других - это ферменты, катализирующие синтез регуляторов роста растений - индолилуксусной кислоты и цитокинина (см. рис. 20-67). Повышение содержания этих двух регуляторов роста в результате активности включившихся в геном растения генов Т-ДНК вызывают неограниченный рост и деление трансформированных растительных клеток, чем и объясняется способность этих клеток продолжать рост в отсутствие обоих регуляторов роста и исходной бактерии.

Способность Т-ДНК Agrobacterium стабильно включаться в геном хозяина дает возможность широко использовать полученные на ее основе рекомбинантные молекулы ДНК в качестве вектора для генетической трансформации растительных клеток (см. разд. 20.5.10).

20.3.4. Продукты, возникающие при разрушении клеточной стенки, часто используются в качестве сигналов при взаимодействии растения и патогена [17] В качестве защитных агентов растения используют большое число крайне специализированных метаболитов. Некоторые вещества, как, например, гликозиды в горчичном масле и самые разнообразные алкалоиды (кофеин, морфин, стрихнин и колхицин) действуют отпугивающе Рис. 20-33. Некоторые события, имеющие место при заражении растения бактериями Agrobacterium tumefaciens. Т-ДНК- участок Ti (от англ. tumor inducing -индуцирующей опухоли) - плазмиды бактерии встраивается в случайный сайт хромосомы растительной клетки-хозяина. Среди продуктов экспрессии ее генов присутствуют ферменты, участвующие в синтезе регуляторов роста растений, которые и приводят к возникновению опухоли.

на травоядных животных. Кроме этих конститутивных средств защиты растения выработали более сложные адаптационные механизмы, которые приводятся в действие только при взаимодействии хозяина и патогена.

Многие такие реакции протекают с участием компонентов клеточной стенки растения-хозяина или патогена. Например, в ответ на заражение бактерией или грибом растительные клетки укрепляют свои стенки за счет дополнительного отложения полимеров, входящих в их состав, включая лигнин и гликопротеины, обогащенные гидроксипролином. В свою очередь у патогенов в их войне с растением есть собственное оружие. Рассмотрим, например, что происходит, когда патогенный гриб (Fmarium solani) «атакует» растение гороха. Споры гриба секретируют очень небольшие количества фермента кутиназы, которая вызывает частичный гидролиз кутикулы, покрывающей лист. Высвободившиеся мономеры кутина стимулируют усиленное образование кутиназы спорой гриба. В результате кутикула растворяется, и прорастающие гифы гриба могут проникнуть в лист.

Однако продукты распада клеточной стенки, стимулируемые вторгающимся патогеном, могут оказаться полезными в качестве самых первых сигналов об опасности, грозящей клеткам растения-хозяина. Клетки, контактирующие с патогеном, обычно синтезируют низкомолекулярные продукты, которые называются фитоалексинами и представляют собой антибиотики, токсичные для определенных патогенных бактерий и грибов. В настоящее время идентифицированы некоторые соединения, ответственные за стимуляцию биосинтеза фитоалексинов растением. Эти вещества, называемые элиситорами, представляют собой короткоцепочечные олигосахариды, образующиеся из полисахаридов клеточной стенки и проявляющие активность при очень низких концентрациях (109- 10-10 М). Одним из первых хорошо охарактеризованных элиситоров является гепта--глюкозид, выделяющийся из клеточной стенки гриба, поражающего сою (рис. 20-34).

Олигосахаридные элиситоры синтеза фитоалексинов могут также продуцироваться клеточной стенкой растений. В этом случае они представляют собой фрагменты пектинового скелета, построенного из остатков галактуроновой кислоты, которые высвобождаются из клеточной стенки растения при действии ферментов, секретируемых либо внедряющимся патогеном, либо в некоторых случаях ферментами растительной клетки, активированными при повреждении.

Простое механическое повреждение растений может вызвать синтез белков, ингибирующих протеазы как насекомых, так и микроорганизмов (ингибиторы протеаз). Полагают, что подобная нормальная защитная реакция может локально индуцироваться небольшими фрагментами полисахаридов, входящих в состав пектина, и высвобождающихся при повреждении. По-видимому, существуют и пока не идентифицированные сигнальные механизмы, действующие на расстоянии, поскольку листья, удаленные от поврежденного листа, также начинают продуцировать ингиторы протеаз.

Рис. 20-34. Этот гептаглюкозид (олигосахарид, содержащий семь остатков глюкозы [glc]) выделяется клеточной стенкой Phytophthora теgasperma - гриба, патогенного для сои. Данный олигосахарид имеет глюкозидный скелет (со связями 1 6) и две боковые цепи (со связями 1 3). При очень низких концентрациях гептаглюкозид специфически активирует ряд генов сои, включая те, которые принимают участие в биосинтезе фитоалексинов. Изменение связей или расположения любого из остатков глюкозы приводит к потере активности.

20.3.5. В нормальной растительной клетке клеточная стенка может быть важным источником сигналов [18] Данные ряда экспериментов указывают на то, что сигналы, посылаемые клеткой, зависят от высвобождения олигосахаридов из клеточной стенки растений под действием ферментов. Такие события имеют место и при нормальном росте и развитии растения. Например, удлинение клетки ускоряется регулятором роста растений - ауксином (см. разд. 20.5.8), однако его воздействие может быть устранено даже очень низкими концентрациями сложного фрагмента гемицеллюлозы. Образование таких фрагментов из девяти остатков сахара стимулируется ауксином и, можно полагать, является составной частью регуляторной системы с обратной связью, которая в норме контролирует увеличение размеров клетки (см.

разд. 20.4.7). Весьма вероятно, что клеточная стенка представляет собой место связывания и хранения многих сигнальных молекул, которые способны локально высвобождаться и действовать на развитие клетки. Эта гипотеза в настоящее время проверяется во многих лабораториях.

Заключение В ходе развития растения неизбежно сталкиваются с самыми разнообразными бактериями и грибами. Многие из таких контактов полезны для растений. Так, например, у большинства из них корневые системы сосуществуют со сложными мицелиями грибов, благодаря которым питательные вещества становятся более доступными как для одного, так и для другого организма. Кроме того, почти весь азот, содержащийся в связанном виде в живых организмах, происходит в конечном итоге из азота атмосферы;

азот воздуха фиксируется прокариотами, многие из которых (например, Rhizobium) образуют сложные симбиотические ассоциации с корнями растений. Но характер взаимодействия может быть и иным, полезным только для одного из организмов. Фитопатоген Agrobacterium вызывает образование опухолей на растении, вводя свою Т-ДНК в геном клетки-хозяина. Экспрессия вновь индуцированных генов приводит к возникновению дисбаланса молекул регуляторов роста клеток растений. Специфические низкомолекулярные вещества, выделяемые растением, и у Rhizobium, и у Agrobacterium, активируют гены, необходимые для того, чтобы эти бактерии могли внедриться в растение. Другие небольшие молекулы действуют как своеобразные сигналы, которые запускают ответ хозяина на действие патогенов. В роли таких сигнальных молекул выступают специфические олигосахариды - продукты распада полисахаридов, входящих в состав клеточной стенки. Аналогичные соединения могут служить сигналами и при нормальном развитии растений.

20.4. Особенности внутренней организации растительной клетки Клетки высших растений содержат те же внутриклеточные компартменты, которые ранее были описаны для животных клеток, - это цитозоль, аппарат Гольджи, эндоплазматический ретикулум, ядро, митохондрии, пероксисомы и лизосомы. Кроме того, растительные клетки обладают цитоскелетом, состоящим из актиновых филаментов, микротрубочек и промежуточных филаментов, сравнимых с теми, которые обнаруживаются в клетках животных. Тем не менее клетки растений легко отличить от клеток животных по присутствию в них двух особых типов компартментов, окруженных мембраной -вакуолей и пластид. Наличие данных Рис. 20-35. Электронная микрофотография типичной пропластиды из клетки кончика корня бобового растения. Оболочка пропластиды состоит из двух мембран, внутренняя система мембранных структур слабо развита. (В. Gunning, M. Steer, Ultrastructure and the Biology of Plant Cells. London:

Arnold, 1975.) органелл связано с неподвижным образом жизни растительной клетки. Эти и другие особенности внутреннего строения клеток растений будут рассмотрены в данном разделе.

20.4.1. Хлоропласты представители семейства органелл, называемых пластидами, и свойственных только растительным клеткам [19] Растения сами производят все органические вещества, в которых они нуждаются, посредством фотосинтеза, происходящего в хлоропластах. Продукты фотосинтеза могут непосредственно использоваться клетками для различных процессов биосинтеза, могут запасаться в виде осмотически инертного полисахарида (обычно крахмала) или превращаться в сравнительно низкомолекулярные сахара (как правило, сахарозу), которые транспортируются в другие ткани растения.

Хлоропласты - это лишь один из видов близко родственных органелл, называемых пластидами. Пластиды присутствуют во всех живых клетках растения, причем в каждом типе клеток содержится свой набор этих органелл. Всем пластидам свойствен ряд общих черт. Они имеют небольшой геном, одинаковый у всех представителей одного вида, и окружены оболочкой, состоящей из двух концентрических мембран.

Рис. 20-36. Электронная микрофотография двух форм пластид в проростках овса. А. Этиопласт из проростка, выращенного в темноте.

Кристаллоподобная структура, образованная внутренними мембранами, содержит протохлорофилл. Б. После освещения из этиопласта развивается хлоропласт. Показана часть молодого зеленеющего хлоропласта. Происходит реорганизация мембранной системы этиопласта: в ней уже есть хлорофилл, и начинают образовываться небольшие граны. (С любезного разрешения В. Gunning.) Поскольку структура и функции хлоропластов были подробно рассмотрены в гл. 7, мы сосредоточим свое внимание на других представителях той же группы растительных органелл.

Все пластиды, включая хлоропласты, развиваются из пропластид - относительно мелких органелл, присутствующих в клетках меристемы (рис. 20-35). Судьба пропластид определяется потребностями дифференцированных клеток. Например, если лист растет в темноте, то его пропластиды увеличиваются и превращаются в этиопласты. Внутренние мембраны этиопластов образуют кристаллоподобную структуру, содержащую вместо хлорофилла протохлорофилл (желтый предшественник хлорофилла) (рис. 20-36, А). Под действием света из этиопластов образуются хлоропласты благодаря превращению протохлорофилла в хлорофилл и синтезу новых мембран, пигментов, фотосинтетических ферментов, а также компонентов электронтранспортной цепи (рис. 20-36, Б).

Неудивительно, что многие процессы, происходящие в растении, регулируются светом. Фоторецепторы, включая фитохром (см. разд.

20.5.7), контролируют транскрипцию многих генов, участвующих в развитии хлоропласта, причем эти гены локализованы не только в самом хлоропласте, но и в ядре. Механизм такого контроля пока неясен. Светом регулируется примерно пятая часть из 120 генов, входящих в состав хлоропластного генома (см. разд. 7.5.4).

Хлоропласты представляют собой другую форму пластид (рис. 20-37, А). Они накапливают каротиноидные пигменты, ответственные за желто-оранжевый цвет лепестков (например, у желтых нарциссов) и плодов (например, у помидоров). Еще одна разновидность пластид - лейкопласты, которые, кроме своих более крупных размеров, немногим отлича- Рис. 20-37. Разнообразные формы пластид. А. Хромопласты из клеток оранжево-желтых лепестков нарцисса. Эти пластиды имеют извилистый контур;

в их внутренних мембранах, которые расположены весьма хаотично, содержится пигмент (-каротин, придающий лепесткам характерную окраску. Б. Три амилопласта (пластиды, накапливающие крахмал) в клетке кончика корня сои. (В. Gunning, М. Steer, Ultrastucture and the Biology of Plant Cells, London: Arnold, 1975.) ются от пропластид и имеются во многих эпидермальных и внутренних тканях, не приобретающих зеленой окраски и не способных к фотосинтезу.

Распространенной формой лейкопластов являются амилопласты (рис. 20-37, Б), которые служат хранилищами крахмала в запасающих тканях. У некоторых растений, например картофеля, амилопласты, увеличиваясь, могут достигать размера средней клетки животного.

Хотя точно неизвестно, чем определяется превращение пропластиды в ту или иную форму пластид, очевидно, что существенную роль в регуляции этого процесса играет ядерный геном. Ядерные мутации могут переключать развитие с хромопластов на хлоропласты, или же совсем блокировать развитие, в результате чего возникнут либо различные формы лейкопластов, либо незрелые хлоропласты с аномальной пигментацией, которые свойственны многим декоративным растениям.

