WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     | 1 |   ...   | 3 | 4 || 6 | 7 |   ...   | 13 |

«1 Молекулярная биология клетки 2 Molecular Bruce Alberts, Dennis Bray, Biology Julian Lewis, Martin Raff, of the Cell Keith Roberts, James D. Watson SECOND EDITION Garland Publishing, Inc. ...»

-- [ Страница 5 ] --

10.1.6. Активность гена обычно зависит от действия нескольких регуляторных белков [5] На первый взгляд схема комбинационной регуляции активности генов, представленная на рис. 10-7, дает основание для вывода о постепенно накапливающихся различиях между клетками последующих поколений. Например, можно предположить, что добавление регуляторного белка 2 к клеткам С и Е приведет к появлению в этих клетках одного и того же набора дополнительных белков (тех, которые кодируются генами, активируемыми белком-регулятором 2). Подобная точка зрения неверна по очень простой причине. Комбинационная регуляция гена гораздо сложнее этой схемы потому, что различные регуляторные белки взаимодействуют друг с другом. Даже у бактерий для включения одного-единственного гена иногда бывает необходимо взаимодействие двух различных регуляторных белков (см. разд. 10.2.2). У высших эукариот транскрипция какого-либо гена обычно требует совместного действия целого кластера активаторных белков (см. разд. 10.2.9).

Например, белок 2 при взаимодействии с активаторным белком 1 может включать в клетке Е иной набор генов, нежели тот, который он включает в клетке С. По-видимому, именно поэтому единственный белок-рецептор стероидного гормона (пример белка-регулятора) в различных типах клеток млекопитающих определяет синтез разных наборов белка (см. разд. 12.2.2). В целом, специфические изменения в экспрессии гена, возникающие в результате синтеза регуляторного белка, зависят от предыстории клеток, так как именно эти предыдущие события и определяют, какие белки регуляторы уже имеются в клетке (рис. 10-8).

10.1.7. Главные белки-регуляторы активируют сразу много генов [6] Как отмечалось ранее, в клетке содержится много регуляторных белков, каждый из которых, действуя в комбинации с другими белками этого класса, контролирует многочисленные гены. Вероятно, существует разветвленная схема взаимодействий белков, согласно которой каждый Рис. 10-8. Воздействие вновь синтезированных белков-регуляторов на клетку. Подобное воздействие зависит от того, какие белки регуляторы уже имеются в клетке и, следовательно, от ее предыстории. На схеме один и тот же ген изображен в клетках А и В. Изначально этот ген в обеих клетках выключен. Однако в клетке А продуцируется белок, изображенный крайним слева и отсутствующий в клетке В. Для простоты принимается, что каждый белок-регулятор либо положительно, либо отрицательно воздействует на транскрипцию, которая определяется их совместным воздействием. В действительности же общее воздействие не обязательно осуществляется по принципу аддитивности. Например, в некоторых случаях два белка-регулятора при связывании с ДНК взаимодействуют друг с другом, причем происходит изменение активности каждого из них.

Рис. 10-9. Схема, иллюстрирующая, как «решение» синтезировать один-единственный главный белок-регулятор может воздействовать на образование самых разных белков в клетке.

из регуляторных белков контролирует гены, кодирующие другие белки-регуляторы и так далее.

Однако не все регуляторные белки равны. Некоторые из них (главные белки-регуляторы) обладают решающим, координирующим действием на активность многих генов (рис. 10-9). Например, в гл. 16 будет показано, как ряд мутаций одного-единственного гена у Drosophila превращает одну часть тела мухи в другую. Мутации, вызывающие подобные изменения, известны под названием гомеотических (или гомеозисных). Одна из таких мутаций, названная Antennapedia, обусловливает синтез абберантного главного белка-регулятора. В результате целая группа клеток, в норме образующих антенну, коренным образом меняет свое поведение и формирует ногу;

в итоге на свет появляется муха с растущей на голове ногой. О существовании главных регуляторных белков у позвоночных (включая человека) может свидетельствовать следующий факт. Отсутствие одного-единственного белка (рецептора стероидного гормона тестостерона) приводит к тому, что эмбрион с мужским генотипом (XY) развивается в фенотипически почти нормальную женщину (см. разд. 12.2.3). Прямое доказательство участия главных регуляторных белков в развитии позвоночных получено недавно при исследовании клеток скелетной мышцы.

10- 10.1.8. Один-единственный главный белок-регулятор может превратить фибробласт в миобласт [7] Клетка скелетной мышцы млекопитающих обычно очень велика и содержит много ядер. Она образуется в результате слияния многих клеток-предшественников, называемых миобластами (см. разд. 17.6.1). Зрелая мышечная клетка отличается от других клеток большим числом присущих только ей белков, включая специфические типы актина, миозина, тропомиозина и тропонина (входящих в состав сократительного аппарата), креатинфосфокиназу (обеспечивающую специализированный метаболизм мышечной клетки) и ацетилхолиновые рецепторы (необходимые для того, чтобы мембрана была чувствительна к нейростимуляции). В пролиферирующих миобластах такие специфичные для мышц белки и соответствующие им мРНК отсутствуют либо обнаруживаются в очень небольших количествах. По мере слияния миобластов в образующихся клетках одновременно увеличивается концентрация мышечно-специфичных белков и их мРНК. Следовательно, контроль за экспрессией соответствующих генов осуществляется на уровне транскрипции. Уровень синтеза многих специфичных для мышцы белков возрастает по меньшей мере в 500 раз. С помощью двумерного электрофореза в полиакриламидном геле показано, что одновременно меняется концентрация многих других белков: некоторые из них перестают синтезироваться, продукция других достигает максимума и затем падает, у части белков происходит сдвиг с одного уровня синтеза на другой и так далее.

Если в культивируемые фибробласты кожи (клетки, которые в норме никогда не экспрессируют мышечно-специфичные гены) ввести ген регуляторного белка из миобласта (myo D1), такие клетки приобретают способность к слиянию и другие свойства мышечных клеток (рис. 10-10).

Очевидно myo D1 является главным регуляторным белком, который в норме и определяет «миобласт».

Белок myo D1 сосредоточен в клеточном ядре. Исходя из нуклеотидной последовательности ДНК, была определена последовательность аминокислот в его молекуле. Изучение белка myo D1 показало, что он Рис. 10-10. Иммунофлуоресцентная микрофотография фибробластов кожи куриного эмбриона, превратившихся в клетки мышц при экспрессии в них гена myoD1, которая была вызвана искусственным путем. Эти фибробласты выращивали в культуре и за три дня до съемки трансформировали рекомбинантной плазмидной ДНК. В состав этой плазмиды входили последовательности, кодирующие белок myoD, которые соединены с промотором/энхансером вирусного происхождения, активным в куриных эмбрионах. Несколько процентов фибробластов включало ДНК и продуцировало белок myoD. Эти клетки слились с образованием удлиненных миофибрилл, которые на этой фотографии помечены антителами, выявляющими белок, специфичный для мышц. В контрольной культуре, трансфицированной другой плазмидой, мышечные клетки отсутствуют. (С любезного разрешения Stephen Tapscott, Andrew Lassar, Robert Davis и Harold Weintraub.) связывается с регуляторними участками генов, специфичных для мышц. Свойства этого замечательного белка подтверждает предположение о том, что главные регуляторные белки способны детерминировать превращение клеток.

Заключение У многоклеточных организмов дифференцировка клеток происходит в результате экспрессии разных генов одного и того же генома, хотя типы клеток на удивление мало отличаются друг от друга по содержанию белков. Экспрессия большинства генов контролируется на уровне транскрипции, что не исключает существенной роли посттранскрипционного контроля. Контроль на уровне транскрипции зависит от регуляторных белков, связывающихся с определенными последовательностями ДНК. В результате присоединения таких белков соответствующие гены либо включаются (позитивный контроль) либо выключаются (негативный контроль). Гены высших эукариот обычно регулируются путем комбинационного воздействия нескольких белков-регуляторов, осуществляющих позитивный и негативный контроль. Главные регуляторные белки играют в системе регуляции активности генов особую роль благодаря тому, что они влияют на активность сразу многих генов: например, экспрессия гена mуо D1 может превратить фибробласт в миобласт.

10.2. Контроль инициации транскрипции [8] Всего лишь 40 лет назад мысль о том, что ген можно включать или выключать, казалась абсурдной. Гипотеза, сыгравшая такую важную роль в понимании работы клеток, была выдвинута на основании изучения Е. coli, растущей на смеси глюкозы и лактозы (дисахарид). Если бактерии предоставляли выбор источника углерода, она сначала использовала всю глюкозу и лишь затем начинала метаболизировать лактозу. Переключение на лактозу сопровождалось остановкой роста, в течение которой синтезировался фермент -галактозидаза, гидролизирующий лактозу до глюкозы и галактозы. Выделение и характеристика мутантных бактерий, обладающих определенными дефектами в регуляции такого переключения, дало толчок биохимическим исследованиям, которые в 1966 г. привели к идентификации и выделению белка-penpeccopa лактозного оперона.

В результате биохимического и генетического изучения белка-репрессора лактозного оперона, репрессора бактериофага лямбда, а также других регуляторных белков у бактерий была сформулирована общая модель регуляции транскрипции у прокариот. Предполагалось, что сайт специфические белки либо ингибируют, либо стимулируют транскрипцию какого-либо гена, присоединяясь к ДНК рядом с промотором-участком, с которого РНК-полимераза начинает синтез РНК. Считали, что изменение в положении таких регуляторных белков по отношению к ДНК (связывание или отсоединение) включает и выключает гены.

В течение многих лет оставалось неизвестным, можно ли применять эту модель контроля генетической активности к клеткам эукариот.

Известно, что ДНК эукариотической клетки упакована с помощью гистоновых белков в нуклеосомы, масса которых равна массе ДНК. Присутствие нуклеосом предполагает существование каких-то иных путей регуляции генов. Об этом же свидетельствует и тот факт, что у эукариот регуляторные белки часто связываются в участках, удаленных на тысячи нуклеотидных пар от промотора, на который они действуют. Возможности изучения механизма регуляции генов эукариот были ограничены главным образом из-за того, что большинство белков регуляторов присутствует в клетке в очень малых количествах (примерно один из 50000 молекул белка). Только в 1983 г. удалось охарактеризовать два необычно многочисленных (и, возможно, нетипичных) белка -регулятора - большой Т-антиген вируса SV40 и фактор транскрипции TF1IIA гена 5S-pPHK.

В последнее время ситуация в корне изменилась. Благодаря новым методам генной инженерии для биохимического и генетического анализа стало доступным большое число белков-регуляторов эукариот. Кроме того, у бактерий были выявлены белки-регуляторы, осуществляющие свое действие на расстоянии. Данный раздел посвящен тому общему, что объединяет механизмы регуляции транскрипции генов у прокариот и у эукариот. Процессы, которые могут оказаться характерными только для эукариот, мы обсудим позднее в связи с проблемой дифференцировки клеток (см. разд. 10.3.8).

10- 10.2.1. Белки-репрессоры бактерий связываются вблизи промоторов и подавляют транскрипцию определенных генов [9] Хромосома Е, coli состоит из единственной кольцевой молекулы ДНК, насчитывающей ~ 4,7 х 10б нуклеотидных пар. В принципе такого количества достаточно для кодирования примерно 4000 различных белков, однако в конкретный момент времени в клетке синтезируется лишь определенная часть этих белков. Экспрессия многих генов E.coli зависит от внутриклеточного уровня специфических метаболитов.

Изучение генетического контроля утилизации лактозы в клетках Е. coli привело исследователей к выводу о существовании белка репрессора, который в отсутствие лактозы в среде выключает синтез -галактозидазы. Выделение, очистка этого белка и использование его в опытах in vitro позволили расшифровать механизм такой регуляции. Оказалось, что репрессор ингибирует транскрипцию lac-оперона, связываясь с так называемым оператором - последовательностью ДНК длиной 21 нуклеотид, которая перекрывается с расположенным по соседству участком связывания РНК-полимеразы (промотором). До тех пор, пока репрессор Рис. 10-11. Схема дерепрессии у бактерий. Небольшая специфическая молекула связывается с белком-репрессором, в результате чего происходит изменение его конформации и отделение от ДНК, при этом расположенные рядом гены могут начать транскрибироваться. В случае примера, описанного в тексте, аллолактоза связывается с белком-репрессором лактозного оперона, в результате чего синтезируется единственный транскрипт РНК, кодирующий три белка, которые участвуют в метаболизме лактозы (-галактозидаза, галакто-зидпермеаза и галактозидацетилаза).

Поскольку три гена, кодирующие эти белки, расположены рядом друг с другом и их регуляция осуществляется строго координирование, кластер этих генов называют лактозным опероном.

остается связанным с оператором, доступ РНК-полимеразы к ее участку связывания закрыт и транскрипция близлежащих областей ДНК не происходит (см. рис. 10-14).

Белок-реперессор лактозного оперона отвечает за то, чтобы уровень синтеза -галактозидазы - фермента, необходимого для расщепления лактозы, соответствовал потребностям клетки. Лактозный репрессор в свою очередь находится под контролем небольшой углеводной молекулы аллолактозы, которая образуется в клетке в присутствии лактозы. Когда внутриклеточное содержание аллолактозы достигает достаточно высокого уровня, она, выполняя функцию аллостерического регулятора, индуцирует конформационные изменения в молекуле репрессора. При этом его связь с ДНК ослабляется настолько, что он отделяется от нее, освобождая промотор и давая возможность РНК-полимеразе транскрибировать прилежащие области ДНК. В этом случае говорят о дерепрессии гена. Такая система регуляции позволяет E.coli производить фермент, необходимый для расщепления лактозы, лишь тогда, когда это необходимо (рис. 10-11).

В настоящее время известно много других примеров специфической репрессии бактериальных генов. В каждом случае связывание белка репрессора с определенной последовательностью ДНК приводит к выключению гена. Процесс связывания всегда регулируется определенными сигнальными молекулами, аналогичными аллолактозе. Иногда, как в случае репрессора лактозного оперона, присутствие сигнальных молекул в клетке включает ген или единицу транскрипции, уменьшая сродство белка-репрессора к определенной последовательности ДНК. Но сигнальная молекула может использоваться и для выключения гена с помощью белка-репрессора. Например, аллостерическое изменение, вызванное связыванием сигнальной молекулы с репрессором, может повысить, а не понизить способность репрессора связываться с определенной последовательностью ДНК. Такой механизм действует в случае контроля активности пяти расположенных рядом генов, которые кодируют ферменты, необходимые для синтеза триптофана в клетках E.coli (trp-onepoн). Синтез единственной длинной молекулы мРНК, кодирующей эти пять белков, контролируется белком-репрессором, который «садится» на ДНК лишь в том случае, если он связан с триптофаном (сигнальная молекула, включающая этот оперон) (рис. 10-12).

В случае laс-оперона повышение концентрации сигнальных молекул Рис. 10-12. Соединение триптофана с белком-репрессором триптофанового оперона изменяет конформацию репрессора.

