WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     | 1 |   ...   | 7 | 8 || 10 | 11 |

«1 Молекулярная биология клетки 2 Molecular Bruce Alberts, Dennis Bray, Biology Julian Lewis, Martin Raff, of the Cell Keith Roberts, James D. Watson SECOND EDITION Garland Publishing, Inc. ...»

-- [ Страница 9 ] --

благодаря этому ферменту внутриклеточная концентрация Na+ сохраняется на низком уровне. Соседние клетки соприкасаются между собой, образуя непроницаемые контакты (называемые плотными контактами), обладающие двоякими функциями в представленном здесь процессе транспорта. Эти контакты препятствуют проникновению растворов в щели между клетками эпителия и способствуют возникновению градиента глюкозы через слой эпителиальных клеток. Плотные контакты также служат барьером внутри плазматической мембраны, препятствующим диффузии молекул по поверхности мембраны. Благодаря им различные белки-переносчики удерживаются в соответствующих мембранных доменах (см. рис. 6-36).

Рис. 6-53. Активный транспорт Сахаров внутрь бактериальных клеток за счет направленного переноса групп. Специальная «фосфотрансферазная система белков» в бактериальной мембране фосфорилирует сахар сразу после переноса его через мембрану. Донором фосфата служит фосфоенолпируват, а не АТР.

Во многих эпителиальных клетках площадь плазматической мембраны намного увеличена за счет существования тысяч микроворсинок, выступающих с апикальной поверхности в виде тонких пальцевидных образований (рис. 6-52). Такие микроворсинки могут увеличивать общую площадь всасывающей поверхности в 25 раз, тем самым значительно повышая транспортные возможности клетки. Апикальная поверхность эпителиальной клетки кишечника является также местом, где локализованы иммобилизованные гидролитические ферменты, участвующие в конечных стадиях переваривания пищи. Увеличение площади поверхности эпителия за счет микроворсинок в значительной степени способствует перевариванию и всасыванию пищи.

6.4.12. Активный транспорт в бактериях может идти путем векторного переноса групп [29] Как мы теперь знаем, активный транспорт в клетках может приводиться в действие светом (например, в бактериородопсине), гидролизом АТР или же ионными градиентами. Четвертый путь, используемый некоторыми бактериями, состоит в том, чтобы молекулу, вошедшую в клетку посредством пассивного транспорта, «поймать в капкан» с помощью химической модификации, которая не дает возможности молекуле выйти обратно тем же путем. Например, сахара после переноса через плазматическую мембрану некоторых бактерий фосфорилируются. В результате такой модификации они становятся заряженными, не могут выйти обратно и поэтому накапливаются в клетке. Более того, вследствие фосфорилирования транспортируемых Сахаров концентрация их нефосфорилированных аналогов внутри клетки остается очень низкой, так что градиент концентрации сахара продолжает «вталкивать» эти молекулы в клетку. Поскольку фосфатные группы переносятся на молекулы растворенных веществ после их транспорта, этот тип активного транспорта называют векторным или направленным переносом групп. В большинстве хорошо изученных примеров механизм фосфорилирования достаточно сложен и тщательно регулируется. В нем принимают участие по крайней мере четыре отдельных мембранных белка, а в качестве донора высокоэнергетического фосфата используется фосфоенолпируват, а не АТР (рис. 6-53).

6.4.13. Гактерии с двойными мембранами обладают транспортными системами, которые зависят от водорастворимых субстрат связывающих белков [30] Как уже упоминалось выше, плазматические мембраны всех бактерий содержат белки-переносчики, использующие градиент ионов Н+ для Рис. 6-54. Схематическое изображение небольшого участка двойной мембраны бактерий Е. соli. Внутренняя мембрана -это клеточная плазматическая мембрана. Между внутренней и внешней липидными бислойными мембранами находится высокопористый, упругий пептидогликан, состоящий из белков и полисахаридов, входящих в клеточные стенки бактерий. Он присоединен к липопротеиновым молекулам внешней мембраны и заполняет периплазматическое пространство. В нем содержатся различные растворимые белки. Темные нити на поверхности внешней мембраны представляют собой полисахаридные цепи специальных липополисахаридных молекул, образующих внешний монослой верхней мембраны. Для простоты показаны лишь несколько цепей. Бактерии с двойной мембраной называются грамотрицателъными, поскольку они не окрашиваются темно-синей краской по Граму. Бактерии с одной мембраной (но с толстыми клеточными стенками), например, стафиллококки или стрептококки, окрашиваются по Граму и называются грамположительными. Их единственная мембрана аналогична внутренней мембране грамотрицательных бактерий.