Пластиды в цитоплазме могут расти и делиться, таким образом происходит их размножение (см. разд. 7.5.1). Единственный тип клеток, утративший пластиды, - это спермии у некоторых высших растений;

такие растения (например, кукуруза) получают пластиды только от яйцеклетки, из которой они развились. В этом случае пластиды, подобно митохондриям у животных, наследуются по материнской линии (см. разд.

7.5.10).

Важно усвоить, что пластиды растений - это органеллы, в которых происходит не только фотосинтез. Здесь протекают промежуточные стадии многих метаболических процессов. В пластидах вырабатываются источники химической энергии и восстановители (АТР и NADPH), потребляемые растением в биосинтетических реакциях. Здесь у растений происходит синтез пуринов и пиримидинов, большинства аминокислот и всех жирных кислот, тогда как у животных эти процессы осуществляются в цитозоле.

20.4.2. Вакуоли растительных клеток - это органеллы с удивительно разнообразными функциями [20] Наиболее заметным компартментом большинства растительных клеток является очень большой пузырек, заполненный жидкостью, который называется вакуолью (рис. 20-38). В одной клетке может присутствовать несколько вакуолей, каждая из которых отделена от цитоплазмы однослойной мембраной, именуемой тонопластом. Вакуоли обычно занимают более 30% всего объема клетки, однако эта величина непостоянна: в зависимости от типа клетки она может составлять от 5 до 90%. Большинство биологов считают, что эта органелла не является частью цитоплазмы, поэтому принято говорить, что растительная клетка содержит ядро, вакуоль и цитоплазму;

в цитоплазме же содержатся все остальные органеллы, связанные с мембранами, в том числе пластиды. Вакуоли первоначально образуются в молодых делящихся клетках, вероятно, путем слияния все большего числа пузырьков, отделяющихся от аппарата Гольджи. Как в структурном, так и в функциональном отношении они близки к лизосомам животных клеток, в частности, они тоже содержат множество различных гидролитических ферментов. Вместе с тем функции вакуолей в растительных клетках поразительно многообразны. Они могут использоваться и для запасания питательных веществ, и для хранения отходов, и для увеличения размеров клеток, и для регуляции тургорного давления. В одной и той же клетке часто присутствуют вакуоли с различными функциями (например, действующие как лизосомы и как место хранения). Выше рассматривалась роль вакуолей как компартментов, способствующих заполнению пространства при росте клеток (см. рис. 20-10). В следующем разделе описано участие вакуолей в запасании веществ.

Рис. 20-38. Электронная микрофотография клеток в молодом листе табака. В этих сильно вакуолизированных клетках цитоплазма, в которой много хлоропластов, располагается на периферии в виде тонкого пристеночного слоя. (С любезного разрешения J. Burgess.) 20.4.3. Вакуоли могут служить запасающими органеллами [20] В вакуолях могут накапливаться и храниться самые различные молекулы, в том числе те необходимые для клетки вещества, которые потенциально опасны, если присутствуют в цитоплазме в больших количествах. Например, у некоторых растений в вакуолях специализированных клеток накапливаются такие хорошо известные продукты, как каучук (у Hevea brasiliensis) и опиум (у Papaver somniferum). Даже вездесущие ионы Na+ могут избирательно накапливаться в этих органеллах, где их осмотическая активность способствует поддержанию тургорного давления.

Исследования, проведенные на гигантских клетках водоросли Nitella, показали, что натриевые насосы в тонопласте поддерживают относительно низкую концентрацию Na+ в цитозоле за счет создания 4-5-кратного избытка этих ионов в вакуолях. А поскольку вакуоль занимает в клетке Nitella гораздо больший объем, чем цитоплазма, получается, что основной пул клеточного натрия сосредоточен в вакуолях.

Вакуоль играет важную роль в гомеостазе растительных клеток, которые подвержены самым разнообразным воздействиям внешней среды. Если, например, рН среды падает, приток ионов Н+ в цитоплазму компенсируется, по крайней мере, частично, за счет усиления переноса ионов Н+ в вакуоль. Сходным образом многие клетки растений поддерживают тургорное давление на удивительно постоянном уровне несмотря на значительные изменения в окружающей их среде. Это осуществляется благодаря изменению осмотического давления в цитоплазме и в вакуоли в результате контролируемого распада и повторного синтеза в вакуоли таких полимеров, как полифосфаты. Тургорное давление может поддерживаться постоянным и за счет изменения скорости переноса через плазматическую мембрану и тонопласт. Проницаемость этих двух мембран зависит от определенного набора транспортных белков, переносящих специфические сахара, аминокислоты и другие метаболиты через каждый липидный бислой (см. гл. 6).

Рис. 20-39. Световая микрофотография клетки из формирующегося семени гороха. По краям развитой системы вакуолей можно увидеть начальные стадии отложения белка. Семена бобовых растений накапливают в клеточных вакуолях большие количества запасного белка, который используется зародышем при прорастании семени. (С любезного разрешения S. Craig.) Вещества, содержащиеся в вакуоли, как качественно, так и количественно отличаются от веществ, присутствующих в цитоплазме.

Однако в связи с тем, что тонопласт не очень прочен механически, гидростатическое давление в вакуоли и цитоплазме должно быть приблизительно одинаковым, и оба эти компартмента для поддержания тургорного давления должны вносить совместный вклад в осмотическое равновесие.

Среди продуктов, запасаемых в вакуолях, важное место занимают различные метаболиты. Например, растения-суккуленты ночью открывают свои устьица, поглощают из воздуха двуокись углерода (в это время суток транспирационные потери уменьшаются) и хранят ее в вакуолях в форме малата, пока на следующий день он не будет с помощью солнечной энергии превращен в сахар при закрытых устьицах.

Органические молекулы могут храниться в вакуолях и в течение гораздо более длительного срока, как, например, запасные белки в клетках многих семян, в частности у гороха и фасоли. При набухании семян белки гидролизуются, и аминокислоты используются для питания развивающегося зародыша (рис. 20-39).

Ряд веществ, накапливаемых в вакуолях, участвует во взаимодействии растения с животными или с другими растениями. Например, антоцианины придают окраску лепесткам некоторых цветков, что способствует привлечению насекомых-опылителей. Другие вещества выполняют защитные функции. Растения не могут передвигаться и таким образом избегать уничтожения травоядными животными;

вместо этого они синтезируют бесчисленное множество ядовитых веществ, которые высвобождаются из вакуолей при повреждении клеток. Среди них и высокотоксичные алкалоиды, и просто неприятные на вкус вещества, отрицательно влияющие на пищеварение. Ингибиторы трипсина, обычно обнаруживаемые в семенах, а также ингибиторы протеаз, образующиеся в клетках листьев в ответ на ранение, накапливаются в вакуоли и, вероятно, влияют на пищеварение у травоядных. На протяжении всей своей истории растения, так же как и животные, постоянно разнообразили средства ведения химической войны. Равновесие смещалось в ту или иную сторону, когда, например, в растительном мире возникал новый мощный репеллент для растительноядных видов или, наоборот, когда какое-либо насекомое в ходе эволюции научалось нейтрализовать или разрушать токсичный метаболит растения и получало таким образом возможность поедать синтезирующее его растение. Сам токсин в этом случае мог становиться уже не репеллентом, а аттрактантом.

20.4.4. Пузырьки аппарата Гольджи доставляют материал для образования клеточной стенки к определенным участкам цитоплазматической мембраны [21] Большая часть компонентов матрикса клеточной стенки транспортируется в пузырьках аппарата Гольджи к плазматической мембране, где затем выводится из клетки путем экзоцитоза. Однако в отличие от клеток животных, у которых аппарат Гольджи секретирует гликопротеины, у растений аппарат Гольджи участвует главным образом в продуцировании и секреции широкого круга внеклеточных полисахаридов (рис. 20-40).

Детали синтеза этих полисахаридов неизвестны, что не столь уж удивительно, поскольку 1) каждый из полисахаридов, входящих в состав клеточной стенки, образуется из двух или более Сахаров;

2) используется по меньшей мере 12 различных полисахаридов;

3) у большинства этих полисахаридов молекулы разветвленные и 4) полисахариды, после того как они синтезируются, подвергаются многочисленным ковалентным модификациям. Установлено, что в сборке полисахаридных компонентов, необходимых для формирования типичной пер- Рис. 20-40. Электронная микрофотография клетки волоска зеленой водоросли Bulbochaete. Хорошо видны обособленные друг от друга стопки цистерн Гольджи и связанные с ними транспортные пузырьки, содержащие секретируемые полисахариды. Четко прослеживается полярная организация: от эндоплазматического ретикулума через цис-, промежуточные и транс-цистерны Гольджи к транспортным пузырькам. В растительных клетках (в отличие от животных) цистерны Гольджи, принадлежащие разным стопкам, не связаны между собой. (С любезного разрешения Т. Frazer, по В. Gunning и М. Steer, Ultrastructure and the Biology of Plant Cells. London: Arnold, 1975.) вичной клеточной стенки, принимает участие несколько сот различных ферментов. Большинство их обнаруживается в эндоплазматическом ретикулуме и аппарате Гольджи, тогда как некоторые из ферментов, связанные с более поздними ковалентными модификациями полисахаридов, присутствуют в самой клеточной стенке, причем часть ферментов ковалентно с ней связана.

Химический состав и структура стенки в разных зонах клеточной поверхности различны, поэтому пузырьки с нужными матрицами должны избирательно направляться к определенным участкам плазматической мембраны. Эту направленность обеспечивают (по крайней мере, частично) элементы цитоскелета;

одним из примеров может служить образование de novo первичной клеточной стенки, разделяющей две дочерние клетки после митоза, (рис. 20-41). В конце телофазы между Рис. 20-41. Серия последовательных световых микрофотографий делящейся клетки тычиночного волоска. Цифрами указано время в минутах, прошедшее с момента начала съемки. Пузырьки, слияние которых приводит к образованию клеточной пластинки, становятся различимыми к 42-й минуте. Пластинка постепенно расширяется и в конце концов сливается со стенкой материнской клетки. (С любезного разрешения P. Herler.) Рис. 20-42. А. Электронная микрофотография фрагмопласта в делящейся клетке растения. Микротрубочки направляют движение пузырьков, содержащих предшественники клеточной стенки, к растущей клеточной пластинке. Подробности см. на рис. 13-71. Б. Флуоресцентные микрофотографии цитокинеза клеток из кончика корня лука. Окрашивание флуоресцирующими антителами позволяет выявить развивающуюся клеточную пластинку и два набора микротрубочек фрагмопласта, располагающихся по бокам этой пластинки (слева);

флуоресцентное окрашивание ДНК (справа) дает возможность увидеть расположение двух дочерних ядер, которые будут разделены новой клеточной стенкой. (А - с любезного разрешения J. Pickett-Heaps.) двумя дочерними ядрами остается пучок микротрубочек, расположенных параллельно оси веретена. Этот пучок состоит из двух наборов полюсных микротрубочек веретена, обладающих противоположной полярностью;

концы микротрубочек, принадлежащих к разным наборам, перекрываются в дискообразной области, называемой фрагмопластом и находящейся в плоскости экватора бывшего веретена деления (рис. 20-42). Транспортные пузырьки, содержащие различные предшественники клеточной стенки, в частности пектин, перемещаются вдоль этих ориентированных микротрубочек в сторону экватора и, достигнув цент- Рис. 20-43. Электронная микрофотография клетки корневого чехлика тимофеевки. В таких клетках аппарат Гольджи занят главным образом выработкой и секрецией слизи, которая, выделяясь на поверхности кончика корня, облегчает его продвижение в почве. Материал, идентичный содержимому цистерн Гольджи, можно видеть также в пузырьках и у наружной поверхности плазматической мембраны. (В. Gunning, M. Steer, Ultrastucture and the Biology of Plant Cells. London: Arnold, 1975.) рального диска, сливаются друг с другом, образуя клеточную пластинку. Клеточная пластинка расширяется за счет все новых и новых пузырьков, направляемых сюда новыми микротрубочками, образующимися на периферии фрагмопласта, по мере того как более центрально расположенные микротрубочки распадаются. В конце концов растущая пластинка сливается с материнской клеточной стенкой, в результате чего образуются две отдельные дочерние клетки (см. рис. 20-41 и 13-71). Неясно, какие компоненты фрагмопласта - микротрубочки или актиновые филаменты (а может быть и те и другие), ответственны за продвижение пузырьков, образующихся в аппарате Гольджи.

Не все полисахариды, образуемые и секретируемые аппаратом Гольджи, предназначены для формирования клеточной стенки. Например, обогащенная фруктозой слизь, секретируемая клетками кончика корня, проходит через клеточную стенку и служит смазкой наружной поверхности корня при его продвижении через почву (рис. 20-43).