Конформационные изменения дают возможность этому регуляторному белку тесно связываться со специфической последовательностью ДНК, и, таким образом, блокировать транскрипцию генов, которые кодируют белки, участвующие в синтезе триптофана (trp-оперон). Трехмерная структура этого бактериального белка (спираль-виток-спираль) определена с помощью метода рассеивания рентгеновских лучей и показана как в случае связывания триптофана, так и без него. Связывание триптофана приводит к увеличению расстояния между двумя узнающими спиралями (цветные цилиндры) в димере, что способствует образованию симметрично расположенных водородных связей, изображенных на схеме в виде цветных лучей. (По R. Zhang et al., Nature, 327: 591-597, 1987.) Рис. 10-13. Обобщенная схема различных механизмов, с помощью которых специфические регуляторные белки контролируют транскрипцию генов у прокариот. А. Негативный контроль;

Б. Позитивный контроль. Обратите внимание, что лиганд-индуктор может включить ген, либо обеспечивая удаление белка-репрессора (слева вверху), либо способствуя присоединению к ДНК белка-активитора (справа внизу).

Аналогичным образом лиганд-ингибитор может выключить ген как путем удаления белка-активатора (справа вверху), так и путем связывания белка-репрессора с ДНК (слева внизу).

способствует освобождению ДНК от репрессора и активации транскрипции, а в случае trp-оперона вызывает связывание репрессора с ДНК и, таким образом, подавляет транскрипцию. Следует, однако, подчеркнуть, что оба описанных механизма в принципе одинаковы: и в том, и в другом случае транскрипция осуществляется в отсутствие регуляторного белка. Генетический контроль такого типа называется негативной регуляцией (рис. 10 13, А).

10- 10.2.2. Бактериальный белок-активатор взаимодействует с РНК-полимеразой и способствует инициации транскрипции [10] В случае негативной регуляции белок-рецептор связывается с участком, расположенным рядом с промотором, и подавляет активность РНК-полимеразы. Альтернативный способ регуляции генной активности основан на действии белков-активаторов, усиливающих активность РНК полимеразы. У Е. coli такая позитивная регуляция играет важную роль в активации транскрипционных единиц, обладающих относительно слабыми промоторами, которые сами по себе плохо связываются с полимеразой. Присоединение белка-активатора к специфической последовательности ДНК, расположенной недалеко от промотора, облегчает «посадку» РНК-полимеразы, что в конечном итоге приводит к повышению вероятности транскрипции.

Несмотря на разницу в действии белков-активаторов и белков-репрессоров, по многим свойствам они близки. Более того, оказалось, что определенные бактериальные белки-регуляторы способны функ- Рис. 10-14. Концентрация глюкозы и лактозы контролирует инициацию транскрипции lаc-оперона путем воздействия на белок-репрессор лактозного оперона и САР. При добавлении лактозы происходит увеличение концентрации аллолактозы, которая удаляет белок-репрессор с ДНК (см. рис. 10-11). Добавление глюкозы вызывает уменьшение концентрации сАМР, и поскольку сАМР больше не связывается с САР, этот активаторный белок отделяется от ДНК, выключая таким образом оперон. Связывающие сайты и белки изображены в масштабе. Как показано на схеме, полагают, что САР соприкасается с полимеразой, что помогает ей начать синтез РНК.

ционировать и как репрессоры, и как активаторы: они связываются с различными сайтами и в некоторых из них подавляют транскрипцию, а в других активируют. Активаторы, как и репрессоры, часто соединяются со специфическими сигнальными лигандами, которые либо повышают, либо понижают их сродство к ДНК, и таким путем, соответственно, включают или выключают гены. Такая регуляция транскрипционной активности генов носит название позитивной регуляции, поскольку эффективность синтеза РНК повышается в присутствии регуляторного белка (рис. 10-13, Б), Наиболее изученный пример белка-актива тора - белок-активатор катаболизма (САР) Е. coli. Этот белок позволяет бактерии использовать альтернативные источники углерода, если глюкоза - основной его источник, отсутствует.

В случае lаc-оперона взаимодействие репрессора и САР-белка обусловливает характерную картину экспрессии гена. Как отмечалось выше, в присутствии лактозы аллолактоза разъединяет репрессор и ДНК. Однако этого оказывается недостаточно для активации транскрипции laс оперона, в связи с тем, что его промотор лишь отдаленно напоминает консенсусную последовательность промоторов Е. coli и, следовательно, обладает очень слабым сродством к РНК-полимеразе. Для транскрипции с этого промотора необходимо, чтобы его связывание с РНК-полимеразой было дополнено присоединением САР-белка на участке, расположенном прямо перед промотором (рис. 10-14). Такая же ситуация характерна для промоторов многих генов, участвующих в метаболизме Сахаров.

Связывание ДНК с САР регулируется глюкозой, это приводит к тому, что другие источники углерода используются клеткой только в отсутствие глюкозы. Недостаток глюкозы обусловливает повышение внутриклеточной концентрации сАМР, выполняющего роль сигнальной молекулы у бактерий и у эукариот. При связывании сАМР с САР-белком последний меняет свою конформацию, в результате чего приобретает способность присоединяться к определенной последовательности ДНК и активировать транскрипцию близлежащих генов. Если глюкозы много, уровень сАМР падает, его молекула отделяется от САР-белка, который при этом превращается в неактивную форму, не способную более связываться с ДНК;

в результате клетка переключается на утилизацию глюкозы (см. рис. 10-14).

10- 10.2.3. Изменения в фосфорилировании белков могут влиять на активность генов [11] Все ранние работы по белкам-репрессорам были выполнены на бактериях. Выяснилось, что и у лактозного, и у триптофанового оперона активность этих белков контролируется посредством обратимого связывания небольших специфических молекул. В клетках эукариот белки регуляторы тоже находятся под контролем небольших сигнальных молекул, таких, например, как сАМР. Эти молекулы осуществляют свое воздействие непрямым путем, влияя на фосфорилирование и дефосфорилирование белка. Хотя у бактерий фосфорилирование не играет такой важной роли в регуляции, и у них существует одна хорошо изученная система контроля, зависящая от фосфорилирования белков. На примере этой системы мы рассмотрим некоторые аспекты регуляции генов, знание которых способствует пониманию более сложной системы регуляции высших эукариот.

Известно, что у бактерий родственные белки контролируют азотный и фосфатный обмен, синтез белков мембраны, хемотаксис и споруляцию. Здесь будет рассмотрен азотный обмен у Е. coli, в котором синтез ряда белков усиливается при нехватке азота. К таким белкам относится глутаминсинтетаза - фермент, играющий наиболее важную роль в усвоении азота и катализирующий реакцию: глутаминовая кислота + аммиак глутамин.

В активации генов азотного обмена участвует два основных регуляторных компонента: белок ntrC, активирующий белок, способный включать гены лишь тогда, когда он фосфорилирован (ntrС-фосфат), и белок ntr В, который может либо фосфорилировать (благодаря своей киназной активности), либо дефосфорилировать (благодаря своей фосфатазной активности) белок ntrC. Фосфорилирование ntrC происходит в ходе реакций, запускающихся снижением уровня азота, при этом остатки уридинмонофосфата (UMP) присоединяются к регуляторной субъединице ntr В. Такая модификация повышает относительную киназную активность фермента ntr В.

Потребность в азоте определяется соотношением -кетоглутарата и глутамина, повышение этого показателя стимулирует фосфорилирование ntr С и, таким образом индуцирует транскрипцию гена глутаминсинтетазы (рис. 10-15). Аналогичные цепочки реакций модификации белков происходят и в клетках эукариот, они тоже приводят к фосфорилированию или дефосфорилированию белков-регуляторов, хотя детали этого процесса изучены гораздо хуже.

Рис. 10-15. Часть регуляторного каскада, который при нехватке азота активирует гены, участвующие в метаболизме азота у бактерий.

Белок Р II служит регуляторной субъединицей белка ntrB. Преимущество подобной многоступенчатой регуляции состоит в том, что она может вызывать значительные изменения в метаболизме в ответ на относительно небольшие изменения в содержании азота. Побочные ответвления этой цепи также обратимо модифицируют другие ферменты, контролируя их каталитическую активность в ответ на изменения концентрации азота.

Рис. 10-16. Регуляторная область бактериального гена глутамин-синтетазы. Глутамин-синтетаза катализирует реакцию глутаминовая кислота + аммиак глутамин. Два ярко окрашенных на рисунке сайта связывают белок ntrC особенно сильно и необходимы для активации транскрипции.

10- 10.2.4. Гибкость ДНК позволяет регуляторным белкам, связывающимся с отдаленными участками, влиять на транскрипцию генов [11, 12] Только что описанная двухкомпонентная регулирующая система у бактерий имеет много общего с системой контроля эукариотических генов. Дело в том, что в ДНК существует два сильных участка связывания для белка ntrC, которые расположены на расстоянии 100 или более нуклеотидных пар перед промотором гена глутаминсинтетазы (рис. 10-16). В фосфорилированной форме ntrC (ntrC-фосфат) связывается с ними, и эти два сайти эффективно стимулируют транскрипцию. Более того, стимуляция наблюдается, даже если эти участки «отодвинуть» (методами генетической инженерии) от промотора более чем на ТОО нуклеотидных пар.

Если в отношении прокариот такое «действие на расстоянии» нельзя назвать чем-то необычным, а отношении эукариот этот феномен следует признать широкораспространенным. У прокариот имеется надежное доказательство того, что белки, связавшиеся с отдаленными участками ДНК, действуют по преимуществу так же, как и белки, присоединенные к соседним областям. Например, белок nlrC усиливает способность РНК полимеразы связываться с промотором и образовывать открытый инициаторный комплекс (см. рис. 9-65). Разделяющая эти сайты ДНК формирует петлю, что позволяет белкам, связавшимся в отдаленных участках, взаимодействовать с полимеразой (рис. 10-17). Такое взаимодействие происходит довольно легко, поскольку ДНК действует как «ограничитель» и белок, связавшийся даже на расстоянии нескольких тысяч нуклеотидных пар, постоянно сталкивается с промотором (рис. 10-18).

10.2.5. Различные сигма-факторы позволяют бактериальной РНК-полимеразе узнавать разные промоторы [11, 13] В гл. 9 шла речь о том, что у бактерий существует еще один тип контроля генной активности на уровне транскрипции. При обсуждении строения бактериальной РНК-полимеразы отмечалось, что одна из составляющих ее пяти основных полипептидных цепей-сигма () фактор - функционирует как фактор инициации. Этот фактор отделяется от ДНК в гот момент, когда полимераза начинает синтез РНК (см. разд. 9.4.1). У бактерий консенсусная последовательность транскрибируемого промотора узнается основной формой РНК-полимеразы, содержащей субъединицу 70. Однако существуют и минорные формы полимераз, в состав которых входят -субъединицы, узнающие другие последовательности промотора.

Например, субъединица 54 является продуктом гена ntrA и наряду с белками ntr В и ntr C необходима именно для Рис. 10-17. Схема энхансерного воздействия белка ntrC на синтез РНК гена глутамин-синтетазы E. coli. Связываясь с расположенными перед геном последовательностями ДНК, этот регуляторный белок повышает скорость транскрипции РНК-полимеразой. Хотя белок присоединяется к этим сайтам даже когда он не фосфорилирован, лишь фосфорилированная форма (ntrC-фосфат) может активировать транскрипцию. Вероятно, для функционирования белка необходимы контакты с полимеразой, которые увеличивают присущую этому ферменту способность раскручивать ДНК и образовывать открытый комплекс (см. рис. 9-65), как показано на рисунке (см. рис. 10-18).

Рис. 10-18. Присоединение двух белков к отдельным сайтам на двойной спирали ДНК может в значительной мере повысить вероятность их взаимодействия. А. Связывание белков с помощью петли ДНК размером 500 нуклеотидных пар повышает частоту их сталкивания.

Интенсивность цвета отражает вероятность того, что окрашенный белок будет располагаться в каждой из точек пространства, окружающего белок, обозначенный белым кружочком. Б. Гибкость ДНК такова, что обычная последовательность образует плавный изгиб под углом 90° (изогнутый виток) примерно один раз на каждые 200 нуклеотидных пар. Следовательно, если два белка разделены всего лишь 100 нуклеотидными парами, их контакты относительно ограничены. В таких случаях взаимодействие белков облегчается, если они расположены на одной и той же стороне спирали ДНК (содержащей 10 нуклеотидов на виток). В. Эффективность концентрации окрашенного белка в сайте связывания белого белка как функция разделяющего их расстояния. (С любезного разрешения Gregory Bellomy, по М.С. Mossing and M.T. Record, Science 233: 889-892, 1986.) транскрипции гена глутаминсинтетазы. Вполне возможно, что изменения в окружающей среде могут включать специфический набор генов благодаря синтезу определенного сигма-фактора.

Как отличить фактор инициации РНК-полимеразы, например, 54, влияющий на узнавание промотора, от белка-регулятора, такого например, как ntrC? Один из подходов к решению этой задачи основан на том, что -факторы прочно соединяются с РНК-полимеразой, но сами по себе не способны связаться с определенными последовательностями ДНК. В отличие от них белки-регуляторы связываются именно с ДНК, но не с РНК-полимеразой. Другой подход учитывает тот факт, что в определенный момент времени с молекулой РНК-полимеразы объединяется лишь одна -субъединица. Меняя соотношение известного -фактора, например 70, и испытуемого белка в опытах по транскрипции in vitro, можно прийти к определенному выводу. Если 70 подавляет транскрипцию пропорционально этому соотношению (кон- Рис. 10-19. Механизм, посредством которого белки контролируют инициацию транскрипции РНК в бактериальных клетках. Белки могут воздействовать либо стимулируя, либо блокируя ряд стадий, необходимых для начала продуктивного синтеза РНК (см. рис. 9-65). Механизм (Г) был впервые открыт при изучении арабинозного оперона Е. coli. Он представляет собой комбинацию механизмов А и Б, и это единственный из четырех механизмов, до сих пор не обсуждавшийся в тексте. Данный вариант будет разобран ниже на примере эукариот (см. рис. 10-27).

курентное подавление), то исследуемый белок выполняет функцию -субъединицы.

Основные типы механизмов, регулирующих инициацию транскрипции генов у бактерий, представлены на рис. 10-19. Бактериальные системы будут рассмотрены и при обсуждении того, как при конкурентном взаимодействии между белками-регуляторами, может осуществляться молекулярное переключение.

10- 10.2.6. Потребность в общих факторах транскрипции приводит к появлению дополнительных элементов в системе контроля транскрипции эукариотических генов [14] Транскрипция у эукариот - гораздо более сложный процесс, чем транскрипция в прокариотических клетках. Три РНК-полимеразы эукариот (полимеразы I, II и III) эволюционно родственны ферменту бактерий, но содержат большее число субъединиц. До сих пор эти ферментативные комплексы охарактеризованы неполностью. Кроме того, бактериальная полимераза узнает последовательность ДНК, а эукариотический фермент обычно ориентируется на комплекс ДНК-белок, образуемый факторами транскрипции.

Здесь и дальше в этом разделе мы будем в основном рассматривать РНК-полимеразу II, синтезирующую все предшественники мРНК.

Важной частью комплекса ДНК—белок, который узнается этой полимеразой, является ТАТА-фактор, известный также как фактор транскрипции IID(TFIID). Этот белок связывается с консенсусной последовательностью «ТАТА-боксом»-ТАТААА. Обычно эта последовательность расположена на участке — 25 - — 30 по отношению к сайту инициации транскрипции. Для многих генов, кодирующих белки, положение этой последовательности очень важно как для активности промотора, так и для точного определения сайта инициации цепи РНК. Подобно белкам регуляторам, ТАТА-фактор представляет собой белок, специфически связывающийся с ДНК. Так как этот белок необходим для транскрипции большинства (а возможно и всех) генов, транскрибируемых полимеразой II, считают, что он служит составной частью общего механизма транскрипции, а не является белком-регулятором. Результаты опытов, проведенных in vitro, свидетельствуют о том, что после связывания ТАТА фактора с ДНК в области промотора, этот фактор обычно остается в составе стабильного транскрипционного комплекса, участвующего в многократных циклах транскрипции, осуществляемой РНК-полимеразой II (см. рис. 9-69).