перекачки различных питательных веществ внутрь клетки. Однако многие бактерии, включая Е. coli, имеют еще и окружающую их внешнюю мембрану, через которую растворенные вещества с молекулярной массой до 600 дальтон могут относительно свободно проникать через различные каналообразующие белки (известные под общим названием порины) (рис. 6-54). У этих бактерий для переноса некоторых Сахаров, аминокислот и мелких пептидов через внутреннюю (плазматическую) мембрану существует двухкомпонентная транспортная система, использующая водорастворимые белки, локализованные в периплазматическом пространстве между двумя мембранами. Такие периплазматические субстрат связывающие белки присоединяют к себе специфические молекулы, которые нужно перенести через мембрану. При этом конформация белков меняется, что позволяет им связываться с другим компонентом транспортной системы - трансмембранным белком-переносчиком, находящимся во внутренней мембране (рис. 6-55). По-видимому, субстрат-связывающие белки передают присоединенное к ним растворенное вещество специальному белку-переносчику, который затем использует энергию гидролиза АТР для переноса его через внутреннюю мембрану. Те же самые периплазматические субстрат-связывающие белки служат и в качестве рецепторов в хемотаксисе -адаптивном процессе, позволяющем бактериям перемещаться в направлении более высокой концентрации специфического питательного вещества.

Теперь же мы вновь обратимся к каналообразующим белкам.

6.4.14. Белковые каналы образуют в плазматической мембране поры [31] В отличие от белков-переносчиков белковые каналы (или каналообразующие белки) формируют в мембранах поры, заполненные водой. При этом каналообразующие белки внешних мембран бактерий (а также митохондрий и хлоропластов) образуют большие, относительно неспецифичные поры, а в плазматических мембранах животных и растительных клеток эти поры малы по размеру и высоко специфичны. Почти все белковые каналы служат для специфического транспорта ионов и обсуждаются здесь под названием ионных каналов. Ионные каналы обеспечивают перенос приблизительно 106 ионов в секунду, что более чем в 100 раз больше скорости транспорта, осуществляемого любым из известных белков-переносчиков. Ионные каналы никогда не работают совместно Рис. 6-55. Транспортная система, зависящая от периплазматических субстрат-связывающих белков в бактериях с двойной мембраной.

Растворенные вещества диффундируют через каналообразующие белки (порины), находящиеся во внешней мембране, и связываются с периплазматическими субстрат-связывающими белками. При этом белки испытывают конформационные изменения, приобретая способность связываться с белками-переносчиками плазматической мембраны, которые затем перехватывают субстрат и активно транспортируют его через бислой. Эта стадия опосредуется гидролизом АТР. Пептидогликаны для простоты не показаны. Их пористая структура позволяет субстрат связывающим белкам и водорастворимым веществам двигаться путем простой диффузии.

с источником энергии;

осуществляемый ими транспорт всегда пассивный («с горки») и позволяет специфическим ионам, главным образом Na+, К+, Са2+ или С1-, диффундировать по их электрохимическим градиентам через липидный бислой.

Белковые каналы плазматической мембраны обладают ионной селективностью, т. е. позволяют диффундировать через них только ионам определенного вида. По-видимому, поры должны быть достаточно узкими, чтобы ионы находились в тесном контакте с их стенками и чтобы проходить могли только те из них, которые имеют подходящий размер и заряд. Скорее всего на этом пути ионам приходится терять большинство или даже все ассоциированные с ними молекулы воды. Эти два обстоятельства накладывают ограничение на скорость диффузии через канал и делают его селективным фильтром, допускающим прохождение только ионов определенного типа. Таким образом, при увеличении концентрации ионов их поток через канал возрастает пропорционально, но лишь до определенного предела.