20.4.5. В процессе жидкофазного эндоцитоза происходит быстрое рециклирование мембран [22] Что происходит с большим количеством нового мембранного материала, который добавляется к уже имеющейся плазматической мембране, в ходе все новых слияний с пузырьками? В некоторых, активно секретирующих клетках растений, число транспортных пузырьков аппарата Гольджи, участвующих в экзоцитозе, таково, что поверхность мембраны должна была бы удваиваться каждые 20 мин. Очевидно, однако, что плазматическая мембрана имеет постоянную площадь поверхности и, следовательно, существует какой-то механизм оборота мембранного материала. В плазматической мембране клеток растений существуют многочисленные окаймленные ямки (рис. 20-44, А). Полагают, что они участвуют в рециклировании мембраны, как это имеет место в клетках животных (см. разд. 6.5.4). Подобный путь жидкофазного эндоцитоза недавно был обнаружен у растительных клеток при анализе поглощения протопластами электроноплотных маркеров, таких как ферритин или коллоидное золото. Эти маркеры, введенные в протопласты, быстро попадали в сложную сеть мембранных трубочек, которые были названы частично покрытым (окаймленным) ретикулумом (рис. 20-44, Б и В). Полагают, что эта органелла функционально эквивалентна эндосомному компартменту клеток животных (см. разд. 6.5.4). Отсюда маркер попадает в крупные пузырьки и в конечном счете оказывается в вакуоли. Таким образом, основные внутриклеточные пути синтеза метаболитов, их сортировка, упаковка, секреция и эндоцитоз весьма сходны в клетках растений и животных.

Рис. 20-44. Эндоцитоз в протопластах сои, наблюдаемый с помощью электронной микроскопии. А. Вид плазматической мембраны со стороны цитоплазмы. Протопласт прикрепляли к сеточке для электронной микроскопии и затем лизировали, промывали и негативно окрашивали. Кроме выстланных мембраной многочисленных ямок, которые участвуют в эндоцитозе, видны микротрубочки, лежащие в кортикальном слое. Б.

«Частично покрытый ретикулум», видимый на тонких срезах. Он состоит из сложной системы связанных с мембраной трубочек с многочисленными пузырьками, покрытыми клатрином, которые образуются из этой мембраны. Полагают, что это эквивалент эндосомального компартмента клеток животных. В. Вещество, захваченное при эндоцитозе, в данном случае электроноплотный маркер ферритин, впервые появляется в частично покрытом ретикулуме. (С любезного разрешения L. Fowke.) 20.4.6. Синтез целлюлозы происходит на поверхности растительных клеток [23] Полисахариды клеточной стенки обычно образуются в аппарате Гольджи и выводятся путем экзоцитоза. Однако из этого правила есть одно важное исключение:

целлюлоза у большинства растений синтезируется на внешней поверхности клеток с помощью мембраносвязанного ферментного комплекса (целлюлозосинтазы), субстратом для которого служит соединение сахара с нуклеотидом, вероятно UDP-глюкоза.

Новообразованные целлюлозные цепи спонтанно объединяются в микрофибриллы, образующие слой на поверхности плазматической мембраны (ламеллу), в которой все микрофибриллы ориентированы приблизительно одинаково. Поскольку целлюлоза синтезируется на плазматической мембране, каждая новая ламелла образуется под предыдущей. В результате клеточная стенка состоит из концентрически расположенных ламелл, самая старая из которых находится снаружи.

Несмотря на многократные попытки, синтез целлюлозы не удалось воспроизвести in vitro. Вероятно, отчасти это связано с тем, что для реакции необходимо присутствие функционально интактной плазматической мембраны. На электронных микрофотографиях сколов замороженных клеток высших растений видны «розетки», состоящие из внутри мембранных частиц, которые расположены на цитоплазматической стороне скола. Эти розетки скорее всего представляют собой целлюлозосинтазные комплексы, поскольку они локализуются в областях, где откладываются новые целлюлозные микрофибриллы, например в мембране, покрывающей упорядоченные утолщения клеточной стенки в молодых клетках сосудов ксилемы (рис. 20-45, см. также разд. 20.1.7).

20.4.7. Форма растущей растительной клетки определяется организацией целлюлозных микрофибрилл [24] Окончательная форма каждой растущей клетки, а в итоге и форма всего растения, определяется растяжением клетки, которое находится под строгим контролем. Как уже отмечалось выше (см. разд. 20.1.5), растяжение является результатом тургорного давления и Рис. 20-45. Электронная микрофотография пластичности стенки. Однако вопрос о том, каким образом такое ненаправленное давление плазматической мембраны развивающегося способно вызвать направленное удлинение клетки, пока не затрагивался. В боковых стенках сосудистого элемента ксилемы в корне увеличивающейся клетки микрофибриллы, отложенные последними, обычно перечника (препарат получен методом перпендикулярны оси удлинения. При этом клетка обволакивается ламеллой, в которой замораживания-скалывания). Гексагональные микрофибриллы располагаются по спирали. Хотя ориентация отложенных ранее группировки белков в мембране («розетки») микрофибрилл в наружной ламелле может быть иной, именно от ориентации волокон в этой сконцентрированы в местах, где клеточная внутренней ламелле преимущественно зависит направление роста клетки.

стенка утолщается (А) и встречаются реже в Если микрофибриллы целлюлозы во вновь образованной ламелле ориентированы местах между утолщениями (Б). Предполагают, поперечно, они будут ограничивать расширение клетки;

однако в связи с тем, что соседние что «розетки» представляют собой комплексы целлюлозные микрофибриллы внутри ламеллы могут отделяться одна от другой под целлюлозосинтазы. Каждый из этих действием тургорного давления, клетка будет растягиваться (рис. 20-46). Чтобы комплексов, по-видимому, синтезирует от 60 до существующая клеточная стенка сохраняла свою прочность и толщину, по мере роста клетки, 70 цепей целлюлозы, входящих в состав каждой к уже имеющейся клеточной стенке необходимо добавлять все новые компоненты матрикса и микрофибриллы. (С любезного разрешения W.

микрофибриллы. Вновь секретируемые компоненты матрикса, вероятно, проникают через Herth.) толщу стенки, а дополнительные микрофибриллы откладываются в новой ламелле на наружной поверхности плазматической мембраны.

Таким образом, будущая морфология растительных клеток предопределяется ходом образования первичной клеточной стенки. До сих пор Рис. 20-46. На этой схеме показано, как ориентация целлюлозных микрофибрилл в клеточной стенке влияет на направление, в котором происходит удлинение клетки. Клетки, изображенные на рисунке А и Б, изначально имеют одинаковую форму, но разную ориентацию целлюлозных микрофибрилл. В результате ослабления клеточной стенки и тургорного давления каждая клетка растягивается в направлении, перпендикулярном ориентации микрофибрилл. В свою очередь, конечная форма такого органа, как побег, сильно зависит от того, в каком направлении растягиваются клетки, входящие в его состав. Хотя создается впечатление, что фибриллы имеют форму обруча, многочисленные исследования показали, что они намотаны по спирали, как показано на рисунке.

точно неизвестно, каким образом определяется тонкая структура всех компонентов клеточной стенки, однако, по всей вероятности, отложение целлюлозы зависит от расположения кортикальных микротрубочек.

20.4.8. Ориентацию целлюлозных микрофибрилл, откладывающихся на клеточной поверхности, определяют микротрубочки в кортикальном слое [25] Ориентация целлюлозных микрофибрилл играет решающую роль в определении формы растительных клеток. Но от чего зависит их расположение? Ответ на этот вопрос был подсказан тем фактом, что большинство микротрубочек в кортикальном слое цитоплазмы ориентировано также, как и целлюлозные микрофибриллы, образующиеся в данное время в данном участке клетки.

Кортикальные микротрубочки лежат вблизи внутренней поверхности плазматической мембраны и направлены, как правило, перпендикулярно длинной оси клетки (рис. 20-47). При изучении этой области методом иммунофлуоресцентной микроскопии оказалось, что система перекрывающихся микротрубочек окружает внутренность клетки сплошным упорядоченным слоем (рис. 20-48). Микротрубочки прикреплены к плазматической мембране белками, природа которых еще плохо изучена.

Согласованная ориентация микротрубочек, расположенных у внутренней поверхности плазматической мембраны и целлюлозных микрофибрилл, образующихся на ее наружной стороне, характерна для многих клеток различного типа и разной формы. Это явление наблюдается при формировании как первичной, так и вторичной клеточной стенки (рис. 20-49), в частности при локальном отложении дополнительных слоев, когда, например, образуются утолщения в определенных участках поверхности клеток ксилемы (см. рис. 20-15).

А что произойдет, если деполимеризовать все микротрубочки кортикальной системы, обработав растительную ткань колхицином?

Влияние такой обработки на последующее отложение целлюлозы не столь однозначно, как можно было бы ожидать. Колхицин не подавляет образование новых целлюлозных микрофибрилл, и в некоторых случаях клетки могут продолжать откладывать микрофибриллы, ориентированные в прежнем направлении. Однако любые изменения в расположении микрофибрилл в ходе индивидуального развития, которые обычно происходят при откладывании следующих друг за другом ламелл, становятся невозможными. Кроме того, клетка, которая в норме для Рис. 20-47. Электронная микрофотография зоны контакта двух соседних клеток кончика корня пшеницы. Видны многочисленные кортикальные микротрубочки, типичные для интерфазных клеток.

Рис. 20-48. Расположение кортикальных микротрубочек. А. Тангенциальный срез клетки из кончика корня тимофеевки. Видны кортикальные микротрубочки, лежащие непосредственно под плазматической мембраной;

они расположены под прямым углом к продольной оси клетки. Б.

Отдельная клетка кончика корня лука. В. Та же клетка, окрашенная флуоресцирующими антителами, эта обработка позволяет выявить характер расположения микротрубочек. (А -с любезного разрешения В. Gunning;

Б и В - с любезного разрешения К. Goodbody.) Рис. 20-49. Микротрубочки и целлюлозные микрофибриллы в развивающихся волокнах хлопка. Микротрубочки (А) окрашены флуоресцирующими антителами и располагаются по спирали. Клетка «расплющена», благодаря чему видны части спирали как на передней, так и на задней стенке.

Вновь отложенные целлюлозные микрофибриллы в такой же клетке (Б) окрашены красителем калькофлюором белым, который при связывании с растущими молекулами целлюлозы дает свечение. Микрофибриллы, подобно укрепляющему корду садового шланга, делают стенки хлопкового волокна очень прочными. (С любезного разрешения R. Seagull.) формирования сосуда ксилемы должна производить упорядоченное утолщение стенки, вместо этого в присутствии вещества, деполимеризующего микротрубочки, начинает откладывать материал стенки совершенно хаотично (рис. 20-50). Таким образом, ранее существовавшая ориентация микрофибрилл может сохраняться и без микротрубочек, но любая стадия клеточного развития, связанная с отложением микрофибрилл, ориентированных по-иному, требует присутствия интактных микротрубочек, определяющих эту новую ориентацию.

Полагают, что комплексы, синтезирующие целлюлозу и находящиеся в плазматической мембране, вращаются вокруг длинных молекул целлюлозы. По мере биосинтеза и самосборки, т. е. процессов, которые протекают одновременно, дистальный конец микрофибриллы, вероятно, образует поперечные сшивки с ранее отложенным слоем стенки. Следовательно, на растущем проксимальном конце синтазные комплексы должны продвигаться вдоль мембраны в направлении синтеза. Можно предположить два механизма воздействия микротрубочек на направление этого движения, а следовательно, и на ориентацию микрофибрилл. Цитоплазматический домен целлюлозосинтазного комплекса может быть прямо или косвенно связан с микротрубочками, лежащими в кортикальном слое. Согласно другой гипотезе, микротрубочки, подобно берегам канала, направляют движение синтазных комплексов парал- Рис. 20-50. Регулярная картина утолщений клеточной стенки, создающаяся при нормальной дифференцировке клеток ксилемы (А), определяется наличием упорядоченных ансамблей кортикальных микротрубочек. В присутствии колхицина кортикальные микротрубочки деполимеризуются, и это ведет к неупорядоченному образованию утолщений (Б).

лельно определенной оси (рис. 20-51). В данном случае интенсивность синтеза целлюлозы не зависит от микротрубочек;

они лишь определяют те участки мембраны, внутри которых может продвигаться ферментативный комплекс. Остается неизвестным как контролируется расположение микротрубочек в кортикальном слое. Напомним, что цитоскелет животной клетки тоже определяет ориентацию компонентов внеклеточного матрикса, а белки типа коллагена и фибронектина откладываются клетками в тесной взаимосвязи с их плазматической мембраной см. разд. 14.2.18).