Представляется вероятным, что все механизмы, используемые бактерией для контроля активности РНК-полимеразы, реализуются и в эукариотических клетках (см. рис. 10-19). Однако образование стабильного транскрипционного комплекса на ДНК с участием ТАТА-фактора несомненно усложняет регуляцию генов у эукариот. На основании опытов in vitro можно сделать вывод, что основная функция некоторых активирующих белков у эукариот состоит в том, что они помогают ТАТА-фактору соединиться с ДНК в области промотора.

10- 10.2.7. Большинство генов эукариот находится под контролем промоторов и энхансеров [15] Методы генной инженерии значительно расширили наши возможности при изучении генов эукариот. Исследователь может по своему усмот- рению перестроить нуклеотидную последовательность любого фрагмента ДНК, получить множество копий этой последовательности и присоединить ее к любому другому гену, создав, таким образом, новый ген. Для того, чтобы судить о функции сконструированного гена, его либо вводят путем трансфекции в культивируемые клетки, либо (что гораздо сложнее) получают трансгенное животное, у которого этот ген стабильно включился в одну из хромосом.

Использование всех этих методик позволило идентифицировать регуляторные области эукариотических генов даже в отсутствие каких либо прямых данных о связывающихся с ними белках-регуляторах. Оказалось, что участок ДНК вблизи сайта инициации синтеза РНК чрезвычайно важен для успешной транскрипции (элемент, расположенный перед промотором). Обычно он насчитывает в длину около 100 нуклеотидных пар и включает в себя ТАТА-бокс. Еще большее удивление вызвал тот факт, что для эффективной транскрипции нужны последовательности, довольно значительно удаленные от промотора (энхансеры). Как и в случае сайта связывания белка ntrC у бактерий, энхансеры у эукариот воздействуют на транскрипцию, находясь на расстоянии.

Первый изученный энхансер представляет собой небольшой фрагмент генома вируса SV40, усиливающий транскрипцию вирусных генов, продукт которых необходим на ранних стадиях инфекции. В 1981 г. было показано, что если к гену -глобина присоединить этот небольшой фрагмент вируса, то уровень транскрипции гена -глобина повышается более чем в 100 раз. Меняя положение и ориентацию этого участка вируса SV40, удалось сформулировать следующие выводы. Энхансер - это регуляторная последовательность ДНК, которая:

1) активирует транскрипцию со связанного с ней промотора, причем транскрипция начинается с обычного сайта инициации синтеза РНК;

2) действует в двух ориентациях (нормальная или инвертированная);

3) оказывает влияние, находясь на расстоянии более 100 нуклеотидных пар в обе стороны от промотора.

В настоящее время известно, что в регуляции большинства генов высших эукариот участвуют элементы, расположенные непосредственно перед промотором, и один или два энхансера, лежащие вдали от сайта инициации синтеза РНК (см. рис. 10-22, А). Хотя обычно энхансеры находятся на расстоянии нескольких тысяч нуклеотидных пар от регулируемого ими промотора, некоторые из них могут быть удалены более чем на 20000 нуклеотидных пар. Как энхансеры, так и элементы, расположенные перед промотором, соединяются с сайт-специфическими ДНК-связывающими белками, которые и опосредуют их действие. Часть этих регуляторных белков, по-видимому, присутствует во всех тканях, тогда как другие обнаруживаются только в определенных типах клеток.

10- 10.2.8. Большинство энхансеров и элементов, расположенных перед промотором, - это последовательности, которые связывают белки, участвующие в комбинационном контроле [15, 16] Активность каждого энхансера и элемента, расположенного перед промотором, обычно направлена на участок последовательности длиной от 100 до 200 нуклеотидных пар. Элемент такого размера содержит сайты связывания многих белков, и, как правило, может быть разделен методами генетической инженерии на меньшие, частично сохраняющие активность фрагменты ДНК. Функционирование обоих типов регуляторных последовательностей зависит от связывания специфических бел- Рис. 10-20. А, Конструирование ряда мутантов по регуляторной области путем олигонуклеотиднаправленного мутагенеза. У каждого мутанта изменен блок из четырех нуклеотидных пар. Таким образом, для изучения 108 нуклеотидов в энхансере -глобина необходимо получить последовательных мутантов. Б. Встраивание мутантного энхансера -глобина в специальную тест-плазмиду. Олигонуклеотид и клонирующий сайт «сшиваются» ДНК-лигазой. Белок, образуемый рекомбинантным геном, представляет собой бактериальный фермент хлорамфениколацетилтрансферазу (CAT), активность которого легко определить. В. Исследование мутантных энхансеров по их воздействию на синтез РНК. Синтез РНК измеряется косвенным образом по количеству белка, образуемого рекомбинантным геном (т. е. по активности CAT).

ков и потому часто ограничено тем типом клеток, в которых эти белки имеются. Лишь некоторые регуляторные элементы (такие, как энхансер вируса SV40) могут проявлять активность почти во всех клетках. Большинство энхансеров характеризуются ярко выраженной специфичностью и активны в клетках, экспрессирующих именно тот ген, с которым они обычно связаны. Примером может служить энхансер гена -глобина курицы.

Энхансер -глобина курицы расположен позади транскрипционной единицы -глобина. В последовательных поколениях эритроцитов (и только в них), он образует гиперчувствительный к нуклеазе сайт. Этот факт свидетельствует о том, что в эритроцитах с энхансером связаны белки регуляторы. Для того чтобы идентифицировать их, следует определить, какая именно последовательность нуклеотидов необходима для проявления активности энхансера. Для этого мутантные последовательности энхансера объединяли с маркерным геном. Продукт такого гена легко определить;

это дает возможность судить о влиянии любой мутации энхансера на транскрипцию: каждую рекомбинантную конструкцию вводили в эритроциты курицы и регистрировали эффективность экспрессии гена-маркера (рис. 10-20). Те нуклеотиды, которые при таком тестировании оказываются необходимыми для активности энхансера, можно считать участками связывания специфических белков. С помощью данной методики было установлено, что таких белков-три (рис. 10-21). Содержание каждого из них в клетке очень мало, но благодаря тому, что сайты их связывания известны, можно клонировать кодирующие последовательности ДНК и, следовательно, получать эти регуляторные белки в неограниченном количестве (см. разд. 9.1.7).

Результаты, полученные при изучении энхансеров и элементов, лежащих перед промотором, позволили сформулировать следующие выводы.

1. Регуляторные элементы имеют модульное строение и состоят из серии определенных последовательностей нуклеотидов. Каждая такая серия содержит по 8-15 нуклеотидов и соединяется с соответствующей ей серией белков-регуляторов. Некоторые из этих белков присутствуют лишь в отдельных типах клеток, но есть и такие, которые присущи клеткам всех типов, 2. Существуют белки-регуляторы, связывание которых способствует активации транскрипции, другая группа регуляторных белков, напротив, подавляет транскрипцию. Общее воздействие регуляторного элемента зависит от комбинации связавшихся белков, а для каждого отдельного элемента эффект может меняться по мере развития клетки. Например, энхансер способен не только активировать, но и подавлять транскрипцию (см. рис. 10-22, Б). Таким образом, первоначальное название, данное этим элементам, не совсем верно отражает их функцию.

Рис. 10-21. Сопоставление данных по активности мутантного энхансера, описанного на рис. 10-20, В с расположением сайтов связывания белков с нормальным энхансером. Цветные полоски на рисунке соответствуют частям нормальной последовательности энхансера, которые закрываются указанными белками. Эти данные получены при смешивании нормальной последовательности энхансера с экстрактами эритроцитов курицы и последующем анализе смеси методами электрофореза и футпринтинга. Активность выражена как «процент активности энхансера»: цифра 100 означает, что данный мутант стимулирует синтез РНК также, как и нормальный энхансер;

0-синтез РНК не превышает транскрипцию в отсутствие энхансера. Результаты показывают, что наибольший вклад в стимуляцию транскрипции энхансером дают белки API-подобный, АР2 подобный и Егуfl, однако по отдельности ни один из этих белков не может обеспечить полноценную активность энхансера (рис. 10-23).

Рис. 10-22. Транскрипционная активность гена определяется совместным действием белков-регуляторов, связанных с элементом, расположенным перед промотором, и белков, связанных с энхансером. А. Типичное расположение двух типов регуляторных элементов относительно кодирующей последовательности. Б. Примеры совместного действия белков, связанных с этими двумя элементами. В зависимости от того, какие белки связались, каждый отдельный элемент в данном примере обладает либо слабым положительным ( + ), либо сильным положительным (+ +), либо слабым отрицательным (—), либо сильным отрицательным (— —) действием, как это показано на рисунке.

Таблица 10-1. Некоторые хорошо охарактеризованные белки-регуляторы млекопитающих и соответствующие специфические сайты связывания с ДНК.

Название Масса белка. Сайт связывания с ДНК2) Примечания белка кДа1) jun 36 TGANTCA ACTNAGT Продукт протоонкогена, который может связываться с белком fos, продуктом другого (или AP1) протоонкогена. Активность индуцируется С-киназой;

родственные белки, кодируемые множественными генами АР2 48 CCCCAGGC GGGGTCCG Активность индуцируется С-киназой ATF (или 43 (TилиG)(ТилиА)CGTCA (А Активность индуцируется А-киназой CREB) С)(А T)GCAGT SP1 85 GGGCGG CCCGCC Связывается с промоторами многих генов «домашнего хозяйства» OTF1 90 ATTTGCAT TAAACGTA Встречается во всех клетках млекопитающих. Один из многих белков, связывающихся с одной и той же октамерной последовательностью NF1 (или CTF) 52-66 GCCAAT CGGTTA Многие белки, кодируемые альтернативно сплайсируемой РНК, считываемой с одного гена SRF 67 GATGCCCATA Участвует в кратковременной активации транскрипции протоонкогена fos (и других CTACGGGTAT генов) факторами роста. В виде димера связывается с симметричной последовательностью ДНК (указан лишь сайт связывания мономера) 1) ДНК, колирующая каждый из этих белков, была клонирована, и затем определена аминокислотная последовательность соответствующего белка.

2) Во многих случаях известна лишь часть распознаваемой последовательности ДНК. N обозначает любой нуклеотид.

Рис. 10-23. Известные белки-регуляторы, контролирующие экспрессию гена -глобина курицы в ходе нормального развития эритроцита.

Здесь суммированы данные экспериментов, описанных на рис. 10-20 и 10-21;

аналогичных опытов, проведенных с мутантными элементами, расположенными перед промотором, а также результаты анализа другого типа. А. Связывающие участки белков-регуляторов и их действие.

Следует отметить, что энхансер у этого гена расположен за кодирующей последовательностью. Белки, не отмеченные + (активация) или — (подавление), по-видимому, не оказывают существенного влияния на транскрипцию, поскольку мутация их сайта связывания не сказывается на уровне транскрипции (см. рис. 10-21). Б. Относительные количества регуляторных белков на разных стадиях развития. Числами 0, 1 и 2 обозначено отсутствие, промежуточный и высокий уровень транскрипции соответственно, по нелинейной шкале. Имеющиеся в настоящее время данные не дают точного объяснения, почему ген включается между 4 и 9 днями развития. (С любезного разрешения Gary Felsenield.) 3. Энхансеры и элементы, лежащие перед промотором, по-видимому, связывают много одинаковых белков. Это может означать, что оба типа контролирующих элементов пользуются при воздействии на транскрицию одним и тем же механизмом.

4. При анализе вновь обнаруженных регуляторных элементов генов позвоночных оказалось, что многие из соединяющихся с ними белков охарактеризованы ранее как регуляторы других генов. Возможно, это объясняется тем, что у высших эукариот транскрипция контролируется относительно небольшим числом белков-регуляторов (табл. 10-1). Белки, которые связываются с элементами, лежащими перед промотором, для выполнения своей функции кооперируются с белками, связанными с энхансером. Их суммарный эффект на активность гена - результат взаимоисключающих активирующих и подавляющих воздействий (рис. 10-22). Полагают, что изменение в балансе позитивно и негативно действующих белков-регуляторов обусловливает разную эффективность транскрипции гена -глобина на разных стадиях развития эритроцита курицы (рис. 10-23).

10- 10- 10.2.9. Большинство регуляторных белков содержит домены, функция которых различна [17] Механизм действия регуляторных белков на гены в большинстве случаев хорошо не изучен. Известно только, что одного связывания с ДНК для влияния на транскрипцию недостаточно. Например, у белка gа14 функции связывания с ДНК и активации транскрипции выполняют разные Рис. 10-24. Описание эксперимента, позволяющего выявить в составе белка-активатора ga14 у дрожжей, независимые ДНК-связывающие и активирующие транскрипцию домены. Функциональный белок-активатор может быть получен при соединении карбоксиконцевой части белка ga14 и ДНК-связывающего домена бактериального белка-регулятора (белок 1ехА) методом слияния генов. Полученный таким образом бактериально-дрожжевой гибрид будет активировать транскрипцию дрожжевых генов, если перед этими генами встроить специфический сайт, необходимый для его связывания. А. Нормальная активация транскрипции белком ga14. Б. Химерный белок-регулятор для проявления своей активности нуждается в сайте ДНК, связывающем белок lехА. Аналогичные эксперименты продемонстрировали наличие отдельных доменов такого типа и у других эукариотических белков-регуляторов.

Рис. 10-25. Эволюционно родственные белки-регуляторы, принадлежащие к семейству рецепторов стероидных гормонов. Короткие домены, связывающие ДНК в каждом рецепторе, выделены цветом. Опыты по обмену доменов свидетельствуют о том, что многие гормон связывающие, активирующие транскрипцию и ДНК-связывающие домены в этих рецепторах могут действовать как взаимозаменяемые модули.

домены. Этот белок-активатор включает транскрипцию многих дрожжевых генов, участвующих в превращении галактозы в глюкозу при выращивании клеток дрожжей на среде с галактозой. Белок ga14 соединяется со специфической последовательностью в 17 нуклеотидных пар, которая у дрожжей выполняет роль энхансера (UAS upstream activating sequence). Белок ga14 содержит около 900 аминокислотных остатков, а для связывания с этой специфической последовательностью размером 17 нуклеотидных пар достаточно аминоконца длиной 73 аминокислотных остатка, который образует серию «цинковых пальцев» (см. разд. 9.1.9). Однако сам по себе ДНК-связывающий домен не способен активировать транскрипцию. Но и в отсутствие этого домена остальная часть последовательности, по-видимому, тоже не активна. Эксперименты по «обмену доменов» показали, что в этом белке функция связывания с ДНК и активации транскрипции присущи разным доменам (рис. 10-24).

Сходные результаты получены и для регуляторных белков млекопитающих. Например, хорошо изучено действие белков-регуляторов, относящихся к семейству рецепторов стероидных гормонов. Эти рецепторные белки обеспечивают ответ клеток на различные липид-растворимые гормоны, активируя или подавляя активность определенных генов, В состав этих белков-рецепторов входит центральный ДНК-сязывающий домен, содержащий около 100 аминокислотных остатков. Как и в случае ga14, этот домен несет серию «цинковых пальцев» и узнает специфическую последовательность ДНК. У некоторых белков, входящих в состав семейства, домен, активирующий транскрипцию, находится на аминоконце.