Другой особенностью, отличающей ионные каналы от простых пор, заполненных водой, является то, что они открыты не все время. Как показано на рис. 6-56, каналы имеют «ворота», которые открываются на Рис. 6-56. Схематическое изображение воротного ионного канала в закрытой и открытой конформациях. Трансмембранный белок, показанный в разрезе, образует в липидном бислое заполненную водой сквозную пору при открытых воротах. В состав стенок поры входят, видимо, гидрофильные аминокислотные остатки. Гидрофобные остатки взаимодействуют с липидным бислоем. Ионная селективность канала определяется самым узким его местом. Временное открытие ворот вызывается специфическим возмущением мембраны, различным для разных каналов (обсуждается в тексте). Положение ворот и ионного селективного фильтра для большинства каналов неизвестно.

короткое время, а затем закрываются. В большинстве случаев ворота открываются в ответ на специфические возмущения мембраны. Среди них наиболее известны в настоящее время изменение мембранного потенциала (потенциал-зависимые воротные каналы), механическая стимуляция (механически открываемые каналы - см. разд. 19.6.3) или связывание сигнальных молекул (лиганд-зависимые воротные каналы). Сигнальными лигандами могут быть либо внеклеточные посредники, называемые нейротрансмиттерами или нейромедиаторами (нейротрансмиттер зависимые каналы), либо внутриклеточные посредники, например ионы (ион-зависимые каналы - см. разд. 21.1.1.), нуклеотиды (нуклеотид зависимые каналы - см. разд. 3.3.5) или GTP-связывающие регуляторные белки (G-белок-регулируемые каналы - см. разд. 12.3.12).

На сегодняшний день известно уже около 50 видов ионных каналов. И в настоящее время продолжают открывать все новые их виды.

Ионные каналы ответственны за электрическую возбудимость нервных и мышечных клеток;

они осуществляют большинство форм передачи электрических сигналов в нервной системе. Отдельная нервная клетка обычно содержит более пяти видов ионных каналов. Однако такие каналы присущи не только электрически возбудимым клеткам. Они есть у всех животных клеток и обнаруживаются в некоторых клетках растений и микроорганизмов. Именно эти каналы, например, ответственны за закрывание листьев в ответ на раздражение у мимозы или за изменение направления движения на обратное у одноклеточного Paramecium.

Видимо, наиболее распространенными ионными каналами являются те, которые проницаемы главным образом для К+. Они обнаружены в плазматических мембранах почти всех животных клеток. Поскольку для их открывания скорее всего не требуется специфических мембранных возмущений, их называют иногда калиевыми проточными каналами. Эти каналы играют ключевую роль в установлении мембранного потенциала - разности электрического напряжения, наблюдающейся на двух сторонах всех типов мембран.

6- 6- 6.4.15. Мембранный потенциал зависит от К+-проточных каналов и градиента К+ через мембрану [32] Мембранный потенциал зависит от распределения ионов на обеих сторонах мембраны. Выше уже шла речь о том, что (Na+ +К+)-АТРаза способствует установлению осмотического равновесия в клетке за счет поддержания низкой внутриклеточной концентрации Na+. Из-за низкой концентрации натрия внутри клетки необходим избыток других катионов, чтобы сбалансировать заряд фиксированных клеточных анионов - отрицательно заряженных органических молекул, находящихся внутри клетки. Эту роль выполняют главным образом ионы калия благодаря К+ проточным каналам, которые обеспечивают свободный переход этих ионов через мембрану и позволяют им засасываться внутрь клетки за счет отрицательного заряда фиксированных анионов (даже при отсутствии какой бы то ни было работы (Na+ + К+ )-АТРазы. Таким образом, устанавливается равновесие, при котором электрическая сила, «втягивающая» ионы калия внутрь клетки, уравновешивается стремлением К+ вытекать из клетки по градиенту концентрации. Мембранный потенциал является выражением этой электрической энергии и его величина может быть рассчитана из крутизны градиента концентрации К+, необходимой для уравновешивания электрических сил. Поясним на таком примере.