20.4.9. В крупных растительных клетках различные материалы перемещаются с ориентированным током цитоплазмы [26] Клеточный метаболизм требует того, чтобы субстраты, промежуточные продукты, кофакторы, сигнальные молекулы и ферменты могли перемещаться из одной части клетки в другую. В мелких клетках, таких как бактерии или даже большинство животных клеток, диффузия дает возможность низкомолекулярным растворенным веществам в доли секунды преодолевать расстояния, сравнимые с размерами самой клетки.

Однако растительные клетки благодаря наличию у них клеточной стенки, вакуолей и тургора могут достигать весьма крупных размеров: обычно их длина превышает 100 мкм, а в отдельных случаях измеряется миллиметрами и даже сантиметрами. Диффузия здесь относительно неэффективна, так как время, необходимое какой-либо молекуле для достижения пункта своего назначения с помощью лишь диффузии, пропорционально квадрату расстояния до этого места (см. разд. 3.1.3). Между тем некоторые клетки взрослого растения могут быть значительно удалены от источника кислорода и питательных веществ. Поэтому неудивительно, что в крупных растительных клетках существуют интенсивные токи цитоплазмы, перемешивающие ее компоненты и обеспечивающие их быструю циркуляцию.

Изучение живых растительных клеток показало, что чем крупнее клетка, тем активнее движется ее цитоплазма. Для мелких клеток характерны скачкообразные перемещения органелл - сальтации (от лат. saltare - танцевать, прыгать). Как и в животных клетках, цитоплазматические частицы передвигаются здесь так, будто они время от времени получают сильный толчок в определенном направлении. В более круп- Рис. 20-51. Простая схема, объясняющая каким образом ориентация микротрубочек в кортикальном слое может определять ориентацию новообразованных микрофибрилл. Крупные целлюлозосинтазные комплексы представляют собой составную часть белков мембраны и осуществляют сборку микрофибрилл на наружной поверхности плазматической мембраны. В связи с тем что дистальные концы жестких микрофибрилл входят в состав стенки, их элонгация на проксимальном конце вызывает проталкивание синтазного комплекса вдоль плоскости мембраны. Поскольку микротрубочки прикреплены к плазматической мембране таким образом, что весь комплекс оказывается связанным только с некоторыми каналами мембраны, ориентация микро-трубочек может определять ось, вдоль которой откладываются микрофибриллы.

ных клетках растений такое перемещение уже носит частично направленный характер, а в клетках, где цитоплазма образует лишь тонкий слой вокруг гигантской центральной вакуоли, часто можно наблюдать почти непрерывное круговое перемещение цитоплазмы со скоростью несколько микрометров в секунду. В гигантских клетках зеленой водоросли Nitella полярность актиновых филаментов кортикального слоя такова, что перемещение вдоль них других - миозиновых - филаментов могло бы создать направленный ток цитоплазмы. Вполне возможно, что он способствует не только внутриклеточному передвижению органелл, но также и межклеточному транспорту растворенных веществ к отверстиям плазмодесм, соединяющих соседние клетки.

Тонкие прозрачные клетки, образующие волоски на поверхности растений, - очень удобный объект для наблюдения движений цитоплазмы. В такой клетке присутствует большая вакуоль, через которую проходят тонкие тяжи цитоплазмы диаметром около 1 мкм (рис. 20-52). Можно наблюдать как через эти тяжи «проплывают» отдельные частицы, например митохондрии. Похоже, что такие тяжи, содержащие пучки актиновых филаментов, но, по-видимому, лишенные микротрубочек, возникают в области, прилежащей к клеточному ядру (рис. 20-53). Можно наблюдать, как эти тяжи постоянно изменяют свою форму и расположение, исчезая, разветвляясь, слипаясь и образуясь заново.

20.4.10. Цитоскелет растительной клетки реагирует на внеклеточные сигналы [27] Рис. 20-52. Тычинки из цветков традесканции покрыты длинными тонкими волосками, каждый Для растительных клеток, ограниченных клеточной стенкой, большое значение из которых состоит из одного ряда крупных имеют едва различимые ответы на изменения окружающей среды, в особенности на свет.

клеток. Световые микрофотографии, полученные Как уже отмечалось выше, изменения в направлении роста растительной клетки часто с интервалом в 5 с, выявляют быстрый ток по зависят от цитоскелета, поэтому неудивительно, что и актин, и микротрубочки, входящие в цитоплазматическим тяжам, которые пересекают состав цитоскелета, весьма сложным образом реагируют на внешние разражители.

вакуоль. Органеллы по таким тяжам Многие клетки растений способны отвечать на изменения интенсивности и передвигаются со скоростью до 5 мкм/с.

направления света, меняя расположение своих хлоропластов. При слабой освещенности хлоропласты стремятся выстроиться в монослой, перпендикулярно источнику света и таким образом до предела увеличивают поглощение света. Высокие уровни освещенности индуцируют перемещение хлоропластов и их выстраивание вдоль клеточных стенок, параллельных падающим лучам, что уменьшает действие света (рис. 20-54). Молекулярный механизм такого передвижения изучался на примере весьма необычной водоросли.

Mougeotia - это зеленая водоросль, у которой в каждой клетке цилиндрической формы имеется только один плоский хлоропласт. При изменении условий освещения хлоропласт поворачивается и изменяет свою ориентацию таким образом, чтобы лежать вдоль падающих лучей или перпендикулярно к ним в зависимости от силы света. В качестве фоторецепторов, индуцирующих подобный ответ, выступают фитохром (см. разд. 20.5.7) и рецептор синего света, расположенный либо на плазматической мембране, либо непосредственно рядом с ней. Освещение этих рецепторов микропучками света приводит к притоку ионов Са2+ (соответствующий механизм пока не изучен), Са2+ связывается с кальмодулином, который в свою очередь активирует сеть актиновых филаментов, прикрепленных как к наружной мембране оболочки хлоропласта, так и к плазматической мембране, которая принимает участие в повороте пластиды. Если направленным Рис. 20-53. Флуоресцентная микрофотография микропучком света осветить лишь малую часть клетки, то изгибаться будет лишь небольшой части крупной вакуолизированной освещенная часть хлоропласта. Следовательно, разные участки активного скелета в одной клетки стебля. Видны пучки актиновых филаментов в тяжах, пересекающих вакуоль.

Клетку окрашивали фаллоидином (меченным родамином)-соединением, которое прочно и специфически связывается с актиновыми филаментами. Полагают, что пучки актина, расходящиеся из области ядра (Я), имеют отношение к быстрому току цитоплазмы, который характерен для крупных вакуолизированных клеток высших растений. Вероятно, в этом каким то образом участвует и миозин.

Рис. 20-54. Световая микрофотография клеток листа у мха, на которой видно как происходит перемещение хлоропластов при изменении условий освещения. Световой поток направлен перпендикулярно к плоскости препарата. А. При слабом освещении дискообразные хлоропласты располагаются таким образом, чтобы поглощение света было максимальным. В. После 30-минутной экспозиции того же участка листа на ярком свету хлоропласты переместились и расположены теперь у клеточных стенок, параллельных падающим лучам.

и той же клетке могут реагировать независимо друг от друга (рис. 20-55).

Расположение микротрубочек в кортикальном слое также быстро меняется в ответ на внешние раздражители. Как уже обсуждалось выше, форма растительной клетки (а значит и форма растения) зависит от упорядоченного отложения ориентированных слоев целлюлозы, причем наиболее важной является ориентация самого нижнего слоя (см. разд. 20.4.7). Наружные слои целлюлозы в клеточной стенке часто имеют ориентацию, отличную от ориентации более поздних, внутренних слоев. Существуют по меньшей мере два механизма, благодаря которым новый и старый слои могут быть ориентированы по-разному. По-видимому, оба они функционируют в растительных клетках: 1) целлюлозные микрофибриллы в более старых слоях стенки могут перестраиваться относительно друг друга по мере их продвижения в наружный ряд, причем происходит разрыв и новое образование связей, которые соединяют полисахариды, входящие в состав стенки и 2) на плазматической мембране в стенку могут откладываться новые слои, которые имеют иную ориентацию, чем наружные.

Поскольку ориентация отложений в новой клеточной стенке связана с расположением микротрубочек в кортикальном слое, любые изменения в одной структуре влекут за собой изменения в другой. Таким образом, для функционирования второго механизма необходимо изменение ориентации микротрубочек. Подобные динамические изменения в спиральном расположении микротрубочек можно наблюдать непосредственно. Например, такие регуляторы роста растений, как этилен и гибберелловая кислота, обладают противоположным действием на ориентацию микротрубочек (а следовательно, и направление роста клеток) в клетках эпидермиса молодых побегов гороха. Гибберелловая кислота «заставляет» кортикальные микротрубочки располагаться перпендикулярно продольной оси клетки. При этом целлюлоза откладывается таким образом, что клетки могут только удлиняться, образуя тонкие удлиненные побеги. Однако, если эти побеги обработать этиле- Рис. 20-55. Схема, иллюстрирующая движения хлоропласта в клетке зеленой водоросли Mougeotia. Цилиндрические клетки этой водоросли содержат один-единственный хлоропласт плоской формы, который поворачивается в соответствии с условиями освещения, регулируя тем самым количество поглощаемого света (А). Часть хлоропласта, на которую падает очень яркий свет, способна изменить свою ориентацию независимо от остальной его части, что указывает на локальный механизм реакции (Б).

Рис. 20-56. Этилен и гибберелловая кислота (регуляторы роста растений) оказывают противоположное воздействие на ориентацию кортикальных микротрубочек в клетках молодых побегов гороха. В большинстве клеток, обработанных этиленом (Б), обнаруживается исключительно продольная ориентация микротрубочек, тогда как большинство клеток, обработанных гибберелловой кислотой (В), имеет исключительно поперечную ориентацию микротрубочек. Новые микрофибриллы целлюлозы откладываются параллельно микротрубочкам. Так как все это влияет на направление растяжения клетки, гибберелловая кислота и этилен стимулируют рост в противоположных направлениях: проростки, обработанные этиленом, развивают короткие толстые побеги (А), а проростки, обработанные гибберелловой кислотой, образуют длинные тонкие побеги (Г).

ном, микротрубочки за час переориентируются и лягут вдоль продольной оси клетки. Отложение целлюлозы в этом направлении приведет к тому, что клетки начнут растягиваться в ширину, в результате чего образуются толстые укороченные побеги (рис. 20-56). Молекулярные механизмы, определяющие подобные резкие перестройки цитоскелета, все еще неясны.

Заключение Два типа органелл — пластиды и вакуоли - свойственны только растительным клеткам. К пластидам относятся разнообразные органеллы, обладающие одинаковым геномом. Среди них наиболее известны фотосинтезирующие хлоропласты, присутствующие во всех зеленых тканях. Вакуоль представляет собой крупную внутриклеточную полость, заполненную водным раствором того или иного состава и ограниченную мембраной, называемой тонопластом. Растительные клетки используют вакуоли в самых разных целях, например для экономного заполнения внутриклеточного пространства при росте, для хранения запасов питательных веществ или для накопления вредных продуктов обмена. Хотя сами растительные клетки не обладают способностью двигаться, их цитоплазма, особенно в клетках с большими вакуолями, постоянно перемешивается в результате поддерживаемых в ней направленных потоков. Показано, что в некоторых случаях движение цитоплазмы связано с функцией цитоплазматических актиновых филаментов.

Внутренняя организация растительной клетки и ее цитоскелет играют важную роль в формировании клеточной стенки, что, в свою очередь, определяет направление роста клетки и, следовательно, ее форму. Компоненты матрикса клеточной стенки вырабатываются и экспортируются аппаратом Гольджи, а целлюлозные микрофибриллы синтезируются непосредственно на поверхности клетки. Как места отложения различных компонентов стенки, так и ориентация целлюлозных фибрилл определяются микротрубочками кортикального слоя цитоплазмы. Элементы цитоскелета способны быстро реагировать на различные внешние стимулы, что может, например, приводить к перемещению хлоропластов под влиянием света.