Кроме того, все рецепторы на карбоксильном конце белка содержат гормон-связывающий домен (рис. 10-25). Эксперименты по обмену доменов показали их взаимозаменяемость. Например, замена ДНК-связывающего домена рецепторного белка глюкокортикоида на ДНК-связывающий домен рецептора эстрогена приводит к тому, что модифицированный глюкокортикоидный рецептор связывается с энхансером, который в норме активирует гены, чувствительные к эстрогену. В результате эти гены начинают транскрибироваться в ответ на воздействие глюкокортикоидов, а не эстрогенов. Аналогичным образом введение гормон-связывающего домена глюкокортикоидного рецептора в другой белок-регулятор, не принадлежащий к этому семейству, приводит к тому, что для активности такого модифицированного белка требуются глюкокортикоиды. Каждый из доменов этих рецепторных белков кодируется одним или несколькими отдельными экзонами. Анализ последовательностей ДНК, которые кодируют различные белки, входящие в семейство рецепторов стероидных гормонов (рис. 10-25), дает основание предположить, что каждый белок возник в результате случайных хромосомных обменов, при которых собрались вместе домены разных белков-регуляторов (см. разд. 10.5.4).

10- 10.2.10. Эукариотические белки-регуляторы могут включаться и выключаться [18] Подобно другим членам семейства рецепторных белков стероидных гормонов, рецепторы глюкокортикоида и эстрогена напоминают бактериальный белок САР (см. разд. 3.3.6) в том отношении, что они могут активироваться в результате соединения небольших сигнальных молекул с отдельными доменами, которые связывают лиганды. Другие эукариотические белки-регуляторы, вероятно, активируются и инактивируются путем фосфорилирования либо при связывании с другими белками, изменяющими их активность (см. табл. 10-1). Эти и другие известные на сегодняшний день пути контроля активности белков, регулирующих экспрессию генов в клетках эукариот, представлены на рис. 10 26.

10.2.11. Механизм действия энхансера до конца не выяснен [15, 19] Механизмы, регулирующие транскрипцию генов эукариот, демонстрируют высокую консервативность. Например, дрожжевой белок ga стимулирует транскрипцию генов млекопитающих в культуре клеток человека, если в этих генах содержится последовательность UAS гена ga14.

Сходным образом, если в дрожжевых клетках синтезируется рецепторный белок эстрогена человека, то дрожжевые гены, связанные с энхансером человека, чувствительным к эстрогену, включаются при добавлении этого гормона.

Подобный консерватизм функций не связан с консерватизмом аминокислотной последовательности. Результаты секвенирования многих генов, детерминирующих регуляторные белки у дрожжей и человека, свидетельствуют о том, что домены, ответственные за активацию транскрипции у этих видов, не обладают явным сходством. Как в клет- Рис. 10-26. Различные способы активации регуляторных белков в эукариотических клетках. Известны примеры для каждого из этих механизмов. А. Белок-регулятор синтезируется лишь в случае необходимости и быстро распадается при протеолизе, таким образом, его накопления не происходит. Б. Связывание с лигандом. В. Фосфорилирование либо другая ковалентная модификация. Г. Образование комплекса с отдельным белком, который выступает в роли домена, активирующего транскрипцию.

Рис. 10-27- Две модели действия энхансера в эукариотических клетках, основанные на образовании петли ДНК, наблюдаемой у бактерий (см. рис, 10-17). В данном примере энхансер расположен перед кодирующей последовательностью, однако петля может образоваться и если энхансер расположен позади кодирующей последовательности, как в случае гена -глобина (см. рис. 10-23).

ках дрожжей, так и в клетках человека, достаточный уровень активации генов достигается и в том случае, если домен регуляторного белка, активирующий транскрипцию, замешен на область, богатую кислыми аминокислотами (глутаминовая кислота и аспарагиновая кислота). Этот факт может говорить о том, что механизм активации относительно прост.

Один из предполагаемых механизмов действия энхансера основан на результатах изучения бактериальных систем. Известно, что в клетках бактерий началу транскрипции способствует образование петли ДНК. Это согласуется с данными о том, что энхансеры обычно наиболее эффективны, когда они находятся вблизи промотора;

с увеличением расстояния их активность постепенно падает. На рис. 10-27 приведена схема двух вариантов действия энхансера с образованием петли. Предложены и другие гипотезы о механизме действия этого регуляторного элемента. 1.

Энхансер может действовать на большом расстоянии, активируя ДНК-топоизомеразу, которая вносит торсионное напряжение в большую петлю ДНК. используя для этого энергию гидролиза АТР. 2. Энхансер может влиять на транскрипцию, действуя как сайт посадки мобильных белков, которые связываются с ДНК и затем движутся вдоль ее молекулы. 3. Энхансер может связывать белки, которые способствуют присоединению близлежащего гена к определенной области ядра, где локализованы факторы транскрипции.

Позже будет показано, что некоторые сайты ДНК оказывают значительное воздействие на транскрипцию, будучи удаленными от промотора на расстояние 50000 и более нуклеотидных пар (см. разд. 10.3.12). Механизм действия таких сайтов, вероятно, отличается от механизма функционирования энхансеров.

Заключение У прокариот регуляторные белки обычно связываются со специфическими последовательностями ДНК вблизи сайта инициации транскрипции и либо подавляют, либо активируют транскрипцию соседних генов. Благодаря гибкости ДНК ее молекула может образовывать петли, что позволяет белкам, присоединившимся на некотором расстоянии от промотора, влиять на РНК-полимеразу. Воздействие на расстоянии весьма распространено в клетках эукариот, где экспрессию генов часто контролируют энхансеры, удаленные от промотора на тысячи нуклеотидных пар.

У многих эукариотических генов, кодирующих белки и транскрибируемых РНК-полимеразой II, непосредственно перед сайтом инициации транскрипции находится последовательность, называемая «ТАТА-бокс».

Перед инициацией синтеза РНК необходимо, чтобы фактор, играющий важную роль в транскрипции (ТАТА-фактор, TFIID), образовал стабильный транскрипционный комплекс. Последовательности, примыкающие к ТАТА-боксу, формируют нужный для транскрипции элемент (элемент, расположенный перед промотором). И энхансер, и предпромоторный элемент содержат серию коротких нуклеотидных последовательностей, связывающихся с соответствующими регуляторными белками. Эти белки взаимодействуют друг с другом;

в результате этого взаимодействия происходит включение или выключение генов. С помощью методов рекомбинантной ДНК показано, что регуляторные белки часто состоят из нескольких доменов, каждый из которых обладает своей функцией.

10.3. Молекулярно-генетические механизмы, участвующие в образовании разных типов клеток В начале этой главы рассматривались разнообразные стратегии регуляции активности генов, позволяющие многоклеточному организму образовывать большое число разных типов клеток. Контролирующим генам свойственна некоторая «экономность». Она проявляется в том, что регуляторные белки образуют различные комбинации. Вероятно, этим можно объяснить тот факт, что с регуляторными последовательностями большинства генов высших эукариот связывается много белков. Существование дискретных типов клеток подразумевает, что активность белков регуляторов в этой комбинаторной сети подчиняется сложной иерархии обратных связей, которые, по-видимому, управляются небольшим числом главных регуляторных белков. Однако логика построения этой сложной сети регуляции генов еще неясна. Например, непонятно, каким образом кратковременный синтез в неподходящем месте главного белка-регулятора гена Antennapedia у дрозофилы превращает антенну в ногу?

В данном разделе мы не ответим на этот конкретный вопрос, но постараемся проанализировать, как сеть, контролирующая активность генов, осуществляет переключения, которые сохраняются в последующих поколениях клеток. Клеточная память является основным условием образования и поддержания стабильности дифференцировавшихся клеток.

Начнем обсуждение этой проблемы с рассмотрения хорошо изученных механизмов дифференцировки в клетках бактерий и дрожжей, хотя некоторые из них, как установлено, не свойственны клеткам высших эукариот.

10- 10.3.1. У многих бактерий некоторые последовательности ДНК перестраиваются, что приводит к включению и выключению генов [20] Как отмечалось выше, дифференцировка клеток высших эукариот обычно происходит без заметных изменений в последовательности ДНК (см. разд. 10.1.2). Однако у многих прокариот стабильно наследуемый паттерн регуляции генов достигается путем специальной перестройки ДНК, активирующей или инактивирующей определенные гены. В связи с тем, что все изменения в последовательности ДНК будут точно скопированы в ходе последующих репликаций, изменение состояния активного гена унаследуется всеми потомками клетки, в которой произошла перестройка. Некоторые из таких перестроек в принципе обратимы, и через Рис. 10-28. Альтернативная транскрипция двух генов у бактерии Salmonella в результате сайт-специфической рекомбинации, приводящей к инверсии небольшого фрагмента ДНК. Механизм рекомбинации описан выше (см. разд. 5.4.7) и активируется лишь изредка (примерно один раз за каждые 105 клеточных делений). Таким образом, альтернативное образование флагеллина Н12 (А) либо флагеллина Н1 (Б) обычно строго наследуется в каждом клоне клеток.

какой-то достаточно длинный промежуток времени может произойти переключение гена на другой тип активности.

В качестве примера механизма такого типа дифференцировки клетки можно привести перестройку у бактерии Salmonella. В этом случае определенный фрагмент ДНК размером 1000 нуклеотидных пар инвертируется в ходе реакции, катализируемой ферментом сайт-специфической рекомбинации (рис. 10-28). Итак, ДНК в этом сайте может находиться в двух состояниях. Влияние инверсии на экспрессию гена объясняется тем, что внутри фрагмента размером 1000 нуклеотидных пар находится промотор, ответственный за синтез определенного белка (названного флагеллином), который локализован на поверхности бактериальной клетки. Если этот промотор находится в одной ориентации, то образуется белок одного типа, а если промотор оказывается в другой ориентации-синтезируется другой белок. Поскольку такое переключение происходит очень редко, клоны клеток растут с одним или другим типом флагеллина. Этот феномен носит название фазовой вариации. Скорее всего такой механизм дифференцировки помогает популяции бактерий защищаться от иммунного ответа организма хозяина. Если у хозяина образуются антитела к одному типу флагеллина, некоторые бактерии, флагеллин которых оказался измененным вследствие перестройки генов, смогут выжить и размножиться.

У бактерий из природных популяций часто наблюдается фазовая вариация по одному или нескольким фенотипическим признакам.

Подобная «нестабильность» обычно исчезает у стандартных лабораторных штаммов, и поэтому изучено очень мало соответствующих механизмов.

Не все из них связаны с инверсией ДНК. Например, бактерия, вызывающая гонорею у человека (Neisseria gonorrhoeae), защищается от иммунного ответа благодаря наследуемой вариабельности свойств клеточной поверхности, возникающей вследствие конверсии генов (см. разд. 5.4.6). Этот механизм зависит от белка rесА, который участвует в рекомбинации, и основан на переносе определенной последовательности из молчащей «кассеты» в главный ген (см. разд. 10.3.2). При этом может образовываться более 100 вариантов основного белка поверхности бактериальной клетки.

10- 10- 10.3.2. Главный регуляторный лоrус определяет тип спаривания у дрожжей [21] Дрожжи - это одноклеточные эукариоты, которые могут существовать как в гаплоидном, так и в диплоидном состоянии. Диплоидные клетки образуются в ходе спаривания, при котором две гаплоидные клетки сливаются (см. рис. 13-17). Чтобы это произошло, гаплоидные клетки должны различаться по типу спаривания (по полу). У обычных пекарских дрожжей Saccharomyces cerevisiae существуют два типа спаривания а и а.

Клетки двух типов приспособлены для спаривания друг с другом: каждая из них образует диффундирующие сигнальные и рецепторные молекулы, благодаря которым клетки противоположного типа спаривания способны узнавать друг друга и сливаться. Образовавшиеся в результате диплоидные клетки, обозначаемые /а, обладают иными свойствами и отличаются от каждого из родительских типов. Диплоидные клетки не способны спариваться, но могут формировать споры, которые при мейозе дают начало гаплоидным клеткам.

Генетические изменения, обусловливающие существование трех типов дрожжевых клеток, основаны на действии главных генов регуляторов. Главные регуляторные белки кодируются единственным локусом, который называется локусом типа спаривания (mating type locus, MAT). Совместное действие этих белков детерминирует тип клетки, определяя транскрипцию многих генов. Механизм действия главных регуляторных белков в данном случае известен (рис. 10-29), и на его примере можно проиллюстрировать принцип комбинационного контроля, описанного выше (см. разд. 10.1.5).

Образование трех главных регуляторных белков, определяющих тип спаривания у дрожжей (белки 1 и а1 само по себе также контролируется, поскольку гаплоидные клетки дрожжей регулярно переключают свой тип спаривания. Молекулярный механизм, ответственный за такое переключение в ходе развития, по-видимому, характерен только для дрожжей: тип клетки зависит от того, какая из двух последовательностей ДНК а (кодирующая белки ) или а (кодирующая белок a1 находится в данный момент в локусе МАТ;

изменение типа спаривания возникает в и результате замены ДНК в этом локусе. Всякий раз, когда Рис. 10-29. Тип клеток у дрожжей определяется дрожжевыми белками-регуляторами, кодируемыми локусом МАТ. В гаплоидных клетках типа а, в гаплоидных клетках типа и в диплоидных клетках (типа а/) транскрибируются различные наборы генов. Гаплоидные клетки экспрессируют либо набор генов SG (-специфические гены), либо набор aSG (а-специфические гены) плюс набор hSG (гаплоид-специфические гены). В диплоидных клетках ни один из этих генов не экспрессируется. Белки, и a1, детерминируемые локусом МАТ, связываются (поодиночке или в сочетаниях) с определенными последовательностями ДНК в элементах, расположенных перед промотором, и, таким образом, действуют как главные белки-регуляторы. Следует отметить, что белок 1 является белком-активатором, тогда как белок 2-это белок-репрессор.

Сам по себе белок а1 не оказывает никакого действия (а следовательно, клетка, не содержащая локус типа спаривания, принадлежит к типу а).

Однако при одновременном синтезе белков а1 и они образуют комплекс, включающий иной набор генов, чем белок, действующий сам по себе.

Таким образом, простая система из трех белков служит хорошим примером принципа комбинаторного контроля генов, представленного на рис. 10 7.

Рис. 10-30. Кассетная модель переключения типа спаривания у дрожжей. Кассетное переключение происходит в ходе процесса конверсии гена, запускаемого, когда нуклеаза НО делает двухцепочечный разрез в определенной последовательности ДНК локуса МАТ. ДНК вблизи разреза затем удаляется и заменяется копией молчащей кассеты, определяющей противоположный тип спаривания.

клетки -типа превращаются в клетки -типа, ген а в локусе МАТ вырезается и замещается вновь синтезированным геном, скопированным с молчащей копии, расположенной в другом месте генома. Поскольку в данном случае из активного «места» удаляется один ген, а на его место встает другой, этот механизм называют кассетным. Изменение может быть обратимым, поскольку при удалении гена а из локуса МАТ в геноме остается его молчащая копия. Копии молчащих генов а и действуют как кассеты, «вставленные» в локус МАТ, который можно сравнить с «проигрывателем» (рис. 10-30).