Предположим, что электрический градиент через плазматическую мембрану первоначально отсутствует (т. е. мембранный потенциал равен нулю), но концентрация К+ внутри клетки выше (для уравновешивания УРАВНЕНИЕ НЕРНСТА И ПОТОК ИОНОВ Поток любых ионов через белковый мембранный канал зависит от их электрохимического градиента. Этот градиент представляет собой комбинацию двух компонентов: градиента напряжения и градиента концентрации ионов через мембрану. Когда эти две составляющие уравновешивают друг друга, электрохимический градиент для данного иона равен нулю. Это значит, что суммарный поток ионов через канал будет отсутствовать. Градиент напряжения (мембранный потенциал), при котором наблюдается такое равновесие, называется потенциалом равновесия. Он может быть вычислен из уравнения, которое будет выведено ниже и называется уравнением Нернста.

Уравнение Нернста V = RT/ zF lnC0/Ci, где V — потенциал равновесия в вольтах (потенциал внутри клетки минус потенциал снаружи), C0 и Сi — внешняя и внутренняя концентрация ионов, соответственно, R — универсальная газовая постоянная (2 кал х моль-1 х °К) Т — абсолютная температура (°К), F — постоянная Фарадея (2,3 х 104 кал х В-1 х моль-1), z — заряд иона.

Уравнение Нерста выводится следующим образом: молекулы в растворе всегда движутся из области с высокой концентрацией в область с низкой. Следовательно, движение по градиенту концентрации сопровождается понижением свободной энергии (G < 0), тогда как движение против градиента концентрации ведет к возрастанию свободной энергии (G > 0). (Понятие свободной энергии вводится и обсуждается на схеме 2-7.). Изменение свободной энергии на моль растворенного вещества, перенесенного через мембрану (Gconc) равно — RT lnC0/Ci. Если растворенным веществом являются ионы, то их перемещение внутрь клетки через мембрану (со скачком напряжения на ней, равным V) будет вызывать дополнительное изменение свободной энергии (на моль перемещенного вещества) G = -zFV. При условии равновесия Gconc + Gvolt = 0 распределение ионов на двух сторонах Мембраны будет равновесным. Таким образом, zF - RT lnC0/Ci = 0, и, следовательно, V = RT/zF In C0/Ci = 2,3 RT/zF Ig Co/Ci.

Для одновалентных ионов 2,3 RT/F - 58 мВ при 20°С и 61,5 мВ при 37°С.

Поэтому, когда мембранный потенциал имеет значение 61,5 lg( [К+]0/ [К+],) милливольт (-89 мВ, когда [К+] о = 5 мМ и [К+] = мВ), он является потенциалом равновесия для К+ (Vk), при котором отсутствует суммарный ток К через мембрану. Аналогично, когда мембранный потенциал имеет значение 61,5 Ig ( [Na+ ]o/ [Na+ ]i) — равновесный потенциал для Na+ (VNa), отсутствует ток Na+. Для типичной клетки Vk колеблется от — 70 мВ до — 100 мВ, a VNa от +50 мВ до +65 мВ.

Для какого-либо отдельного мембранного потенциала VM, суммарная сила, стремящаяся вывести отдельный тип ионов из клетки, пропорциональна разнице между VM и равновесным потенциалом для этих ионов. Например, для K+ : VM — Vk и для Na+: VM — VNа. Реальный ток, осуществляемый каждым видом ионов зависит не только от движущей силы, но также и от степени проницаемости мембраны для данного иона через каналы, которая есть функция проводимости каналов для данного иона. Если проводимость набора каналов для К+ и Na+ соответственно gК и gNa, из закона Ома следует, что токи К+ и Na+ соответственно будут равны gК ( Vм - Vк) и gNa (VM - VNa) (пpoводимость есть величина, обратная сопротивлению, а единица измерения, обратная ому, есть сименс, S). Большинство индивидуальных ионных каналов имеет проводимость в пределах 1 — 150 х 10-12 S или 1 — 150 pS). При мембранном потенциале покоя в большинстве клеток К -каналы являются основным типом открытых каналов. Поэтому gk доминирует в общей проводимости мембраны. В процессе возникновения потенциала действия в нервных или мышечных клетках открывается на короткое время множество потенциал-зависимых Nа+-каналов, в результате проводимость gNa становится доминирующей в общей проводимости мембраны.

Схема 6-2. Вывод уравнения Нернста.