20.5. Клеточные основы развития растений Несмотря на поразительное разнообразие цветковых растений, некоторые особенности их формы и развития остаются удивительно постоянными. Наличие клеточной стенки заставляет растение выбирать иные, чем у животных, стратегии размножения, роста и развития. В данном разделе будут рассмотрены некоторые общие закономерности и обсуждены их клеточные основы. Особенности размножения растений суммированы на схеме 20-2. Вначале мы рассмотрим оплодотворенную зиготу и некоторые процессы в ее раннем развитии. Растения, подобно животным, при дифференцировке клеток широко используют пространственную регуляцию. Однако вместо миграции и перегруппировки клеток, играющих такую важную роль в развитии эмбрионов животных (см. гл. 16), у растений в морфогенезе решающим остается координированное деление клеток и их жестко регулируемый рост. Эти процессы находятся под контролем внешних факторов, таких как свет, гравитация, наличие питательных веществ, и внутренних, таких как фитогормоны. Благодаря открытию факторов роста появилась возможность выращивать клетки и ткани растений в культуре и использовать эти культуры для разнообразных генетических манипуляций.

Рис. 20-57. Весьма упрощенная схема расположения главных меристематических зон и участков наиболее быстрого и постоянного деления клеток в высших растениях. Активность апикальных меристем корней и побегов ответственна за рост в длину, тогда как латеральные меристемы (например, камбий) обеспечивают утолщение различных частей растения.

20.5.1. Эмбриональное развитие начинается с установления оси «корень-побег», а после формирования семени приостанавливается [28] На самых ранних стадиях развития высших растений зигота делится асимметрично, чем определяется полярность будущего зародыша.

Одним из продуктов такого деления является маленькая клетка с густой цитоплазмой, из которой и образуется собственно зародыш. Другая крупная вакуолизированная клетка продолжает делиться и образует так называемый подвесок или суспензор - структуру, которая в некотором отношении сравнима с плацентой млекопитающих. Подвесок прикрепляет зародыш к материнской ткани и, кроме того, обеспечивает приток питательных веществ к зародышу из окружающего его эндосперма (последний представляет собой триплоидную питательную ткань, которая при оплодотворении образуется отдельно (см. схему 20-2).

На следующей стадии развития диплоидная зародышевая клетка делится, образуя округлое скопление клеток, в котором формируются первые меристемы растения. Во время роста клеточное деление происходит почти полностью в специализированных участках, меристемах, состоящих из самовозобновляющихся стволовых клеток. Меристемы обычно бывают двух типов: 1) апикальные меристемы на верхушках растущих побегов и на кончиках корней, обеспечивающие главным образом рост растения или его частей в длину и 2) латеральные меристемы - цилидрические прослойки незрелых клеток, обеспечивающие рост в толщину (рис. 20-57). Латеральной меристемой, очень важной для всех растений, является камбий, который представляет собой слой клеток, образующих проводящие ткани.

Шаровидное скопление эмбриональных клеток вскоре разделяется на две группы меристематических клеток. Одна из них располагается на том конце зародыша, где находится подвесок, и образует апикальную меристему корня, а другая, находящаяся на противоположном полюсе, дает начало апикальной меристеме побега. Эти две меристемы определяют основную ось будущего растения в направлении корень - побег. Затем по мере роста зародыша образуется сосудистый камбий, из которого впоследствии возникают проводящие ткани между корнем и побегом.

Несколько позже в ходе развития из апикальной меристемы побега формируются зародышевые листья семени или семядоли, одна у однодольных растений и две у двудольных (см. рис. 20-12). На этой стадии дальнейшее развитие обычно приостанавливается и зародыш упаковывается в семя, приспособленное для распространения и для выживания в суровых условиях.

Зародыш в семени стабилизирован посредством дегидратации и может оставаться в состоянии покоя в течение очень длительного времени, даже нескольких тысячелетий, что показано для семян злаков, найденных в египетских захоронениях. При соприкосновении с водой семена набухают и развитие зародыша продолжается. Развитие зародыша обеспечивается большими запасами питательных веществ, собранных в триплоидной ткани эндосперма (см. схему 20-2). При развитии семени этот питательный материал может в той или иной степени переходить в семядоли. Так, например, семена однодольных растений (пшеница и кукуруза) и некоторых двудольных содержат большие запасы эндосперма, а семена большинства двудольных (включая горох и бобы) снабжены питательными веществами, запасенными в толстых семядолях.

Рис. 20-58. Простой пример модулярного строения растений. Каждый модуль (они окрашены в разные цвета) состоит из стебля, листа и почки, содержащей потенциальную меристему. Модули последовательно возникают друг за другом в результате постоянной активности апикальной меристемы.

20.5.2. Меристемы постоянно образуют новые органы и новые меристемы, в результате чего многократно возникают серии одинаковых модулей [29] Эмбрион у позвоночных представляет собой уменьшенную копию взрослого организма и обладает большинством характерных для данного животного органов. В противоположность этому зародыш растения, находящийся в семени, совершенно не похож на взрослое растение.

Однако каждая из двух его меристем способна полностью воспроизводить в соответствующее время полный набор необходимых органов. При разрыве кожуры семени во время прорастания клетки увеличиваются и появляется корень, чтобы как можно скорее укрепиться в почве. За этим следует активное деление клеток в апикальных меристемах;

например, в апикальной меристеме корня кукурузы клетки делятся каждые 12 ч, образуя за день 5 х 105 клеток. Быстрорастущие корни повышают свою способность поглощать воду и неорганические вещества из почвы, а у побегов возрастает фотосинтетическая активность (см. схему 20-2).

Апикальная меристема растений образует два типа структур: 1) основную систему корней и побегов, чей рост постоянно поддерживают сами меристемы и 2) цветки и листья, рост которых ограничен. Структуры первого типа, ответственные за постоянное развитие, существуют в течение всей жизни растения, а в случае привоев, например старых сортов яблонь, и значительно дольше. Второй тип структур имеет короткое время жизни, подвергаясь запрограммированному старению. Сопоставьте ежегодную смену листьев с фактическим отсутствием смены соматических клеток в остальных частях растения!

По мере удлинения побега апикальные меристемы образуют упорядоченную последовательность узлов и междоузлий. Таким образом, постоянная ативность меристем приводит к образованию все увеличивающегося числа одинаковых модулей, каждый из которых состоит из листа, стебля и почки (рис. 20-58). Модули соединены друг с другом основной и проводящей тканью, причем последующий модуль расположен по отношению к предыдущему строго определенным образом, в результате чего возникает упорядоченная структура, характерная для растения (рис.

20-59).

Каждый отдельный модуль обладает определенной степенью автономии, и, таким образом, взрослым растениям можно приписать определенные черты колониальных организмов, например губок или кораллов. В соответствии с этим каждый модуль возникает как вздутие определенного размера на апикальной меристеме, однако конкретные условия окружающей среды, в которых развивается этот модуль, могут изменить его конечную форму. Например, необычно большие темно-зеленые листья, как правило, развиваются в тенистых местах, а короткие и толстые листовые черешки там, где часто дуют ветры. Специально Рис. 20-59. Упорядоченное расположение следующих друг за другом модулей, возникающих из одной апикальной меристемы, приводит к возникновению правильных, хотя и усложненных, фигур в расположении листьев (А), цветков (Б) и плодов (В). (С любезного разрешения A.

Davies.) проведенные эксперименты доказали, что эти локальные приспособления связаны с каждым отдельным модулем, не затрагивая все растение. Более того, в остром углу, образованном стеблем и отходящим листом (пазуха), в каждом модуле возникает почка, содержащая новую апикальную меристему, которая потенциально может дать начало другой ветви. Однако многие из этих новых меристем активируются лишь в том случае, если исходная апикальная меристема повреждается или удаляется (явление, хорошо известное садовникам, которые прищипывают верхушку, чтобы стимулировать рост боковых побегов).

Модульная природа растений особенно хорошо демонстрируется при выращивании меристем в культуре. Используя подходящую питательную среду, можно заставить выделенные из растения апикальные меристемы расти и регенерировать, образуя нормальное растение. Этот метод в настоящее время нашел широкое применение в садоводстве для размножения ценных экземпляров роз, орхидей, а также некоторых сельскохозяйственных культур, как, например, земляника и сахарный тростник.

20.5.3. Внешний вид растения зависит от механизмов, определяющих формообразование в апикальных меристемах [30] Повторяющийся тип роста побега в междоузлиях свидетельствует о том, что клетки в апикальной меристеме, для того чтобы соответствующим образом дифференцироваться, должны «чувствовать» расстояние от предшествующего узла и ориентацию относительно него. У растений, так же как у животных, существуют механизмы, регулирующие образование зачатков. Они действуют на расстоянии менее 1 мм, и, следовательно, охватывают относительно небольшие группы клеток, (см. разд. 16.4.4). Предшественники каждого нового узла (начальная точка ветвления) выявляются как последовательно возникающие вздутия, которые образуются вблизи самого кончика меристемы, причем в состав каждого из этих вздутий входит около 100 клеток (рис. 20-60). В соответствии с самыми простыми моделями, предложенными для объяснения этого процесса, в каждом новом узле вырабатывается диффундирующее Рис. 20-60. Верхушка побега молодого растения табака. А. На фотографии, полученной с помощью сканирующего электронного микроскопа, видна верхушка побега с двумя зачатками листьев. Зачатки листьев выглядят как боковые выросты с каждой стороны апикальной меристемы, имеющей форму купола. Б. Тонкий срез такой же верхушки: видно как зачатки молодых листьев возникают из небольшой группы клеток (~100 клеток) в наружных четырех или пятиклеточных слоях. В. Очень условная схема, показывающая как зачатки листьев возникают на небольшом расстоянии друг от друга на очень ранних стадиях развития побега. Рост верхушки в конечном итоге приводит к образованию междоузлий, которые по порядку будут разделять листья на стебле (см. рис. 20-58). (А и Б - по R. S. Poethig, I. M. Sussex, Planta, 165, 158-169, 1985.) вещество - морфоген, которое подавляет образование следующего узла, до тех пор пока не разбавляется на определенном расстоянии от узла при росте междоузлия. Однако о молекулярных механизмах, принимающих участие в этом основном формообразующем процессе царства растений, практически ничего неизвестно.

20.5.4. Образование новых структур зависит от координированного деления, растяжения и дифференцировки клеток [31] До сих пор обсуждение развития высших растений велось главным образом на уровне описания тканей и органов. Какие же изменения, происходящие на клеточном уровне, лежат в основе всех этих процессов? Поскольку клетки растений лишены подвижности из-за наличия клеточных стенок, морфогенез растений должен зависеть от регулируемого деления клеток, сопряженного с ростом клеток в строго определенном направлении. Например, большинство клеток, образуемых апикальной меристемой корня, проходит три основные фазы развития: деление, рост (растяжение) и дифференцировку. Эти три стадии, во времени и в пространстве накладывающиеся друг на друга, определяют характерное строение кончика корня. Хотя дифференцировка клетки часто начинается, когда она еще увеличивается в размерах, в кончике корня относительно несложно отличить зону деления клеток, зону их растяжения (в результате чего происходит рост корня в длину) и зону дифференцировки (рис. 20-61). После завершения дифференцировки некоторые из дифференцированных типов клеток остаются живыми (например, клетки флоэмы), а другие погибают (например, клетки ксилемы).

Точное определение плоскости деления клеток является проблемой первостепенной важности для морфогенеза растений и многих процессов развития, таких как образование устьиц или зачатков листа, которые начинаются с изменения плоскости деления клеток. Постоянное деление клеток в меристеме часто приводит к возникновению столбиков дочерних клеток, ориентированных параллельно оси роста (рис. 20-61), а изменения в плоскости деления часто связаны с процессами, происходя- Рис. 20-61. А. Структурно-функциональная организация кончика растущего корня (показан участок 2 мм). Весьма приблизительно обозначены границы трех зон, в которых происходит соответственно деление, рост и дифференцировка клеток. Б. Апикальная меристема и корневой чехлик корня кукурузы, видны упорядоченные ряды образующихся клеток. (Б - по P. H. Raven, R. F. Evert, S. E. Eichhorn, Biology of Plants, 4th ed., New York: Worth, 1986.) Рис. 20-62. Взаимосвязь плоскости деления, растяжения клеток и морфогенеза. А. Три плоскости деления клеток в типичном органе растения.

Форма различных морфогенетических структур растения определяется вариациями в относительных соотношениях этих плоскостей, а также в сочетании с растяжением клеток в определенном направлении. Б. Продольный срез молодого бутона барвинка. Маленькие купола, образованные клетками, которые впоследствии станут частями цветка, возникают в результате комбинаций вновь возникающих новых плоскостей деления клеток, что определяется укреплением целлюлозных колец в клеточной стенке. (По N. Н. Boke, Am.J. Bot, 36, 535-547, 1949.) щими в ходе морфогенеза. В эпидермисе часто происходят антиклинальные деления, в результате которых образуются дополнительные клетки в поверхностном слое. Они могут способствовать утолщению, происходящему в результате периклинальных делений (рис. 20-62, А). Образование таких органов, как цветки, листья и боковые корни, происходит в результате сочетаний локальных изменений в частоте и ориентации плоскостей клеточных делений (рис. 20-62, Б).