10.3.3. Способность переключать тип спаривания наследуется асимметрично [22, 23] Переключение типа спаривания инициируется сайт-специфической эндонуклеазой (НО-эидонуклеазой), являющейся продуктом гена НО, Этот фермент делает двухцепочечный разрез в ДНК локуса МАТ, в результате эта область вырезается и затем ресинтезируется, при этом матрицей служит молчащий ген противоположного типа спаривания (рис. 10-30). Транскрипция гена НО, определяющего, когда и где происходит переключение, строго контролируется. С помощью генетического анализа было показано, что контроль обеспечивают по меньшей мере шесть регуляторных генов (от SWI 1 до SWI 6). В связи с тем, что при почковании дрожжевые клетки делятся асимметрично, одна из двух образовавшихся клеток больше («материнская»), чем другая («дочерняя»). Большинство материнских клеток в ходе дальнейшего роста переключает тип спаривания, а вновь образовавшиеся дочерние клетки (возникающие из почки) не синтезируют продукт гена НО и не способны переключаться до тех пор, пока при делении они не станут материнскими клетками (рис. 10-31). Асимметрия переключения оказалось связанной с асимметричным наследованием белка SWI 5, который присоединяется к ДНК перед геном НО и необходим для его транскрипции. Полагают, что белок SWI5 (либо его активная форма) наследуется лишь материнской клеткой. Остается непонятным, почему этого белка нет в почке, но характер его наследования может служить моделью асимметричной сегрегации некоторых признаков, наблюдаемой у высших эукариот.

Рис. 10-31. Переключение типа спаривания в гаплоидных клетках S. cerevisiae. А. Экспрессия гена в ходе клеточного цикла дрожжей. В соответствии с приведенной схемой тип спаривания может переключаться лишь в клетках, унаследовавших сайт-специфический ДНК связывающий белок SW15, необходимый для транскрипции гена НО. Более того, переключение может происходить только в фазе G1 это единственный отрезок времени в ходе клеточного цикла, когда может синтезироваться эвдонуклеаза НО (после окончания синтеза этот белок быстро исчезает, вероятно, в результате интенсивного протеолиза). Так как после каждого переключения происходит репликация ДНК, делящаяся клетка всегда образует две клетки одного и того же типа спаривания. Б. Схема переключения. Деление клеток осуществляется почкованием. После каждого деления можно различить большую «материнскую» и маленькую «дочернюю» клетки. Оказалось, что вновь образованные дочерние клетки не способны переключать свой тип спаривания (обозначенный на этом рисунке разными цветами) до того, как они пройдут через митоз в качестве материнских клеток и вступят в следующую фазу G1. По-видимому, подобная асимметрия отражает асимметричное наследование белка SW (обозначенного здесь как S).

10.3.4. Сайленсер, вероятно, «закрывает» участок хроматина у дрожжей [23, 24] Если бы кодирующие последовательности двух молчащих генов, которые определяют тип спаривания, были лишены промоторов, механизм их активации при перемещении в локус МАТ, вероятно, был бы аналогичен фазовой вариации. Однако определение первичной структуры ДНК показало, что молчащие гены обладают всеми регуляторными сайтами, необходимыми для транскрипции. Эти гены сохраняются в молчащем состоянии благодаря расположенной за ними на некотором расстоянии последовательности ДНК, которая каким-то образом блокирует их экспрессию. Механизм действия таких сайленсеров неизвестен, тем не менее удалось идентифицировать некоторые белки, опосредующие их функции. Это оказалось возможным вследствие того, что у мутантов, дефектных по одному из четырех генов SIR (silent information regulator), экспрессия молчащих кассет все же происходит. Для действия белков SIR необходима сайленсерная последовательность ДНК, причем репрессируются все гены, расположенные на расстоянии нескольких тысяч нуклеотидных пар от сайленсера. Тот же механизм в норме препятствует вырезанию эндонуклеазой НО ДНК в области молчащих генов типов спаривания, в результате перенос осуществляется из молчащего локуса в локус МАТ, но никогда в обратном направлении.

Тот факт, что белки SIR подавляют и транскрипцию, и действие НО-эндонуклеазы, свидетельствует о том, что эти белки могут вызывать изменения в структуре хроматина дрожжей, способствуя «закрытию» целых областей хроматина, лежащих по соседству;

в результате эти области становятся недоступными для самых разных ферментов. Два других наблюдения указывают на то, что в механизме действия сайленсеров есть нечто необычное. Для проявления репрессии необходима репликация ДНК, а последовательность, необходимая для инициации репликации (ARS), является существенной составной частью области сайленсера. Подробное изучение этого нового механизма контроля генетической активности может в какой-то мере прояснить влияние структуры хроматина на активность генов в клетках высших эукариот.

10.3.5. Два белка бактериофага, подавляющие синтез друг друга, могут участвовать в стабильном переключении на молекулярном уровне [25] До сих пор обсуждались некоторые изменения типов клеток, происходящие по типу переключения, т. е. в результате перестройки ДНК.

Тот факт, что генетическая информация, содержащаяся в единственном ядре соматической клетки, может дать начало целому растению или позвоночному животному, свидетельствует о том, что вряд ли основным механизмом дифференцировки клеток высших эукариот являются необратимые изменения в последовательности ДНК (хотя именно такие изменения лежат в основе дифференцировки лимфоцитов). Возможно, некоторые наследуемые изменения в экспрессии генов, наблюдаемые у высших организмов, обусловлены механизмом переключения, аналогичным тому, который описан у Salmonella и дрожжей, однако в настоящее время нет данных, подтверждающих эту гипотезу.

Ниже будет показано, что за наследуемый тип регуляции генетической активности могут отвечать несколько механизмов. Наиболее известный среди них - механизм переключения, присущий бактериофагу лямбда. От него зависит, будут ли фаговые частицы размножаться в цитоплазме Е. coli (что приведет к гибели клетки) или же геном фага встроится в ДНК хозяйской клетки и будет автоматически реплицироваться вместе с ней. В переключении участвует белок, кодируемый геномом бактериофага. В его состав входит около 50 генов. Эти гены в двух стабильных состояниях транскрибируются совсем по-разному. Так, например, вирус, который собирается включиться, должен синтезировать белок интегразу, необходимый для встраивания ДНК бактериофага в хромосому бактерии, и, кроме того, должен подавить образование вирусных белков, ответственных за размножение вируса (для клетки-хозяина эти белки летальны). После того как установился один или другой тип транскрипции, он уже стабильно поддерживается. В результате включенный в хромосому профаг может не проявляться в геноме coli на протяжении тысяч клеточных поколений.

Не останавливаясь здесь на тонкостях этой сложной системы регуляции, опишем некоторые ее общие свойства. Центром всей системы являются два фаговых белка: белок-репрессор (белок сI) и сrо-белок. Каждый из них блокирует синтез другого белка, связываясь с оператором его гена. Присутствие того или другого белка, в свою очередь, включает ряд иных генов, что в конечном итоге приводит к установлению одного из двух стабильных состояний. В состоянии 1 (лизогенное состояние) доминирует лямбда-репрессор, и именно он, а не сrо-белок синтезируется. В состоянии 2 (литическое состояние) доминирует и синтезируется сrо-белок, а не лямбда-репрессор (рис. 10-32). В состоянии 1 большая часть ДНК стабильно включенного в геном клетки-хозяина бактериофага (профага) не транскрибируется. В состоянии 2 фаговая ДНК интенсивно транскрибируется, реплицируется, упаковывается в новые частицы, которые при лизисе клетки выходят наружу.

Характер событий, которые разворачиваются в бактериальной клетке после заражения фагом лямбда, неслучаен. Если клетки хозяйского штамма растут хорошо, бактериофаг скорее всего пойдет по пути лизогенизации, что позволит его ДНК быстро размножатья вместе с хромосомой хозяина. Если клетка, несущая профаг, оказывается по каким-либо причинам ослабленной, фаг переходит из состояния 1 в состояние 2, чтобы размножиться в цитоплазме клетки и быстро выйти из нее. Информацию о статусе клетки-хозяина «поставляют» фагу другие белки, влияющие на переключение белка, репрессора и сrо-белка.

На примере бактериофага лямбда можно убедиться в том, что Рис. 10-32. Регуляторная система, определяющая поведение бактериофага лямбда в хозяйских клетках Е. coli. В стабильном состоянии (лизогенное состояние) синтезируются большие количества белка-репрессора фага лямбда. Этот регуляторный белок выключает синтез ряда белков бактериофага, включая сго-белок. В результате фаговая ДНК встраивается в хромосому Е. coli и автоматически дуплицируется вместе с ней по мере роста бактерии. В стабильном состоянии 2 (литическое состояние) синтезируются большие количества сrо-белка. Этот регуляторный белок выключает синтез белка-репрессора фага лямбда. В результате образуется много фаговых белков, вирусная ДНК свободно реплицируется в клетках Е. coli, формируются новые частицы бактериофага, что приводит к гибели клетки. Кооперативное и конкурентное взаимодействие между репрессором лямбда и сrо-белком способствует переключению по типу «все или ничего» между этими двумя состояниями.

Рис. 10-33. Два главных белка-регулятора способствуют молекулярному переключению у эукариот. Следует отметить, что один и тот же белок может оказывать либо активирующее, либо репрессирующее действие на транскрипцию в зависимости от того, с какой последовательностью ДНК он связывается. Примеры такого типа действия, как полагают, встречаются среди ДНК-связывающих белков, контролирующих направление путей развития на ранних стадиях зародыша у дрозофилы.

относительно сложная модель поведения может определяться немногими белками-регуляторами, которые взаимно контролируют синтез и активность друг друга. Если вспомнить, какое количество белков содержится в эукариотической клетке, возможности, открывающиеся для регуляции активности генов, могут ошеломить.

10.3.6. Регуляторные белки у эукариот тоже могут детерминировать альтернативные стабильные состояния Генетический анализ развития дрозофилы свидетельствует о том, что на строение белка у этой мухи влияет более 30 белков (см. разд.

16.5). Многие из этих белков являются главными белками-регуляторами, которые связываются с энхансерами и контролируют транскрипцию самых разных генов. Некоторые главные регуляторные белки стимулируют свою собственную транскрипцию, подавляя в то же время транскрипцию аналогичных главных генов, которые экспрессируются в других частях зародыша. Главенствующая роль энхансеров в контроле транскрипции эукариотических генов позволяет многим позитивным и негативным сигналам на расстоянии влиять на один и тот же ген. Это привело к развитию обширной сети реагирующих друг с другом белков-регуляторов (см. рис. 10-73). Однако для иллюстрации общих принципов, лежащих в основе клеточной памяти такого типа, можно ограничиться простой двухгенной системой, аналогичной системе переключения у фага лямбда (рис. 10-33).

О сложности регуляторной сети у высших эукариот можно судить, изучая последовательность ДНК регуляторной области гена, кодирующего главный белок-регулятор, который контролирует развитие многих основных частей тела у дрозофилы. Сравнивая очень длинные регуляторные области этого гена у двух не близкородственных видов дрозофилы, удалось выявить 20 коротких эволюционно консервативных последовательностей, расположенных определенным образом. Полагают, что каждая из них играет важную роль в связывании регуляторних белков (рис. 10-34).

Рис. 10-34. Сравнение части регуляторной области перед геном engrailed у двух типов дрозофилы. Представлены соответствующие последовательности у Drosophila melanogaster и Drosophila virilis, причем области, где гомология достигает 90%, выделены цветом. Порядок нуклеотидов указан в верхней части рисунка. Петли соответствуют тем местам, где произошли вставки или делеции нуклеотидов в процессе дивергенции этих видов от общего предка около 60 млн. лет назад. (С любезного разрешения Judith A. Kassis и Patrick H. O'Farrell.) 10- 10.3.7. Кооперативно связывающиеся кластеры белков-регуляторов могут передаваться непосредственно от родителей к потомкам [26] Существует несколько объяснений устойчиво наследуемой картины экспрессии генов. Одно из них основано на том, что с определенным участком хроматина кооперативно связывается множество копий регуляторного белка. Если этот белковый кластер остается соединенным с ДНК во время репликации, то часть его получает «в наследство» каждая из дочерних молекул ДНК. Поскольку связывание данного белка с ДНК носит кооперативный характер, унаследованная часть белкового кластера будет инициировать присоединение дополнительных белковых субъединиц, что в результате обеспечит реконструкцию всего кластера. Таким образом, данный функциональный статус гена наследуется прямо и непосредственно с помощью прочно связанных с ДНК хромосомных белков (рис. 10-35). В принципе подобные непосредственно наследуемые белковые кластеры могут поддерживать индивидуальные гены в постоянно включенном или постоянно выключенном состоянии.

В настоящее время еще нет убедительных доказательств в пользу описанного здесь механизма генетической регуляции, однако имеются некоторые примеры, свидетельствующие о том, что этот механизм может иметь большое значение.

10.3.8. В клетках высших эукариот гетерохроматин содержит особым образом конденсированные области ДНК [27] Регуляторные белки, связывающиеся с определенными последовательностями ДНК в эукариотических клетках, должны взаимодействовать не просто с молекулой ДНК, как у бактерий, а с ДНК, которая на всем своем протяжении связана с нуклеосомами.

Необходимость транскрибировать ДНК в составе хроматина несомненно усложняет контроль транскрипции, однако о том, как действуют соответствующие механизмы, известно очень мало. С уверенностью можно утверждать лишь то, что у эукариот изменения в упаковке ДНК влияют на экспрессию генов. Как отмечалось выше, сайленсер, регулирующий транскрипцию у дрожжей, каким-то образом «закрывает» участки хроматина, расположенные с ним по соседству, и делает их недоступными для транскрипции и для воздействия эндонуклеазы (см. разд. 10.3.4).

Однако задолго до открытия этого явления изучение клеток высших эукариот продемонстрировало существование гораздо более сильно закрытого хроматина;

при этом в его структуре наблюдались видимые изменения.

Рис. 10-35. Механизм, объясняющий прямое наследование состояния экспрессии гена в ходе репликации ДНК. Согласно этой гипотетической модели, части кооперативно связанного хластера белков-регуляторов непосредственно переносятся от родительской спирали ДНК к обеим дочерним молекулам. Унаследованный белковый кластер способствует тому, что каждая из дочерних спиралей ДНК связывает дополнительные копии тех же регуляторных белков. Поскольку связывание является кооперативным (см. рис. 9-15), ДНК, синтезировавшаяся на такой же родительской спирали, но без присоединенных регуляторных белков, не будет их связывать. Если присоединенный белок-регулятор выключает транскрипцию гена, то инактивированное состояние гена будет непосредственно наследоваться, как это происходит в случае инактивации Х-хромосомы. Если связанный белок-регулятор включает транскрипцию гена, будет наследоваться активное состояние гена.

Изучение хромосом под световым микроскопом, проводившееся в 30-е годы, показало, что некоторые их участки не способны деконденсироваться в интерфазе и, по-видимому, сохраняют свое высоко конденсированное состояние, характерное для метафазных хромосом (см.

I разд. 9.2.2). Эти области были названы гетерохроматином в отличие от остального хроматина в интерфазном ядре, который носит название эухроматина. Некоторые участки хромосом конденсируются в гетерохроматин во всех клетках организма. В митотических хромосоми человека такой конститутивный гетерохроматин локализуется вокруг центромер и при специальном окрашивании легко выявляется в виде темноокрашенных зон (рис. 10-36). У некоторых других млекопитающих конститутивный гетерохроматин обнаруживается и в определенных зонах в плечах хромосом. В интерфазе участки конститутивного гетерохроматина могут агрегировать, образуя хромоцентры (см. рис. 9,43). У млекопитающих число и расположение таких хромоцентров зависит от типа клетки и стадии развития. Большинство областей конститутивного гетерохроматина содержит относительно простые тандемно-повторяющиеся последовательности, называемые сателлитной ДНК. Эти многократно повторяющиеся участки не транскрибируются, и их функция, равно как и функция формируемых ими в интерфазе конденсированных структур, остается неясной.

Некоторые области ДНК в интерфазе конденсируются и формируют гетерохроматин лишь в определенных клетках. Полагают, что эти области также не транскрибируются, однако они не состоят из простых последовательностей. Общее количество такого факультативного гетерохроматина заметно варьирует в различных клетках: в эмбриональных клетках его совсем немного, тогда как высокоспециализированные клетки отличаются высоким его содержанием. Можно предположить, что по мере развития клетки все больше и больше генов становятся неактивными вследствие того, что их ДНК приобретает конденсированную конформацию, которая не позволяет генам взаимодействовать с белками-активаторами. Большая часть данных о факультативном гетерохроматине получена при изучении инактивации одной из двух Х-хромосом в клетках самок млекопитающих.

10.3.9. Инактивация Х-хромосомы наследственно предопределена [28] Все клетки женских особей млекопитающих имеют две Х-хромосомы, а клетки мужских организмов - одну Х- и одну Y-хромосому.

Предполагают, что двойная доза продуктов генов, входящих в состав Х-хромосомы, летальна для организма;

возможно, именно поэтому в женских клетках возник специальный механизм, ответственный за то, что одна из двух Х-хромосом постоянно находится в инактивированном состоянии. У мышей такая инактивация происходит между третьим и шестым днем эмбрионального развития: в каждой клетке женской особи с равной вероятностью одна или другая Х-хромосома конденсируется и образует гетерохроматин. Такие конденсированные хромосомы можно увидеть в световой микроскоп: в интерфазе они представляют собой четко оформленные структурные образования, называемые тельцами Барра, которые локализованы в окрестностях ядерной мембраны. Они реплицируются в поздней S-фазе;

большая часть составляющей их ДНК не транскрибируется ни в одной из дочерних клеток. Поскольку инактивированная Х-хромосома устойчиво наследуется, каждый женский организм имеет мозаичное строение в том смысле, что он образован клональными группами клеток: примерно в половине групп активна Х-хромосома, унаследованная по материнской линии (Хм), а в другой Рис. 10-36. Хромосомы человека в метафазе. Специальная техника окрашивания позволяет выявить области конститутивного гетерохроматина (темные участки). Некоторые хромосомы помечены цифрами и буквой. (С любезного разрешения James German.) Рис. 10-37. Схема, иллюстрирующая клональное наследование конденсированной неактивной Х-хромосомы, которое имеет место у самок млекопитающих.

половине - Х-хромосома, унаследованная от отца (Х0). Иными словами, клетки, в которых экспрессируется Хм или, наоборот, Х0, расположены во взрослом организме небольшими кластерами, что отражает стремление сестринских клеток оставаться в тесном контакте друг с другом в процессе эмбрионального развития и роста организма, в то время как на ранних стадиях развития происходит некое перемешивание (рис. 10-37).

Процесс конденсации, в ходе которого образуется гетерохроматин X-хромосомы, имеет тенденцию распространятся вдоль хромосомы.

Это было продемонстрировано в экспериментах с мутантными особями, в клетках которых одну из Х-хромосом присоединили к концу аутосомы (неполовой, соматической хромосомы). В таких мутантных клетках участки аутосом, граничащие с инактивированной Х-хромосомой, часто конденсировались в гетерохроматин, что сопровождалось наследуемой инактивацией содержащихся в них генов. Полученные данные позволяют предполагать, что инактивация Х-хромосом - это кооперативный процесс, который можно рассматривать как «кристаллизацию», распространяющуюся из центра кристаллизации, расположенного на Х-хромосоме. После завершения конденсации хроматина такая конденсация наследуется в ходе всех последующих репликаций ДНК благодаря механизму, аналогичному тому, который представлен на рис. 10-35.

Конденсированная хромосома может вновь стать активной при формировании половых клеток. Таким образом, в ДНК, входящей в состав этой хромосомы, не происходит никаких изменений.

10.3.10. Гены дрозофилы могут выключаться благодаря наследуемым свойствам структуры хроматина [29] Феномен, аналогичный инактивации Х-хромосомы у самок млекопитающих, имеет место и у дрозофилы. Для его изучения весьма эффективными оказались генетические методы. У мух, несущих хромосомные перестройки, в результате которых середина гетерохроматиновой области переносится в эухроматин, эухроматиновые гены, оказавшиеся поблизости от гетерохроматина, инактивируются. Ситуация аналогична присоединению аутомосомы к неактивной Х-хромосоме у млекопитающих;

инактивация в обоих случаях происходит одинаково: зона инактивации распространяется от точки разрыва хромосомы и захватывает один или несколько генов. Скорость «эффекта распространения» в разных клетках различна, но зона инактивации, возникшая в эмбриональной клетке, стабильно наследуется всеми последующими поколениями клеток (рис. 10-38).

Изучение описанного эффекта у дрозофилы показало, что скорость распространения зоны инактивации меньше у мух, геном которых содержит дополнительный конститутивный гетерохроматин. Возможно, это связано с тем, что в клетках таких мух мало белков, необходимых для образования гетерохроматина. Аналогичным действием обладают и многие генные мутации. Поскольку соответствующие гены клонированы и секвенированы, можно надеяться, что в скором будущем белки, участвующие в образовании гетерохроматина у дрозофилы, тоже будут известны.

Независимо от того, каковы молекулярные механизмы упаковки определенных областей генома эукариот в гетерохроматин, сам феномен гетерохроматизации следует отнести к таким регуляторным процессам, которые отличают клетки эукариот от клеток бактерий. Особенность такой уникальной формы регуляции состоит в том, что в данном случае память о функциональном статусе гена хранится в виде наследуемой структуры хроматина и не обусловлена существованием стабильной обратной связи саморегулирующихся белков-регуляторов, которые в ядре могут менять свою локализацию. Неизвестно, действуют ли механизмы такого типа лишь в случае инактивации больших областей хромосомы или же они могут работать и на уровне одного или нескольких генов. Данные, приведенные ниже, позволяют предположить, что экспрессия отдельных генов часто регулируется близлежащей контролирующей последовательностью и не зависит полностью от общего хромосомного окружения.

Рис. 10-38. Эффект положения мозаичного типа у дрозофилы. Распространению гетерохроматина (обозначен серым цветом) в соседние эухроматиновые области обычно препятствуют специальные пограничные последовательности неизвестной породы. Однако у мух, несущих в хромосомах определенные транслокации, эти пограничные последовательности отсутствуют. А. На ранних стадиях развития таких мух гетерохроматин начинает распространяться в соседнюю область хромосомы, продвигаясь в разных клетках на разные расстояния. Б. Такое распространение вскоре останавливается, однако достигнутый уровень распространения гетерохроматина наследуется;

в результате получаются большие клоны клеток-потомков, у которых одни и те же гены сконденсированы в гетерохроматин и, следовательно, инактивированы (отсюда и «мозаичный» вид у некоторых из этих мух). Это явление имеет много общего с инактивацией Х-хромосомы у млекопитающих.

10.3.11. Для оптимальной экспрессии гена часто бывает необходимо его определенное положение в хромосоме [30] Гены, перенесенные в другие участки хромосомы, транскрибируются в зависимости от типа клетки. Следовательно, они должны нести с собой информацию, необходимую для их селективной экспрессии в соответствующих клетках. В качестве примера можно привести ген дрозофилы Sgs-З, которому для правильной транскрипции в слюнных железах необходимо 600 нуклеотидных пар, расположенных перед ним;

установлено, что его транскрипция осуществляется с нормальной скоростью почти в любом сайте (но не в гетерохроматине) политенной хромосомы. Подобным образом трансгенные млекопитающие, содержащие фрагмент тканеспецифического гена, экспрессируют этот ген в соответствующих клетках, но только в том случае, если фрагмент достаточно длинен и несет большую часть последовательности энхансера.

Большинство привнесенных генов в клетках трансгенных животных для правильной экспрессии требуют гораздо больше фланкирующей последовательности, чем ген Sgs-З. Более того, у разных трансгенных особей наблюдаются разные уровни активности этих генов. Так как подобные вариации зависят от того, где трансген встроился в хромосому животного-хозяина, их называют эффектом положения в хромосоме. Некоторые результаты, полученные при встраивании гена альфа-фетопротеина мыши в случайные области ее генома, представлены в табл. 10-2. В данном примере ген активен только в тех тканях, где он экспрессируется и в норме, однако уровень его транскрипции обычно в пять-десять раз ниже, чем он должен быть в тех тканях, где его активность высока. И наоборот, уровень транскрипции может быть аномально высок в тканях, где обычно уровень экспрессии этого гена низок.

Если ген -глобина человека (для которого характерен сильный эффект положения при экспрессии в эритроцитах трансгенных мышей) соединить с фрагментом ДНК, который обычно расположен на расстоянии 50000 нуклеотидных пар от его промотора, эффект положения исчезает и полностью восстанавливается транскрипционная активность.

Таблица 10-2, При экспрессии генов, перенесенных в геном мыши, обычно проявляется эффект положения. У независимо полученных трансгенных особей уровень активности генов различается Процент от тотальной мРНК в «летках желточного печени кишечник мозга Копийность гена на мешка клетку Эндогенный ген 20 5 0,1 0 Трансгенная особь 1 3,4 1 0,1 0 Трансгенная особь 2 4,8 30 1,3 0 Трансгенная особь 3 4,4 13 4,7 0 Трансгенная особь 4 0,4 0,4 0 0 В состав фрагмента ДНК, который был инъецирован в оплодотворенную яйцеклетку мыши, помимо гена альфа-протеина «ходила последовательность размером 14000 нуклеотидных нар. Эта последовательность содержала три энхансера, влияющих на экспрессию гена альфа фетопротеина.

Сравнение уровней синтеза мРНК инъецированного Ієна и мРНК, образующейся в норме эндогенным геном в указанных тканях зародыша, проводили методом гибридизации. (По R. Е. Hammer et al., Science 235:53-58, 1987.) Рис. 10-39. Кластер -подобных глобиновых генов у человека. А. Организация этих генов. Представлен большой участок хромосомы, содержащей 100000 нуклеотидных пар. Он содержит кластер сверхчувствительных к нуклеазе сайтов, составляющих «доменкон-тролирующий участок». Этот контролирующий локус и все, за исключением одного, глобиновые гены в случае - -талассемии несут делецию. Б. Изменения при экспрессии -подобных глобиновых генов на разных стадиях развития человека. Каждая из глобиновых цепей, контролируемых этими генами, для образования гемоглобина эритроцитов соединяется с -глобиновой цепью, У пациентов с талас-семией уровень синтеза -глобина в значительной степени снижен (не показано). (А-по F. Grosveld, G. В. van Assendelft, D. R. Greaves and G. Kollias, Cell 51: 975-985, 1987.) Этот фрагмент, содержащий шесть сверхчувствительных к нуклеазе сайтов (см. разд. 9,1.19), оказывает воздействие на весь кластер глобиновых генов;

его называют участком, контролирующим домен. Главный вывод, который следует из результатов изучения эффекта положения, состоит в том, что многие гены позвоночных для достижения нужного уровня экспрессии нуждаются в определенных последовательностях, расположенных на некотором расстоянии от них. Далее мы обсудим, какова роль этих последовательностей.

10.3.12. Для активации эукариотических генов может быть необходима локальная деконденсация хроматина [31] У людей с определенной формой талассемии (наследственная форма анемии) перед геном -глобина имеются большие делении ДНК.

Делетированная область (~ 100 000 нуклеотидных пар) содержит несколько -глобин-подобных генов, а также участок, контролирующий домен, который был идентифицирован в экспериментах с трансгеннымя мышами (рис. 10-39,А). Хотя сам ген -глобина и не поврежден, уровень его транскрипции значительно снижен. При обработке нуклеазой этот ген, в отличие от нормального гена -глобина, демонстрирует такую же низкую скорость реакции, что и основная фракция хроматина и, следовательно, не имеет структуры активного хроматина. Его нормальный гомолог в том же эритроците не содержит делеции, и к моменту начала транскрипции первого из этой группы гена (ген -глобина) весь кластер -глобин подобных генов (90000 нуклеотидных пар), по-видимому, деконденсируется, превращаясь в активный хроматин (рис. 10-39,).

Подобные результаты свидетельствуют в пользу двухступенчатой схемы индукции транскрипции генов высших эукариот. На стадии весь хроматин в области, содержащей десятки тысяч нуклеотидных пар, превращается в относительно деконденсированную «активную» форму (рис. 10-40). Эта стадия может запускаться определенным типом белка-регулятора, который вызывает структурное изменение в близлежащем хроматине. Такое изменение распространяется от домен-контролирующего участка через всю петлю этого домена хроматина. На стадии 2 белки регуляторы, которые действуют на энхансеры и лежащие перед промотором элементы, регулируют транскрипцию определенных генов, локализованных внутри области экспонированного активного хроматина. Благодаря такому местному контролю сперва в желточном мешке зародыша экспрессируется ген -глобина человека, затем в печени эмбриона экспрессируются два гена -глобина и, наконец, ко времени рождения включаются гены -глобина (рис. 10-39,Б).

10.3.13. Напряжение, возникающее при суперспирализации ДНК, позволяет осуществлять воздействие на расстоянии [32] Неизвестно, как в хромосоме осуществляется контроль на большом расстоянии, В настоящее время описано несколько способов передачи Рис. 10-40. Изменения хроматина в активных генах. А. Структура хроматина гена лизоцима в яйцеводе курицы, где этот ген активен. Как показано, область деконденсированного активного хроматина (определяемая по чувствительности к ДНКазе) содержит 24 000 нуклеотидных пар.

Она включает семь гиперчувствительных к нуклеазе сайтов и представляет собой специфическую последовательность ДНК, где, как полагают, нуклеосома заменена другими ДНК-связывающими белками. Б. Две стадии активации эукариотических генов. На стадии 1 структура небольшой области хроматина модифицирована таким образом, чтобы в ходе подготовки к транскрипции она могла деконденсироваться. На стадии 2 белки регуляторы связываются с определенными сайтами на изменившемся хроматине, чтобы индуцировать синтез РНК. Транскрипция у прокариот, по видимому, начинается со стадии 2 процесса контроля эукарнотических генов. (А А.Е. Sipple et al. In: Structure and Function of Eucaryotic Chromosomes [W. Hennig ed.]. Berlin: Springer Verlag, 1987.) сигнала из одного участка молекулы ДНК в другой, удаленный от него на расстояние многих тысяч нуклеотидов. В одном случае в закрытой петле двойной спирали ДНК происходят топологические изменения, которые приводят к образованию суперскрученной ДНК. Суперспирализация ДНК лучше всего изучена на примере небольших кольцевых молекул, таких, как плазмиды и хромосомы некоторых вирусов (см. рис. 5-71). Однако такие же события могут произойти и с любым другим участком ДНК, ограниченным двумя концами, которые не могут свободно вращаться (например, с петлей хроматина, прочно связанной у основания).