Мы уже видели, что вызываемое тургором растяжение растительной клетки, часто приводящее к увеличению ее объема в пятьдесят и более раз, определяется ориентацией целлюлозных микрофибрилл клеточной стенки, что в свою очередь зависит от ориентации микротрубочек кортикального слоя цитоплазмы. В определении плоскости деления клеток важную роль играет также цитоскелет.

20.5.5. Строение цитоскелета определяет плоскость деления клетки [32] Для организованного роста растения необходимо, чтобы клетки в специализированных участках делились в определенной плоскости и в определенное время, иными словами, чтобы цепочки клеток были правильно ориентированы. Микротрубочки с самого начала принимают участие в ориентации плоскости деления клеток. Таким образом, первые заметные признаки того, что клетка высшего растения собирается делиться в определенной плоскости, появляются сразу же после интерфазы, когда микротрубочки кортикального слоя исчезают в ходе подготовки к митозу. В это время непосредственно под плазматической мембраной появляется узкая окружающая всю клетку зона микротрубочек (рис. 20-63). Так как микротрубочки, входящие в состав этой зоны, появляются в G2 перед началом профазы, данная зона называется препрофазным пучком. Хотя она исчезает перед метафазой, но граница плоскости деления каким-то образом запоминается: когда позже в процессе цитокинеза образуется новая клеточная пластинка, то она начинает расти наружу, сливаясь с родительской стенкой точно в том месте, которое первоначально было занято препрофазным пучком (рис. 20-64). Даже если содержимое клетки после исчезновения препрофазного пучка сместить посредством центрифугирования, растущая клеточная пла- стинка будет стремиться вернуться в ту плоскость, которая была определена предыдущим препрофазным пучком.

В настоящее время известно, что препрофазный пучок кроме микротрубочек содержит многочисленные актиновые филаменты.

Последние не ограничены кортикальным слоем и формируют также радиальные дисковидные скопления нитей, которые пересекают вакуоль, соединяясь вместе и поддерживая делящееся ядро, расположенное в центре. После того как микротрубочки в препрофазном пучке деполимеризуются, эти радиальные актиновые нити сохраняются, обеспечивая «запоминание», предопределяющее положение плоскости деления.

В ходе цитокинеза, Рис. 20-63. Препрофазный пучок микротрубочек в клетках высших растений. А. Упрощенная схема изменения распределения микротрубочек в ходе клеточного цикла в клетках высших растений. Показаны четыре типа ориентации. По мере перехода клеток из интерфазы в профазу микротрубочки (1) в кортикальном слое стягиваются в плотный препрофазный пучок (2) шириной 1- мкм, в состав которого часто входит более сотни микротрубочек.

Этот препрофазный пучок определяет будущую плоскость деления клетки. Затем образуется митотическое веретено (3), которое формирует и выстраивает хромосомы вдоль метафазной пластинки (4). В конце микротрубочки в ходе цитокинеза образуют фрагмопласт (5), который определяет новую клеточную стенку (6) (см. рис. 13-71). В дочерних клетках микротрубочки, полимеризующиеся из аморфного материала центросомы на поверхности ядра (7), восстанавливают интерфазную ориентацию (8). Б. Окрашивание флуоресцирующими антителами микротрубочек в препрофазном пучке клеток кончика корня лука.

Слева показана отдельная клетка, а справа две фокальные плоскости помогают установить связь пучка с образованием на ранних стадиях веретена, которое происходит вне ядра. В.

Несмотря на то, что две клетки, представленные здесь, имеют одинаковую форму, препрофазный пучок определяет, что верхняя клетка будет делиться поперечно, а нижняя - продольно. (Б и В - с любезного разрешения К. Goodbody, С. Lloyd.) Рис. 20-64. Эта серия электронных микрофотографий эпидермальных клеток листа сахарного тростника демонстрирует строгую последовательность симметричных и асимметричных клеточных делений, происходящих при образовании устьица. Плоскость каждого деления предопределяется препрофазным пучком микротрубочек. А. На среднем фото: верхняя клетка готовится к асимметричному митозу, в результате которого отделится побочная клетка (нижняя клетка уже разделилась, образовав другую побочную клетку). Положение препрофазного пучка отмечено скобками, а детали его структуры при большом увеличении показаны на фото слева и справа. Б. Верхняя клетка вступает в метафазу, препрофазный пучок исчез. В. В верхней клетке образуется клеточная пластинка, ее края загибаются вниз к месту бывшего препрофазного пучка. В то же время крупная центральная клетка - предшественница замыкающих клеток - готовится к симметричному делению, положение препрофазного пучка указано скобками. Г. В верхней клетке цитокинез закончен, а в клетке-предшественнице замыкающих клеток близок к завершению. В результате последнего деления образуется пара замыкающих клеток, которые окружают устьичную щель (см. рис. 20-11). (С любезного разрешения С. Busby.) когда фрагмопласт центробежно разрастается подобно кругам на воде, края растущей клеточной пластинки остаются связанными с местом расположения препрофазного пучка актиновыми филаментами (рис. 13-73).

Вне зависимости от того, симметрично или асимметрично деление клетки, является оно трансверсальным, периклинальным или антиклинальным, препрофазный пучок в растительной клетке всегда определяет место будущего деления клетки еще до того, как начнется митоз (см. рис. 20-63, Б). Подобный пространственный контроль имеет особенно большое значение в случае асимметричного деления клеток, в результате чего образуются две дочерние клетки с разными последующими путями развития;

например, клетки устьиц, клетки корневых волосков и генеративные клетки пыльцевых зерен развиваются из меньшей по размеру дочерней клетки. В ходе такого деления ядро переходит в соответствующую область клетки еще до митоза (рис. 20-65). Хотя механизм перемещения ядра пока остается неизвестным, имеются доказательства того, что в этот процесс вовлечены как микрогрубочки, так и актиновые филаменты.

Такой строгий контроль за плоскостями деления клеток возможен лишь в том случае если ткань растения и составляющие ее клетки обладают определенной структурой полярности, которая впоследствии может быть либо закреплена либо видоизменена. Хотя структурная основа подобной полярности у высших растений еще не выявлена, у низших растений можно найти хорошо изученные примеры, позволяющие создать соответствующие модели.

20.5.6. Полярность растительных клеток зависит от асимметричного распределения ионных каналов и белков-носителей [33] Полярность растения и составляющих его клеток отличается поразительным постоянством: маленькие отрезки стебля, даже перевернутые вниз своей верхней частью, всегда регенерируют корни и побеги на месте исходных базальных и апикальных концов соответственно. Еще неясно как подобная полярность клеток создается, поддерживается и передается дочерним клеткам, однако имеются определенные доказательства того, что в этом процессе могут участвовать асимметрично расположенные ионные каналы и белки-носители, присутствующие в плазматической мембране, которые могут генерировать внутриклеточные потоки ионов.

Особенно хорошо изученным в этом отношении объектом является широко распространенная в морях бурая водоросль Fucus. Эта крупная водоросль выделяет в окружающую воду тысячи свободно живущих спермиев и яйцеклеток. Округлая оплодотворенная яйцеклетка Fucus, имеющая большие размеры, первоначально совершенно гомогенна и лишена полярности. Однако уже через 18 ч зигота поляризуется и подвергается асимметричному делению, в ходе которого возникшая базальная клетка меньшего размера развивается в структуру, которая впоследствии служит для прикрепления водоросли к камню, а апикальная клетка большего размера образует таллом (фотосинтезирующая часть). Ключом к пониманию механизма поляризации зиготы, находящейся на ранней стадии развития, служит небольшой электрический ток, проходящий через эту клетку. Этот ток генерируется и поддерживается отчасти благодаря пассивному переносу ионов Са2+ в базальный полюс и активной утечке Са2+ из другого участка, что, вероятно, отражает асимметричное распределение кальциевых каналов и насосов в плазматической мембране. Такой ток, проходящий через яйцеклетку, способен перемещать путем электрофореза внутриклеточные компоненты, обладающие высоким зарядом;

кроме того, имеются данные, что одним из результатов подобной поляризации является накопление секреторных пузырьков у базального полюса, за которым следует локализованное отложение специфических сульфатированных полисахаридов в этом участке клеточной стенки.

Не обладающая какой-либо полярностью зигота Fucus становится поляризованной в ответ на внешние стимулы, например, градиент освещения или силы тяжести. Полагают, что эти факторы приводят к изначальной неравномерности распределения ионов Са2+ в яйцеклетке (рис. 20-66).

По-видимому, даже небольшие сдвиги в гомогенном распределении ионов Са2+ вызывают значительные последствия, поскольку быстро усиливаются и Рис. 20-65. Асимметричное деление в удлиняющейся распространяются благодаря механизму с обратной связью. Хотя остается непонятным, клетке эпидермиса корня. В интерфазе (А) как осуществляется стабилизация оси зиготы, известно, что для этого процесса микротрубочки кортикального слоя располагаются требуются как актиновые филаменты, так и клеточная стенка. Вероятно, элементы, вдоль клеточной стенки. Однако в ходе препрофазы цитоскелета участвуют в соединении кальциевых каналов с фибриллами клеточной (Б) они собираются в дискретный пучок, стенки путем образования на месте будущего базального полюса трансмембранных опоясывающий клетку. Такой препрофазный пучок мостиков. Полагают, что внутриклеточные градиенты Са2+ существуют и во многих трубочек точно предсказывает место, где новая других типах растительных клеток, обладающих полярным ростом. Например, клеточная стенка соединится со старой, когда клетка показано, что электрические токи, частично вызываемые ионами Са2+, проходят через разделится. В. Эта клетка эпидермиса делится растущие верхушки самых разнообразных поляризованных структур, включая асимметрично, образуя большую дочернюю клетку, корневые волоски, пыльцевые трубки и целые корни, но их нет в тех участках, где рост которая остается эпидермальной, и небольшую не происходит. Таким образом, те же механизмы, которые определяют полярность дочернюю клетку, которая становится клеткой яйцеклеток Fucus, могут определять полярность клеток растений и в других случаях.

корневого волоска.

Рис. 20-66. Схема, показывающая, каким образом оплодотворенная яйцеклетка бурой морской водоросли Fucux может стать поляризованной (1). В ответ на одно из указанных асимметричных воздействий внешней среды в плазматической мембране возникают (или активизируются) каналы для переноса ионов Са2+ и насосы в плазматической мембране, что определяет поток ионов Са2+ через клетку (2). Такая, вначале лабильная ось, фиксируется с участием актина и на будущем базальном конце откладываются отрицательно заряженные полисахариды клеточной стенки (3).

Начальная структурная асимметрия закрепляется при первом делении клетки, в результате которого образуются большая апикальная и маленькая базальная клетки. Полярность клеток высших растений может определяться аналогичным асимметричным распределением ионных каналов и насосов в плазматической мембране.

20.5.7. Рост и развитие растений реагируют на сигналы окружающей среды [34] Условия окружающей среды часто оказывают гораздо более выраженное воздействие на развитие растений, чем на развитие животных. У растений в ходе эволюции сформировались специальные механизмы для восприятия силы тяжести, температуры, интенсивности и продолжительности освещения. Ответы на эти сигналы часто оказываются весьма сложными и могут быть либо быстрыми и кратковременными (как при движении хлоропластов, индуцированном светом, см. разд. 20.4.10), либо медленными и продолжительными (как в случае длинного светового дня, который необходим для индукции цветения некоторых растений или длительного периода охлаждения, необходимого для прорастания многих семян).

Ответы на воздействие света принадлежат к числу наиболее сложных реакций, которые разделяются на два типа. Ответные реакции на длительное воздействие обычно связаны с изменением экспрессии генов, тогда как реакции на кратковременное воздействие обычно не затрагивают этот уровень. Хотя в растении присутствует несколько типов фоторецепторных молекул, наиболее основательно изучен фитохром, белок с большой молекулярной массой (124000 дальтон). Это соединение содержит хромоформ, который реагирует на свет, и может существовать в виде двух форм, способных превращаться одна в другую: неактивная форма фитохрома образуется при облучении дальним красным светом (между видимым красным и инфракрасным), а его активная форма - при облучении красным светом. Известно, что фитохром участвует во многих реакциях растения, активируемых светом, включая дифференцировку пластид, прорастание семян, удлинение стебля, инициацию роста листьев и цветение.