Простой метод визуализации топологических напряжений, приводящих к суперспирализации ДНК, изображен на рис. 10-41. В двойной спирали ДНК с двумя фиксированными концами для компенсации каждых 10 открытых (не скрученных) нуклеотидных пар образуется один супервиток ДНК. Образование супервитка восстанавливает нормальный поворот спирали в остальных областях, где основания остаются спаренными;

в ином случае (для схемы, приведенной на рис. 10-41,Б) потребовалось бы увеличить число пар, приходящихся на один виток, с 10 до 11. Спираль ДНК сопротивляется подобным деформациям, предпочитая ослаблять напряжение, изгибаясь в суперспирализованные петли.

У бактерий, таких, например, как E. соli, обнаружен особый фермент, называемый ДНК-гнразой, который, используя энергию гидролиза АТР, непрерывно образует в ДНК супервитки и тем самым поддерживает в петельных доменах постоянные механические напряжения. Это так называемые отрицательные супервитки: они закручены в противоположную сторону по сравнению с положительными супервитками, обра- Рис. 10-41. Напряжение, возникающее при сверхспирализации ДНК, приводит к суперскручиванию молекулы. А. У молекулы ДНК с одним свободным концом (либо разрывом в одной из цепей, который служит шарниром) двойная цепь раскручивается на один виток на каждые неспаренных нуклеотидных пар. Б. Если вращению что-либо препятствует, сверхвитки вводятся в ДНК путем раскручивания спирали в другом месте. В результате на каждые 10 неспаренных нуклеотидных пар возникает один сверхвиток. На этом рисунке изображена положительная сверхспираль (см. рис. 10-42).

Рис. 10-42. Суперскручивание фрагмента ДНК с помощью белка, передвигающегося вдоль двойной спирали ДНК. Как и на рис. 10-41, Б, два конца ДНК зафиксированы, кроме того, принимается, что молекула белка закреплена относительно этих концов или же, что силы трения при движении затрудняют свободное вращение этого белка. Таким образом, при движении возникает избыток витков спирали, которые накапливаются в ДНК перед белком, а за ним образуется нехватка витков. Экспериментальные данные свидетельствуют о том, что продвижение молекул РНК полимеразы вдоль цепи ДНК сопровождается такими же сжатиями. Напряжение, возникающее в результате положительного суперскручивания впереди молекулы, приводит к тому, что этот участок ДНК труднее открыть, однако имеющееся напряжение должно облегчать сбрасывание ДНК с нуклеосом, что необходимо для работы полнмеразы при транскрипции хроматина (см. рис. 9-32).

зующимися при открытии фрагмента спирали. В связи с тем, что напряжение, вызываемое суперспирализацией, при этом снижается, расплетание двойной спирали ДНК у Е. coli энергетически более выгодно, чем расплетание ДНК, которая не подверглась суперспирализации.

В эукариотических клетках ДНК-гираза не обнаружена, а эукариотические ДНК топоизомеразы типов I и II снимают напряжение, вызванное суперспирализацией, а не усиливают его (см. разд. 5.3.10). Вот почему большая часть ДНК в эукариотических клетках не напряжена, Тем не менее при инициации транскрипции ДНК происходит раскручивание спирали (см. рис. 9-65). Более того, продвижение молекулы РНК полимеразы (а также других белков) вдоль ДНК приводит к появлению в ее молекуле положительного напряжения перед ферментом и отрицательного за ним (рис. 10-42). Вследствие подобного топологического изменения, событие, происшедшее в единственном сайте ДНК, может привести к возникновению сил, действующих по всей петле хроматина. Остается неясным, приводит ли подобное воздействие к запуску дальнейших событий, что было бы необходимо, если бы топологические изменения действительно имели отношение к контролю экспрессии у эукариотических генов.

10.3.14. Механизм образования активного хроматина остается неясным Согласно модели активации генов, приведенной на рис. 10-40, некоторые из регуляторных белков у высших эукариот имеют функции, отличающие их от бактериальных аналогов. Вместо того, чтобы способствовать «посадке» РНК-полимеразы (или факторов транскрипции) на близлежащий промотор (см. рис. 10-27), некоторые сайт-специфические ДНК-связывающие белки могут участвовать в деконденсации хроматина в определенном участке хромосомы, могут удалить нуклеосому с соседнего энхансера или промотора и обеспечить таким образом доступ белков регуляторов обычного типа. Однако полной уверенности в том, что в« эти события имеют место в действительности, нет. Вполне вероятно, что наблюдаемые отличия в структуре хроматина активных генов являются закономерным следствием сборки факторов транскрипции и/или РНК полимеразы на последовательности промотора, а не условием, необходимым для инициации транскрипции.

Идентификация определенных последовательностей ДНК, действующих как домен-контролирующий участок гена -глобина человека, позволила бы выделить белки, связывающиеся с этими последовательностями, и клонировать их гены (см. разд. 9.1.8). В настоящее время остается лишь строить предположения о том, как такие области функционируют. Возможно, их последовательности представляют собой очень сильные энхансеры (см. разд. 10.2.11.). Три другие гипотезы представлены на рис. 10-43.

Принципиальное различие схем, приведенных на рис. 10-43, говорит о том, как мы еще далеки от понимания процесса перехода хроматина из неактивного в активное состояние. Неизвестно, сколько существует форм хроматина и какие именно его структурные особенности приводят к тому, что некоторые области более конденсированы, чем другие. Исходя просто из функции хроматина, невозможно объяснить, почему аминокислотные последовательности гистонов (в особенности Н3 и Н4) оказываются такими консервативными. Недавно выявлены некоторые химические свойства, присущие только активному хроматину (см. разд. 9.2.10), а для отделения нуклеосом (и связанных с ними последовательностей ДНК) активного хроматина от остальных нуклеосом стали использовать моноклоналные антитела. Применяя эти методы при работе с хроматином, выделенными из трансгенных животных, в принципе возможно отличить регуляторные области, ответственные за активацию хроматина, от других участков, что несомненно должно способствовать пониманию того, как контролируются эукариотические гены.

10.3.15. В ходе эволюции многоклеточных организмов возникают новые уровни генного контроля [33] Дрожжевые клетки служат удобной моделью для изучения эукариотических клеток. В самом деле, высокая степень функционального родства между белками дрожжей и человека не перестает удивлять исследователей. Тем не менее, не все аспекты контроля генной экспрессии можно Рис. 10-43. Три гипотезы, предложенные для объяснения большого радиуса действия домен-контролирующего участка на генетическую активность. Обычно считается, что петля хроматина представляет собой целый домен хромосомы, который имеет форму петли и содержит ДНК размером 100000 и более нуклеотидных пар. На самом деле неизвестно, чем объясняется такая дальность действия, возможно, здесь функционируют и другие механизмы. Доказательства того, что хроматин проходит стадию деконденсации вне зависимости от транскрипции ДНК, получены при наблюдении дисков политенных хромосом дрозофилы содержащих ген Sgs-З. Некоторые мутанты, не способные образовывать в этом участке РНК, тем не менее в ходе развития личинок образуют пуф (см. рис. 9-48).

Рис. 10-44. А. Образование 5-метил-цитозина происходит при метилировании цитоэина в молекуле цепи ДНК. У позвоночных этот процесе ограничен цитозиновыми остатками (С), находящимися в составе последовательности CG, К. Синтетический нуклеотид, содержащий основание 5-азацитозин (5-aza-C), не может метилироваться. Более того, если небольшие количества 5-aza-C включаются в ДНК, они подавляют метилирование нормальных цитозинов.

изучать на дрожжах. По-видимому, в дрожжевой клетке не содержится гистон H1 и почти весь хроматин находится в активном состоянии. Не выявляются в них и контролирующие участки ДНК, которые способны воздействовать на гены на большом расстоянии. Не используется в дрожжевой клетке и альтернативный сплайсинг РНК, о котором речь пойдет ниже.

Беспозвоночные, такие, как дрозофила, имеют геномы большего размера нежели у дрожжей, содержат гистон Н1, гетерохроматин и по крайней мере некоторые типы активного хроматина (см. рис. 9-54). У беспозвоночных есть также и альтернативный сплайсинг РНК. Однако один уровень контроля генной экспрессии, присущий позвоночным, у беспозвоночных, по-видимому, отсутствует: у них нет общей системы подавления активности на основе метилирования ДНК.

10- 10.3.16. При делении клеток позвоночных тип метилирования ДНК передается по наследству [34] Основания в молекуле ДНК в некоторых случаях подвергаются модификации. Например, мы уже говорили о том, что метилирование А в последовательности GATC приводит к ошибкам копирования в ходе репликации у бактерий (см. разд. 5.3.8.);

напротив, метилирование А или С в определенном сайте защищает бактерию от воздействия ее собственных рестриктаз (см. разд. 4.6.2). В ДНК позвоночных содержится 5 метнлцнтозин (5-метнл-С), который, по всей вероятности, не оказывает влияния на спаривание оснований (рис. 10-44,Л). Метилирование ограничено основанием С в последовательности CG. В связи с тем, что эта последовательность спарена точно с такой же последовательностью (но в обратной ориентации) на другой цепи ДНК, передача по наследству существующего типа метилирования ДНК обеспечивается простым механизмом копирования. Фермент, называемый поддерживающей метилазой, действует лишь на те последовательности CG, которые спарены с уже метилированными последовательностями CG. В результате существовавший ранее тип метилирования автоматически наследуется в ходе репликации ДНК (рис. 10-45).

Рис. 10-45. Точное наследование порядка метилирования ДНК. В ДНК позвоночных метилирована большая часть остатков цитозина, входящих в состав последовательности CG (см. рис. 10-44). После того как разметка ДНК метильными группами проведена, каждый сайт метилирования наследуется дочерними молекулами ДНК. Это означает, что изменение в метилированой разметке ДНК сохраняется и наследуется в клетку.

Некоторые рестриктазы разрезают ДНК в области, содержащей динуклеотид CG, и для их действия необходимо, чтобы эта последовательность не была метилирована. Например, Hpall разрезает последовательность CCGG, но не способна это сделать, если средний С метилирован. Таким образом, чувствительность ДНК к ресгриктязс Hpall может служить тестом на метилирование определенных сайтов. Фермент НраІІ-метилаза в обычных условиях защищает любую бактерию от своей собственной рестрикгазы Hpall. Следовательно, эту метилазу можно использовать для введения оснований 5-метил-С в определенные последовательности CG (а именно в CCGG) в составе клонированной молекулы ДНК (при клонировании ДНК в E.coli метилирование по CG-сайтам утрачивается). С помощью этой методики удалось показать, что каждая отдельная метилированная последовательность CG обычно сохраняется в ходе многих клеточных делений в культуре клеток позвоночных, а неметилированные последовательности CG так и остаются неметилированными.

Автоматическое наследование 5-метил-С ставит проблему «курицы и яйца»: на какой стадии происходит первое метилирование у позвоночных? Установлено, что при введении неметилированной ДНК в оплодотворенную яйцеклетку мыши почти все CG-сайты этой ДНК метилируются (хотя существует одно важное исключение, описанное ниже). Таким образом, большая часть генома млекопитающих может оказаться сильно метилированной. Поскольку известно, что в норме поддерживающая метилаза не способна метилировать ДНК, лишенную метальных групп, остается предположить, что в яйцеклетке должен присутствовать другой фермент: учреждающая метилаза. Вероятно, выполнив свою функцию, она исчезает, а за сохранение метилированных нуклеотидов в ДНК клеток развивающихся тканей отвечает уже другая, поддерживающая метилаза.

10- 10- 10.3.17. Метилирование ДНК у позвоночных способствует тому, что клетка придерживается выбранного пути развития [35] Какова роль метилирования CG? Эксперименты, проведенные с использованием рестриктазы Hpall, свидетельствуют о том, что ДНК неактивных генов метилирована сильнее, нежели ДНК активных генов. Более того, оказалось, что неактивный ген, ДНК которого метилирована, после активации теряет большую часть своих метальных групп. Убедительное доказательство того, что именно метилирование влияет на экспрессию генов, получено в опытах с 5-азацитозином (5-aza-C, см. рис. 10-44,6), который на короткий период добавляли к культивируемым клеткам. 5-aza-C, аналог основания, не способный метилироваться, включается в состав ДНК и действует в качестве ингибитора поддерживающей метилазы, снижая таким образом общий уровень метилирования ДНК. В клетках, обработанных 5-aza-C, определенные ранее неактивные гены активировались и одновременно получали неметилированные остатки С. После разовой активации активное состояние этих генов поддерживалось и в отсутствие 5-aza-C во многих последующих поколениях клеток. Этот факт указывает на то, что изначальное метилирование генов способствовало их пребыванию в неактивном состоянии.

На основании результатов, полученных в опытах с 5-азацитозином, было выдвинуто предположение, что метилирование ДНК может играть главную роль в возникновении различных типов клеток. Это означало бы, что специализация клеток у позвоночных и беспозвоночных осу- ществляется разными путями. Последующее изучение показало, однако, что роль метилирования ДНК в дифференцировке клеток, по-видимому, не столь существенна и носит скорее вспомогательный характер. Важные переключения в ходе развития осуществляются регуляторными белками, способными влиять на активность генов вне зависимости от их метилирования. Например, Х-хромосома самок сперва конденсируется и инактивируется, и лишь затем некоторые из ее генов метилируются сильнее. И наоборот, определенные гены, активные в печени, в ходе развития включаются тогда, когда они еще полностью метилированы, и лишь позднее уровень их метилирования начинает снижаться.

Значение метилирования ДНК для экспрессии генов в значительной степени прояснилось в результате опытов по трансфекции.

Например, тканеспецифичный ген, кодирующий актин мышц, выделяли как в полностью метилированной, так и в полностью неметилированной формах. При введении двух модификаций этого гена в культуру мышечных клеток оба варианта транскрибировались одинаково эффективно. Если же этот ген вводили в фибробласты, где он в норме не экспрессируется, неметилированный вариант транскрибировался на низком уровне, который тем не менее был выше, чем у введенного метилированного гена или у эндогенного гена, присутствующего в фибробласте и также метилированного. На основании этих опытов можно сделать вывод, что у позвоночных метилирование ДНК используется для закрепления пути развития, выбранного иными способами.

В отдельных случаях можно с достаточной точностью определить, могут ли последовательности ДНК, транскрибируемые с высокой эффективностью в клетках одного типа, транскрибироваться в клетках позвоночных другого типа. Подобные эксперименты показали, что уровни транскрипции в двух типах клеток позвоночных иногда различаются более чем в 106 раз. Неэкспрессируемые гены позвоночных гораздо менее «расплывчаты» в отношении транскрипции, чем неэкс-прессируемые гены бактерий, у которых наибольшие известные различия в скорости транскрипции экспрессируемых и неэкспрессируемых генов не превышают 1000-кратный уровень. Способствуя дальнейшему снижению транскрипции генов, включенных иным способом, метилирование ДНК, по-видимому, вносит свой вклад в это различие.

10.3.18. CG-богатые островки позволяют выявить у млекопитающих около 30000 генов «домашнего хозяйства» [36] В ходе эволюции метилированные остатки в геноме имеют тенденцию к исчезновению, что объясняется специфическими особенностями механизма репарации. Дело в том, что случайное дезаминирование неметилированного цитозина приводит к возникновению урацила, который в норме не входит в состав ДНК и потому легко распознается ферментом репарации, вырезается и затем заменяется на цитозин. Последствиі случайного дезаминирования остатка 5-метилцитозина не могут быть устранены подобным образом, так как при дезаминировании 5-метил-С образуется тимин, который неотличим от других, немутантных остатков тимина, входящих в состав ДНК. Следовательно, в ходе эволюцш метилированные остатки цитозина в геноме имеют тенденцию превращаться в тимин.