Некоторые данные о том, как активированный фитохром вызывает ответ в компетентных клетках, получены на папоротнике Onoclea. Для прорастания спор этого растения необходим красный свет, а дальний красный свет ингибирует прорастание. Вначале, по-видимому, фитохром инициирует кратковременный приток Са2+ из окружающей клетку среды, в результате чего содержание Са2+ в цитозоле увеличивается. Ионофоры Са2+ ускоряют прорастание и в отсутствие света. Остается неясным, какова роль фитохрома в индуцируемых светом реакциях, в результате которых происходят изменения в транскрипции генов. Вероятно, протеинкиназы, чувствительные к притоку ионов Са2+, фосфорилируются, активируя при этом факторы транскрипции, специфичные для фоторегулируемых генов.

Фитохром может действовать при довольно широком диапазоне уровней освещенности: от единичных фотонов до яркого солнечного света, причем каждый из процессов достигает насыщения при разной интенсивности света. Тем не менее почти во всех таких процессах действие света совмещается с воздействием других факторов окружающей среды, а кроме того, во всем этом принимают участие молекулы одного или более регуляторов роста растений.

20.5.8. Рост и развитие растений регулируются химическими посредниками [35] Координированные процессы клеточного деления, роста и дифференцировки контролируются многими факторами. Среди них особенно выделяется группа сигнальных молекул, называемых фитогормонами (или регуляторами роста растений), которые специфически действуют на рост растений и играют ключевую роль в их развитии. Известно пять классов таких соединений: ауксины, гиббереллины, цитокинины, абсцизовая кислота и газ этилен. Как показано на рис. 20-67, все это небольшие молекулы, способные легко проходить через клеточную стенку. Эти вещества вырабатываются в растительных клетках и либо действуют на месте, либо транспортируются по определенным путям к клеткам-мишеням. Так, например, суммарный поток ауксинов в побегах направлен от верхушки к основанию (скорость его около см/ч). Несмотря на относительно малое число гормонов, растения справляются со своими регуляторными задачами благодаря многообразному использованию каждого гормона: их клетки, как правило, реагируют на определенные комбинации этих веществ. Так, сам по себе ауксин способствует образованию корней, в сочетании с гиббереллином вызывает удлинение стебля, вместе с цитокинином контролирует рост боковых почек, а с этиленом стимулирует рост боковых корней.

Важным общим принципом гормональной регуляции как у растений, так и у животных, является то, что каждая клетка, имея собственную генетическую программу, отвечает на определенные сигналы специфически (см. разд. 12.1.3). Более того, одна и та же клетка на разной стадии развития будет по-разному отвечать на одни и те же сигналы. Так, например, созревание плодов инициируется этиленом (см. разд. 20.1.8), однако чувствительность к этилену клетки приобретают лишь на поздних стадиях развития плода. Аналогичным образом, в семенах ячменя гибберелловая кислота, выделяемая зародышем, приводит к появлению ферментов, индуцирующих мобилизацию резервов крахмала в эндосперме, однако ответственные за реакцию клетки в оболочке семени становятся восприимчивыми к гибберелловой кислоте лишь после процесса дегидратации, необходимого для созревания семени.

До сих пор неизвестно, каким образом регуляторы роста оказывают воздействие на клетки-мишени. Соответствующие белки-рецепторы все еще не выделены и не охарактеризованы.

Однако у растений, как и у животных, по-видимому, имеются два класса рецепторов: 1) рецепторы в плазматической мембране, которые активируют ионные каналы (а возможно, и другие еще неизвестные пути), и 2) рецепторы внутри клетки, которые воздействуют на ядро и регулируют экспрессию генов.

Получение очищенных регуляторов роста дало возможность выращивать ткани и клетки растений в культуре, что в значительной мере облегчило изучение различных аспектов роста и развития растений.

Рис. 20-67. Структурные формулы регуляторов роста растений. Для каждой из пяти групп регуляторов роста приведено по одному представителю, встречающемуся в природе.

Рис. 20-68. Реакция на повреждение у распространенного комнатного растения Coleus (продольный срез стебля, световая микрофотография).

Проводящие сосудистые пучки в области раны были перерезаны. Семь дней спустя в результате стимуляции клеточного деления и передифференцировки близлежащих клеток коры возникло много новых клеток ксилемы и флоэмы и была восстановлена непрерывность проводящих структур в области повреждения. Ауксин обычно поступает к основанию растения из верхушки.

Полагают, что повреждение тканей вызывает новый направленный поток ауксина, который в свою очередь индуцирует регенерацию сосуда, показанную на этой микрофотографии. (С любезного разрешения N. P.

Thompson.) 20.5.9. Культура клеток и тканей - модный инструмент для изучения развития растений [36] При определенных условиях зрелые растительные клетки сохраняют способность делиться, а в некоторых случаях могут даже вступить на новый путь развития. Такая пластичность дает растению возможность восстанавливаться после повреждения. Например, если надрезать стебель, близлежащие клетки начинают делиться и закрывают рану, при этом другие клетки подвергаются передифференцировке, образуя ксилему и восстанавливая непрерывность проводящей ткани вокруг раны (рис. 20-68).

Такая пластичность свойственна не только целому растению: если культивировать растительную ткань в среде, содержащей необходимые питательные вещества и регуляторы роста, многие клетки начинают делиться. Они способны к неограниченной пролиферации и в конце концов образуют массу относительно недифференцированных клеток, называемую каллусом. Если правильно подобрать питательные вещества и регуляторы роста, то внутри каллуса начинают формироваться побеги, а затем корень;

у многих видов таким образом удается регенерировать целиком новое растение (рис. 20-69).

Каллус можно механически разделить на отдельные клетки и выращивать их затем в суспензионной культуре. В такой культуре клетки очень похожи друг на друга: все они имеют тонкую первичную клеточную стенку и крупные вакуоли, пересеченные тонкими тяжами цитоплазмы (рис. 20-70). В ряде случаев из одиночных клеток, выделенных из суспензии, удавалось вырастить целое взрослое растение. Удачные Рис. 20-69. Выращивание целого растения из клеток каллуса. В культуре каллуса Freesia (А) индуцировали сначала развитие побегов (Б), а затем корней (В), меняя соотношение ауксинов и цитокининов в среде. Для формирования побегов и листьев цитокинина в среде должно быть больше, чем ауксина. (С любезного разрешения G. Hussey.) Рис. 20-70. Культуры каллуса можно поддерживать в жидкой среде в виде суспензии одиночных клеток. На микрофотографии показаны две такие клетки из каллуса платана. Они сильно вакуолизированы, и от ядра отходят цитоплазматические тяжи. У этих клеток есть первичная клеточная стенка.

результаты были получены с клетками картофеля, табака, петунии и моркови (рис. 20-69). Такая способность единственной соматической клетки давать начало целому растению хорошо иллюстрирует тотипотентность многих растительных клеток.

Растения, выращенные из культивируемых клеток, характеризуются генетической нестабильностью (сомаклональная вариация). То же явление имеет место, если интактное растение подвергается стрессу. По-видимому, при стрессах, к которым относят и условия культивирования, в клетках растений происходят разнообразные хромосомные перестройки (см. разд. 10.5.10). Образовавшиеся мутантные растения могут иметь преимущества в изменившихся или неблагоприятных условиях. В настоящее время сомаклональные варианты используются селекционерами как исходный материал для получения улучшенных сортов сельскохозяйственных растений.

20.5.10. Использование методов молекулярной генетики для решения проблем развития растений Способность соматических клеток растений и регенерации в культуре дает возможность проводить с такими клетками разнообразные генетические манипуляции и получать трансгенные растения. Для того чтобы облегчить попадание чужеродной ДНК в растительные клетки, их лишают жесткой оболочки. Этого можно добиться с помощью обработки клеток ферментами, гидролизующими связи в полисахаридах клеточной стенки. В результате такой обработки клетки превращаются в протопласты (рис. 20-71). После введения в них чужеродной ДНК протопласты можно заставить вновь сформировать клеточную стенку, индуцировать деление и даже регенерировать новое растение.

Для введения чужеродной ДНК в интактные клетки растений используется вектор, полученный на основе Т-ДНК Agrobacterium, о которой говорилось выше (см. разд. 20.3.3). Для этого гены, ответственные за образование опухоли на растении, удаляются и замещаются желаемыми. После переноса модифицированной Т-ДНК в соответствующую Ti-плазмиду Agrobacterium бактерии культивируют вместе с кусочками листа. Эта система позволяет Т-ДНК встроиться к хромосому растения, в результате чего новый ген стабильно включается в растительный геном (рис. 20-72). К сожалению, этот метод успешно используется лишь для некоторых семейств двудольных растений 1) 1) В последнее время круг трансформируемых видов растений значительно расширился, методика стала применима и к некоторым однодольным растениям, например кукурузе и рису. - Прим. перев.

Рис. 20-71. Световая микрофотография протопластов, полученных из зеленых клеток листьев табака. Клетки, лишенные стенки, округляются: их можно сохранить только в изотоническом растворе. В каждом протопласте видны многочисленные хлоропласты. (С любезного разрешения F.

Burgess.) Рис. 20-72. Схема получения трансгенного растения. Интересующий нас ген кодирует бактериальный белок, токсичный для насекомых. Чтобы ген экспрессировался в растительной клетке, его 5'-конец соединяют с растительным промотором, а З'-конец с сайтом полиаденилирования.

Модифицированный ген токсина встраивают в плазмиду, содержащую кроме него и маркерный ген (например, ген устойчивости к канамицину), по которому можно проводить селекцию. Плазмида сконструирована таким образом, чтобы и ген токсина, и маркерный ген были окружены особыми повторами, размером 25 нуклеотидных пар, которые в норме окружают Т-ДНК. Плазмиду из клеток Е. coli переносят в Agrobacterium, где на отдельной плазмиде присутствуют гены вирулентности. Если такую Agrobacterium культивировать вместе с листовыми дисками, продукты генов вирулентности узнают повторы в Т-ДНК и перенесут ДНК, содержащую маркер и гены токсина в хромосому растения. Все клетки листового диска затем заставляют делиться, помещая экспланты на соответствующую питательную среду, однако способность делиться и образовывать каллус сохранят лишь те клетки, которые содержат ген селективного маркера. Из каллуса затем получают трансгенные растения, которые экспрессируют бактериальный ген инсектотоксина и, следовательно, обладают необычной устойчивостью к насекомым.

Применение методов генной инженерии к клеткам растений способствовало решению многих задач: удалось выделить в чистом виде регуляторы роста, прояснить пути морфогенеза и механизмы экспрессии генов. Более того, открылись новые горизонты в сельском хозяйстве:

появилась теоретическая возможность получать растения с заданными свойствами, например устойчивые к вредителям или способные расти в экстремальных условиях (засоленная или переувлажненная почва).

Хорошо известно, что успехи в изучении механизмов развития у животных были достигнуты благодаря использованию в качестве объекта беспозвоночных, с которыми удобно проводить генетический анализ и эксперименты. Долгие годы модельными организмами служили плодовая мушка Drosophila (см. разд. 16.5) и нематода Caenorhabditis (см. разд. 16.3). Биология развития растений развивается гораздо медленнее.

Это связано с длительностью жизненного цикла у растений и величиной их генома. В последние годы все более широкое применение в качестве объекта молекулярно-генетических исследований находит маленькое травянистое растение Arabidopsis thaliana. Во-первых, оно настолько мало (рис. 20-73), что его можно выращивать в пробирках в лабораторных условиях. Во-вторых, время генерации этого растения составляет всего недель и, наконец, Arabidopsis обладает самым маленьким геномом из всех геномов растений (7 х 107 нуклеотидных пар), сравнимым с геномами дрожжей (2 х 107 нуклеотидных пар), C.elegans (8 х 107 нуклеотидных пар) и дрозофилы (10 х 107 нуклеотидных пар). В настоящее время выявлено большое число интересных мутаций Arabidopsis thaliana и получена полная геномная библиотека этого растения (см. разд. 5.6.3).

Можно предположить, что в ближайшем будущем Arabidopsis будет играть в биологии развития растений такую же роль, как дрозофила в биологии развития животных.

Заключение На самых ранних стадиях развития у высших растений происходит интенсивное деление клеток зародыша. Однако по мере роста зародыша способность клеток к делению сохраняется только в определенных областях, называемых меристемами. Взрослое растение можно рассматривать как серию повторяющихся модулей, возникших в результате действия в этих меристемах формообразующих механизмов.

Морфогенез растений зависит от координированного деления, растяжения и дифференцировки неподвижных клеток. Контроль за расположением плоскостей деления клеток и за их растяжением в определенном направлении частично осуществляется микротрубочками, связанными с внутренней поверхностью плазматической мембраны. На рост и деление клеток растений оказывают влияние свет, сила тяжести, температура и другие факторы окружающей среды, а также такие специфические низко молекулярные регуляторы роста, как ауксины и цитокинины.