После того, как около 400 млн. лет назад произошла дивергенциі позвоночных и беспозвоночных, подобным образом утерялось более трех из каждых четырех CG, что привело к значительному уменьшению содержания этого динуклеотида в геноме позвоночных. Оставшиеся Рис. 10-46. CG-островки в трех генах «домашнего хозяйства» млекопитающих. Прямоугольниками отмечен размер каждого островка, которые, как показано, окружают промоторы каждого гена. Следует отметить, что у большинства генов млекопитающих экзоны (выделены цветом) короче, нежели интроны. (По А. Р. Bird, Trends Genet. 3: 342-347, 1987.) последовательности CG очень неравномерно распределены по геному: существуют отдельные области длиной 1000-2000 нуклеотидов (СG островки), в которых содержание CG в 10-20 раз выше, чем в среднем по геному. Подобные островки окружают промоторы так называемых генов «домашнего хозяйства», т.е. тех генов, которые кодируют белки, необходимые для жизнедеятельности клетки и, следовательно, экспрессируемые в клетках любого типа (рис. 10-46). Эти гены можно противопоставить тканеспецифичным генам, кодирующим белки, присущие лишь строго определенным типам клеток.

Распределение CG-островков можно легко объяснить как побочный эффект развития системы метилирования CG, предназначенный для снижения экспрессии неактивных генов у позвоночных (рис. 10-47). В половых клетках все тканеспецифичные гены (за исключением тех, которые присущи яйцеклетке и спермию) неактивны и метилированы. За долгую эволюцию их метилированные CG были утеряны при случайном дезаминировании. Однако CG-последовательности в промоторных областях генов, активных в половых клетках (включая все гены «домашнего хозяйства»), оставались деметилированными и при спонтанном дезаминировании всегда репарировались. Полагают, что эти гены узнаются сайт специфическими ДНК-связывающими белками, которые присутствуют в половых клетках и удаляют любые метильные группы в области промоторов генов «домашнего хозяйства». Эксперименты с клонированными генами показывают, что лишь CG, входящие в состав CG-островков, остаются неметилированными, если в яйцеклетку мыши инъецировать совершенно неметилированную ДНК.

Известно, что геном млекопитающих (размером около 3 х 109 нуклеотидных пар) содержит около 30 000 CG-островков, каждый из которых имеет в длину около 1000 нуклеотидных пар. Большинство островков совпадает с 5'-концом транскрипционной единицы и таким образом, Рис. 10-47. Схема, иллюстрирующая заметную нехватку последовательностей CG и наличие CG-островков. Черными линиями отмечено расположение неметилированных динуклеотидов CG в последовательности ДНК, а красными линиями обозначены метилированные CG динуклеотиды. Метилированные гены беспозвоночных неизвестны.

по-видимому, с 5'-концом гена. В связи с тем, что ДНК, окружающую CG-островки, можно выделить и клонировать отдельно, относительно просто решается задача идентификации и характеристики жизненно важных генов (генов «домашнего хозяйства»). Вероятно, несколько десятков тысяч остальных генов являются тканеспецифичными и не экспрессируются в половых клетках. Так как большая часть их последовательностей CG утеряна, эти тканеспецифичные гены гораздо труднее выявить в геноме.

10.3.19. Сложный характер регуляции генов необходим для образования многоклеточного организма [37] Клетки эмбриона имеют много общего с компьютером, поскольку постоянно получают информацию о своем расположении в данный момент и объединяют эту информацию с поступившей ранее для того, чтобы на каждой стадии развития действовать соответствующим образом.

Изучение дрозофилы генетическими методами показало, что в образовании и поддержании основного плана строения тела участвует относительно небольшое число (порядка 100) генов, кодирующих главные регуляторные белки, взаимодействующие между собой. В любом многоклеточном организме подавляющее большинство генов (и жизненно важных, и тканеспецифичных), вероятно, регулируются посредством сложных контролирующих цепочек, исходящих от генов главных регуляторных белков. Если в регуляции генов эукариот центральную роль играют механизмы, сильно отличающиеся от бактериальных (например, механизмы, зависящие от прямого наследования структуры хроматина), можно ожидать, что именно эти механизмы контролируют некоторые гены главных белков-регуляторов.

В настоящее время ничего неизвестно о том, как осуществляется контроль за действием генов главных белков-регуляторов у позвоночных, однако начали появляться первые данные о том, как эти гены контролируются у дрозофилы. Например, гомеотические гены, определяющие разное развитие отдельных сегментов тела мухи, находятся в двух сложных локусах Antennapedia и Bithorax. Комплекс биторакса, ответственный за дифференцировку двух грудных сегментов и восьми сегментов брюшка, содержит три транскрипционные единицы, называемые Ubx, abd-A и abd-B. Каждая транскрипционная единица, по-видимому, кодирует семейство белков-регуляторов, образующихся в результате альтернативного сплайсинга РНК. Полагают, что кодирующие Рис. 10-48. Организация биторального комплекса у дрозофилы. В этой важной области хромосомы размером 300 000 нуклеотидных пар содержатся три гена - Ubx, abd-A и Abd-B. которые кодируют главные регуляторные белки, контролирующие развитие груди и брюшка.

Гомеотические мутации помогли выявить еще девять групп регуляторных последовательностей ДНК. Каждая из этих групп необходима для развития указанных парасегментов, а также других парасегментов, расположенных ближе к концу тела. Считается, что эти регуляторные последовательности ДНК действуют как энхансеры, контролируя экспрессию одного из близлежащих генов, а порядок их расположения на молекуле ДНК соответствует расположению тех сегментов тела, на которые они воздействуют (см. рис. 10-49). (По М. Peifer, F. Karch and W.

Bender, Genes Devel. 1: 891-898, 1987.) Рис. 10-49. Схема, объясняющая тачное соответствие между положением в хромосоме каждого регулирующего участка биторального гомплекса и расположением на теле мухи тех парасегментов, на которые оказывают влияние мутации в этой области. А. Контроль на уровне изменения структуры хроматина. Предполагается, что хроматин деконденсируется или же постепенно активируется во все более отдаленных парасегментах, таким образом, в парасегменте 5 открыта только регуляторная область вbх/bх, тогда как все остальные регуляторные участки экспонированы в самых удаленных парасегментах. находящихся под контролем того комплекса (парасегмент 13, см. рис. 10-48). На данном рисунке изображены лишь три парасегмента. Ген Ubx может образовывать несколько различных транскриптов (обозначенных здесь квадратиками и кружочками), отбор которых контролируется регуляторными областями. Таким образом, биторальный комплекс образует в каждом из парасегментов свою смесь белков-регуляторов (Б).

области этого комплекса содержат менее 20 000 нуклеотидных пар, тогда как регуляторные последовательности насчитывают приблизительно 300000 нуклеотидных пар. По-видимому, регуляторные области состоят из набора энхансеров, расположение которых по длине хромосомы соответствует расположению сегментов тела, подвергающихся действию этих энхансеров (рис. 10-48). Эти факты в совокупности с данными о строении тела мутантных мух, у которых один из энхансеров транслоцирован из одной части комплекса биторакса в другую, позволяют выдвинуть предположение о регуляции генов внутри комплекса биторакса на основе изменений в структуре хроматина. Согласно этому предположению, в клетках, образующих комплекс биторакса и расположенных все ближе к концу тела, последовательно открываются лежащие один за другим домены хроматина. Это дает возможность энхансерам, локализованным в данных доменах, активироваться в строгой очередности (рис. 10-49).

Весьма вероятно, что механизмы, контролирующие гены белков-регуляторов, не менее сложны.

Заключение В организме животных и растений функционируют механизмы, ответственные за то, что в разных клетках транскрибируются разные гены. Так как многие специализированные клетки обладают способностью поддерживать свои уникальные свойства при выращивании их в культуре, механизмы регуляции генов должны быть стабильными и наследуемыми. Прокариоты и дрожжи представляют собой весьма удобную модельную систему, с помощью которой можно изучать механизмы регуляции генов. Некоторые из этих механизмов могут также принимать участие в возникновении специализированных типов клеток у высших эукариот. Один из них - конкурентное взаимодействие между двумя или более главными белками-регуляторами, каждый из которых, подавляя образование другого, стимулирует свой собственный синтез.

Изучение экспрессии генов, сконструированных методами генной инженерии, а также фрагментов, встроившихся в случайные сайты генома трансгенных животных,, показало, что большая часть генов высших эукариот контролируется смесью диффундирующих белков регуляторов, уникальных для каждого типа клеток. Кроме того, на экспрессию генов у высших эукариот может влиять переход хроматина в более или менее конденсированное состояние;

у позвоночных транскрипцию неактивных генов подавляет метилирование. Однако для большинства генов эти дополнительные уровни контроля могут либо определяться, либо преодолеваться диффундирующими белками регуляторами. До сих пор неизвестно, каким образом контролируются гены, кодирующие главные белки-регуляторы, которые, собственно, и детерминируют у позвоночных тип клетки.

10.4. Посттранскрипционный контроль Хотя контроль активности большинства генов осуществляется главным образом на уровне инициации транскрипции, тем не менее и позже, в ходе передачи информации от РНК к белку, такой контроль происходит на самых разных этапах. Более того, вполне вероятно, что для некоторых генов каждая стадия их экспрессии находится под контролем. Большая часть сведений о посттранскрипционной регуляции получена лишь недавно, и механизм контроля на этом уровне изучен далеко не "Годностью.

В настоящем разделе речь идет о регуляции экспрессии гена после того, как РНК-полимераза связалась с его промотором и начала синтез РНК. Обсуждение ведется в той же последовательности, в какой регуляторные механизмы могут воздействовать на молекулу РНК после начала транскрипции.

10.4.1. Аттенуацня транскрипции приводит к преждевременной терминации синтеза некоторых молекул РНК [38] Феномен аттенуацни транскрипции изучали преимущественно на бактериях, где с помощью этого механизма регулируется экспрессия многих генов. Для осуществления регуляции такого типа в начале РНК-цепи должна присутствовать определенная последовательность нуклеотидов, которая позволяла бы молекуле РНК находиться в одной из двух возможных конформаций. Более стабильную конформацию имеет петля РНК, которая служит сигналом терминации для бактериальной РНК-полимеразы;

в результате синтез РНК преждевременно останавливается (см. рис. 5-6). Однако, если с определенной последовательностью расту- Рис. 10-50. Регуляция экспрессии генов с помощью аттенуации транскрипции у прокариот. По мере роста РНК-транскрипта за счет добавлення нукдеотидов к 3'-концу, РНК-транскрипт приобретает одну из двух указанных информации. Наиболее стабильной является конформация А, которая содержит две шпильки с двойной спиралью, возникшие при спаривании комплементарных оснований. В связи с тем, что за спиралью шпильки, образовавшейся при спаривании сайтов 3 и 4, следует серия U-нуклеотидов, шпилька служит сигналом терминации для бактериальной РНК-полимеразы. Конформация Б образуется, если с сайтом 1 на транскрипте РНК связывается регуляторный белок или рибосома, в результате свободный сайт 2 спаривается с сайтом 3, при этом сигнал терминации пропадает и образуется длинный функциональный транскрипт РНК, который и запускает экспрессию гена.

щей молекулы РНК связывается регуляторная молекула, цепь РНК приобретает такую конформацию, при которой сигнала терминации не образуется, а получается длинная функциональная молекула РНК (рис. 10-50), У бактерий таким регуляторним компонентом обычно служит рибосома, которая в процессе трансляции «садится» на растушую цепь РНК.

У эукариот аттенуация транскрипции участвует в регуляции небольшого числа генов. Так как в клеточном ядре функционально активные рибосомы отсутствуют, возможно, что с определенными последовательностями РНК связываются регуляторные молекулы, однако механизм аттенуации в клетках эукариот не изучен.

10- 10.4.2. Сплайсинг РНК может регулироваться таким образом, что один и тот же ген направляет синтез различных форм белка [39] Первоначально сплайсинг РНК был открыт у вируса. Оказалось, что из одного первичного транскрипта у него образуется несколько молекул мРНК, и, следовательно, синтезируется несколько разных белков (см. разд. 9.4.12). Многие гены высших эукариот образуют различные белки именно с помощью альтернативного сплайсинга РНК. Если в нескольких участках транскрнпта существуют различные точки сплайсинга, то один и тот же ген может служить матрицей для десятков различных белков. Обычно, однако, возможности сплайсинга ограничены и с каждого транскрипта транслируется лишь несколько белков.

В некоторых случаях альтернативный сплайсинг имеет место вследствие «двусмысленности интрона»: стандартный механизм удаления интронов не может четко различить две или более альтернативные пары 5'- и З'-сайтов сплайсирования, и, таким образом, в разных ситуациях случайно реализуются разные варианты. Подобная конститутивная форма альтернативного сплайсинга, по-видимому, ответственна за образование различных аномальных мРНК мутантного гена (3-глобина у некоторых лиц, страдающих -талассемией (см. рис. 9-86). Для других генов такая двусмысленность характерна и в норме, при этом во всех тканях, где ген экспрессируется, образуются кодируемые им разные версии одного и того же белка.

Во многих случаях регулируется именно альтернативный сплайсинг РНК, а не конститутивный. Отбор сайтов сплайсинга определяется клеткой. Следовательно, в разных клетках в соответствии с потребностями организма с одного и того же первичного транскрипта РНК могут транслироваться различные белки (или наборы белков). Таким образом, многие белки образуются в тканеспецифичных формах. Среди них компоненты 1) внеклеточного матрикса (фибронектин), 2) клеточного скелета (тропомиозин), 3) плазматической мембраны, 4) ядра (см, табл. 10-1) и 5) внутриклеточных путей клеточной сигнализации (С-киназа и тирозин-протеинкиназа, кодируемые протоонкогеном src;

рис. 10-51).

Как правило, замены экзонов, происходящие при альтернативном сплайсинге РНК, не приводят к появлению совершенно разных белков.

Вместо этого образуется серия белков, функции которых аналогичны. Их называют изоформамн. Изоформы белка модифицированы таким образом, чтобы они годились для конкретной ткани. Изменения в них могут определять, с какими другими белками будет взаимодействовать данная молекула, причем каталитические или структурные домены Рис. 10-51. При регуляторном альтернативном сплайсинге РНК с гена src считываются две несколько отличающиеся формы тирозин протеинкиназы. Экзон А включается в последовательность лишь в нервных тканях. Поскольку такая тканеспецифичность в сплайсинге сохранилась в ходе эволюции (характерна и для птиц, и для млекопитающих), можно предположить, что наблюдаемая разница в белках, кодируемых геном src, весьма важна для биологической активности этого регуляторного белка. На рисунке указаны только экзоны, кодирующие белок (экзон 1 формирует 5'-лидерную последовательность мРНК). (По J. В. Levy et al., Моl. Cell Biol. 7: 4142-4145, 1987.) остаются прежними. Например, одна и та же транскрипционная единица в клетках щитовидной железы дает начало кальцитонину, а в клетках нервной ткани - далекому от него по свойствам пептидному гормон (CGRP - calcitonin-gene-related peptide).

10.4.3. Альтернативный сплайсинг РНК может использоваться для включения и выключения генов [40] Некоторые гены постоянно транскрибируются во всех клетках, однако из-за существования конститутивного сплайсинга образуемая мРНК кодирует нефункционирующий белок, и ген экспрессируется лишь в тех клетках, где происходит специализированная реакция сплайсинга.

Pages:     | 1 |   ...   | 3 | 4 || 6 | 7 |   ...   | 13 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.