Многие аспекты роста и развития растительных клеток были исследованы на культивируемых клетках - как одиночных, так и в составе каллуса. Соматические клетки растений обладают пластичностью, которой лишены клетки животных. Наиболее ярким примером тотипотентности многих соматических клеток растений является их способность давать начало целому растению.

Протопласты - это растительные клетки, лишенные своей жесткой стенки. Их можно изучать in vitro теми же методами, что и клетки животных, но протопласты имеют еще и дополнительное преимущество, так как из них можно регенерировать целые растения.

Благодаря методам генной инженерии в хромосомы протопластов и интактных клеток можно ввести требуемый новый ген. Во многих случаях из этих клеток удается впоследствии получить трансгенное растение.

Литература Общая Cutter E.G. Plant Anatomy, 2nd., Part 1, Cells and Tissues;

Part 2 Organs. London, Arnold, 1978.

Esau K. Anatomy of Seed Plants, 2nd ed. New York, Wiley, 1977.

Grierson D., Covey S.N. Plant Molecular Biology, 2nd ed. New York, Methuen, 1988.

Gunning B. E. S., Steer M. W. Ultrastructure and the Biology of Plant Cells. London, Arnold, 1975.

Рис. 20-73. Arabidopsis thaliana - Raven P. H., Evert R. F., Eichhorn S. E. Biology of Plants, 4th ed., New York, Worth, 1986.

небольшое травянистое растение из Roberts K., Johnson A. W.B., Lloyd C. W., Shaw P.J., Woolhouse H. W., eds. The Cell Surface in Plant Growth семейства крестоцветных, не and Development. J. Cell. Sci., Suppl. 2. Cambridge, U. K., Company of Biologists Ltd, 1985.

имеющее никакой хозяйственной Salisbury F.B., Ross C. W. Plant Physiology, 3rd ed. Belmont, CA, Wadsworth, 1985.

ценности, однако необычайно удобное для молекулярно Цитированная генетических экспериментов с 1. Bacic A., Harris P.J., Stone B.A. Structure and Function of Plant Cell Walls. In Biochemistry of Plants: A растительными объектами.

Comprehensive Treatise (J. Preiss, ed.), Vol. 14, Carbohydrates, pp. 287-371. San Diego, CA, Academic Press, Небольшой геном Arabidopsis (7 х 1988.

107 нуклеотидных пар) сопоставим по размеру с геномом дрозофилы (10 х 107 нуклеотидных пар). (С любезного разрешения Ch.

Sommerville.) Brett С. Т., Hillman J. R., eds. Biochemistry of Plant Cell Walls. SEB Seminar Series, 28. New York, Cambridge University Press, 1985.

McNeil M., Darvill A. G., Fry S. C., Albersheim P. Structure and function of the primary cell walls of plants. Annu Rev. Biochem., 53, 625 663, 1984. Rees D.A. Polysaccharide Shapes. London, Chapman and Hall, 1977.

2. Cassab G. /., Varner J. E. Cell wall proteins. Annu. Rev. Plant Physiol., 39, 321 -353, 1988. Fry S. Cross-linking of matrix polymers in the growing cell walls of angiosperms. Annu. Rev. Plant Physiol., 37, 165-186, 1986.

Selvendran R. R. Developments in the chemistry and biochemistry of pectic and hemicellulosic polymers. J. Cell Sci. Suppl., 2, 51-88, 1985.

3. Carpita N.. Sabularse D., Montezinos D., Delmer D. P. Determination of the pore size of cell walls of living plant cells. Science, 205, 1144 1147, 1979.

Milburn J. A. Water Flow in Planls. London, Longman, 1979.

4. Street H. E., pik H. The physiology of Flowering Plants, 3rd ed. London, U. K., Edward Arnold, 1984.

5. Fry S. C. The Growing Plant Cell Wall: Chemical and Metabolic Analysis. New York, Wiley, 1988.

Masuda Y., Yamamoto R. Cell-wall changes during auxin-induced cell extension. Mechanical properties and constituent polysaccharides of the cell wall. In Biochemistry of Plant Cell Walls;

(C.T. Brett, J. R. Hillman, eds.), pp. 269 300. SEB Seminar Series 28, New York, Cambridge University Press, 1985.

6. Baker D. A., Hall J. L. Ion Transport in Plant Cells and Tissues. Amsterdam, North-Holland, 1975. Cheeseman J. M. Mechanisms of salinity tolerance in plants. Plant Physiol., 87, 547 550, 1988.

Morgan J. M. Osmoregulation and water stress in higher plants. Annu. Rev. Plant Physiol., 35, 299-319, 1984.

Zimmerman U. Cell turgor pressure regulation and turgor pressure-mediated transport processes. Symp. Soc. Exp. Biol., 31, 117-154, 1977.

7. Esau K. Anatomy of Seed Plants, 2nd ed. New York, Wiley, 1977.

Tanner W., Loewus F.A., eds. Encyclopedia of Plant Physiology, New Series Vol. 13B, Plant Carbohydrates II, Extracellular Carbohydrates.

Heidelberg, Springer-Verlag, 1982.

8. Dugger W. M., Bartnicki-Garcia S., eds. Structure, Function, and Biosynthesis of Plant Cell Walls. Proc. 7th Annu. Symp. Botany Rockville, M.

D., American Society of Plant Physiologists, 1984. (Several relevant papers appear in this collection.) Fry S. The Growing Plant Cell Wall: Chemical and Metabolic Analysis. New York, Wiley, 1988.

9. Gunning B. E. S., Overall R. L. Plasmodesmata and cell-to-cell transport in plants. Bioscience., 33, 260-265, 1983.

Gunning B. E. S., Robards A. W., eds. Intercellular Communication in Plants: Studies on Plasmodesmata. New York, Springer-Verlag, 1976.

10. Baron-Epel 0., Hernandez D., Jiang L.-W., Meiners S., Schindler M. Dynamic continuity of cytoplasmic and membrane compartments between plant cells. J. Cell Biol., 106, 715 721, 1988.

Gunning B. E. S., Hughes J. E. Quantitative assessment of symplastic transport of pre-nectar into the trichomes of Abutilon nectaries. Aust. J.

Plant Physiol., 3, 619-637, 1976.

Terry B. R., Robards A. W. Hydrodynamic radius alone governs the mobility of molecules through plasmodesmata. Planta, 171, 145-157, 1987.

Zaitlin M., Hull R. Plant virus-host interactions. Annu. Rev. Plant Physiol., 38, 291-315, 1987.

11. Aloni R. Differentiation of vascular tissue. Annu. Rev. Plant Physiol., 38, 179 204, 1987.

Moorby J. Transport Systems in Plants. New York, Longman, 1981.

12. Baker D. A. Transport Phenomena in Plants. London, U.K., Chapman and Hall, 1978.

Clarkson D. T. Factors affecting mineral nutrient acquisition by plants. Annu. Rev. Plant Physiol., 36, 77-115, 1985.

Milburn J. A. Water Flow in Plants. London, Longman, 1979.

Passioura J. B. Water transport in and to roots. Annu, Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 39, 245-265, 1988.

13. Cronshaw J. Phloem structure and function. Annu. Rev. Plant Physiol., 32, 465-484, 1981.

Cronshaw J., Lucas W. J., Giaquinta R. Т., eds. Phloem Transport. New York, Liss, 1986.

Gunning B. E. S. Transfer cells and their roles in transport of solutes in plants. Sci. Prog. (Oxford), 64, 539-568, 1977.

Ho L. C. Metabolism and compartmentation of imported sugars in sink organs in relation of sink strength. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 39, 355-378, 1988.

14. Gianinazzi-Pearson V., Gianinazzi S., eds. Physiological and Genetical Aspects of Mycorrhyzae. Paris, INRA, 1986.

Smith S. E., Gianinazzi-Pearson V. Physiological interactions between symbionts in vesicular-arbuscular mycorrhizal plants. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 39, 221-244, 1988.

15. Downie J. A., Johnson A. W. B. Nodulation of legumes by Rhizobium: the recognized root? Cell., 47, 153-154, 1986.

Peters N. K., Frost J. W., Long S. R. A plant flavone, luteolin induces expression of Rhizobium meliloti nodulation genes. Science., 233, 977-980, 1986.

Rolfe B. G., Gresshoff P. M. Genetic analysis of legume nodule initiation Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 39, 297-319, 1988.

16. Buchanan-Wollaston V., Passiatore J. E., Cannon F. The mob and oriT mobilization functions of a bacterial plasmid promote its transfer to plants. Nature., 328, 172-175, 1987.

Klee H., Horsch R., Rogers S. Agrobacterium-medialed plant transformation and its further applications to plant biology. Annu, Rev. Plant Physiol., 38, 467-486, 1987.

Stachel S. E., Messens E., Van Montagu M., Zambryski P. Identification of the signal molecules produced by wounded plant cells that activate T-DNA transfer in Agrobacterium tumefaciens. Nature., 318, 624-629, 1985.

17. Ayers A. R., Ebel J., Finelli F., Berger N., Albersheim P. Host pathogen interactions. Plant Physiol., 57, 751-759, 1976. (This should be read in conjunction with three related papers that follow its.) Darvill A. G., Albersheim P. Phytoalexins and their elicitors - a defence against microbial infection in plants. Annu. Rev. Plant Physiol., 35, 243-275, 1984.

Ralton V. E., Smart M. G., Clarke A. E. Recognition and infection process in plant pathogen interactions. In Plant-Microbe Interactions. (T.

Kosuge, E. W. Nestor, eds.), Vol. 2, pp. 217-252, New York, Macmillan, 1987.

Ryan C. A. Oligosaccharide signalling in plants. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 295-317, 1987.

18. McDougall G. J., Fry S.C. Inhibition of auxin-stimulated growth of pea stem segments by a specific monosaccharide of xyloglucan. Planta, 175, 412-416, 1988.

Thanh Van К. Т., et al. Manipulation of the morphogenetic pathways of tobacco explants by oligosaccharins. Nature, 314, 615-617, 1985.

19. Anderson J. M. Photoregulation of the composition, function, and structure of thylakoid membranes. Annu. Rev. Plant Physiol., 37, 93-136, 1986.

Mullett J. E. Chloroplast development and gene expression. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 39, 475-502, 1988.

Thomson W. W., Watley J. M. Development of nongreen plastids. Annu. Rev. Plant Physiol., 31, 375-394, 1980.

20. Boiler Т., Kende H. Hydrolytic enzymes in the central vacuole of plant cells. Plant Physiol., 63, 1123-1132, 1979.

Boiler Т., Wiemken A. Dynamics of vacuolar compartmentation. Annu. Rev. Plant Physiol., 37, 137-164, 1986.

Marin В., ed. Plant Vacuoles: Their Importance in Solute Compartmentations in Cells and Their Applications in Plant Biotechnology. NATO ASI Series, Vol. 134. New York, Plenum, 1987.

Motile P. Biochemistry and function of vacuoles. Annu. Rev. Plant Physiol., 29, 193-213, 1978.

21. Mollenhauer H. H., Morr D. J. The Golgi apparatus. In The Biochemistry of Plants-A Comprehensive Treatise. (N. E. Tolbert, ed.), Vol. 1, pp.

437-488. New York, Academic Press, 1980.

Moore P. J., Staehelin L. A. Immunogold localization of the cell-wall-matrix polysaccharides rhamnogalacturonan I and xyloglucan during cell expansion and cytokinesis in Trifolium pratense L.;

implications for secretory pathways. Planta., 174, 433 445, 1988.

Northcote D. H. Macromolecular aspects of cell wall differentiation. In Encyclopedia of Plant Physiology, New Series. Vol. 14A. Nucleic Acids and Proteins in Plants I (D. Boutler, B. Parthier, eds.), pp. 637-655. Berlin, Springer-Verlag, 1982.

22. Coleman J., Evans D., Hawes C., Horsley D., Cole L. Structure and molecular organization of higher plant coated vesicles. J. Cell Sci., 88, 35 45, 1987.

Robinson D. G., Depta H. Coated vesicles. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 39, 53-99, 1988.

Tanchak M. A., Griffing L. R., Mersey B. G., Fowke L. C. Endocytosis of cationized ferritin by coated vesicles of soybean protoplasts. Planta., 162, 481-486, 1984.

23. Brown R. M. Cellulose microfibril assembly and orientation: recent developments. J. Cell Sci., Suppl., 2, 13-32, 1985.

Delmer D.P. Cellulose biosynthesis. Annu. Rev. Plant Physiol., 38, 259-290, 1987.

Pages:     | 1 |   ...   | 8 | 9 || 11 | 12 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.