заряда фиксированных анионов), чем снаружи. В этом случае ионы калия будут стремиться выйти из клетки через проточные К+-каналы по направлению градиента их концентрации. Если ионы выйдут из клетки, то внутри останется отрицательный заряд и, таким образом, возникнет электрическое поле, другими словами, мембранный потенциал, стремящийся вернуть ионы К+ в клетку. Вытекание ионов калия прекратится, как только образовавшийся мембранный потенциал достигнет значения, при котором электрическая движущая сила, действующая на ионы калия, точно уравновесит действие градиента концентрации К+, т.е. когда электрохимический градиент ионов калия окажется равным нулю. Таким же образом создается одновременно и равновесие для ионов Сl-, но, поскольку их заряд отрицательный, они удерживаются вне клетки. Равновесные условия, при которых отсутствует электрический ток через мембрану, определяют клеточный мембранный потенциал покоя. Существует простая, но очень важная формула, количественно выражающая условия равновесия - уравнение Нернста. Как показано на схеме 6-2, она позволяет рассчитать мембранный потенциал покоя, если известно соотношение внутренней и внешней концентраций ионов.

Для того чтобы установился мембранный потенциал, достаточно перенести через мембрану совсем небольшое количество ионов. Таким образом, мембранный потенциал можно представить себе как перемещение зарядов, оставляющее концентрации ионов практически неизменными.

В результате происходит лишь небольшое перераспределение числа положительно и отрицательно заряженных ионов между сторонами мембраны (рис. 6-57). Более того, это перемещение зарядов происходит очень быстро, за несколько миллисекунд или даже быстрее.

Рассмотрим, что случится, если инактивировать (Na+ + К+ )-АТРазу. Прежде всего произойдет небольшое быстрое падение мембранного потенциала, поскольку (Na+ + К+)-насос является электрогенным и в активном состоянии вносит свой вклад в мембранный потенциал (см. разд.

6.4.6). Однако выключение этого насоса не приводит к исчезновению главного компонента потенциала покоя, основанного на механизме уравновешивания ионами калия (как описано выше). Он существует до тех пор, пока концентрация Na+ внутри клетки остается низкой, т.е. многие минуты. Но поскольку плазматическая мембрана хоть и плохо, все же проницаема для ионов Na+, то Na+ будет медленно входить внутрь клетки по своему электрохимическому градиенту. Приток натрия уменьшает мембранный потенциал и, таким образом, вызывает дополнительный отток ионов К+ из клетки. В это время нарушается осмотическое равновесие (см. разд. 6.4.6), но, если клетка не лопнула, со временем установится новое состояние равновесия между ионами Na+, К+ и С1-. При этом мембранный потенциал будет намного ниже, чем в нормальной клетке с активным (Na+ + К+ )-насосом.

Точное равенство зарядов на обеих сторонах Несколько положительно заряженных ионов (цветные) пересекли мембрану справа налево, мембраны;

мембранный потенциал = 0 оставив с другой стороны отрицательно заряженные противоионы (цветные);

при этом мембранный потенциал отличен от нуля Рис. 6-57. Небольшой поток ионов несет достаточный заряд для создания большого изменения мембранного потенциала. Ионы, определяющие мембранный потенциал, располагаются вблизи мембраны, удерживаясь за счет взаимодействия с противоионами другой стороны мембраны. Для типичной клетки 1 микрокулон заряда (6 х 1012 одновалентных иона) на 1 см2 мембраны, перенесенный с одной стороны на другую, изменит мембранный потенциал примерно на I В. Это значит, что для сферической клетки диаметром 10 мкм вытекание из клетки лишь 1/100000 доли ионов К+ будет изменять потенциал на 100 мВ.

Разность потенциалов на сторонах плазматической мембраны клетки, находящейся в покое, варьирует в зависимости от организма или типа клеток от — 20 мВ до — 200 мВ. Хотя градиент К+ всегда вносит наибольший вклад в этот потенциал, значительным эффектом обладают также и градиенты других ионов (плюс неравновесные эффекты ионных насосов). Чем более проницаема мембрана для данного иона, тем в большей степени мембранный потенциал зависит от равновесных условий для этого иона. Следовательно, практически при любом изменении проницаемости мембраны для ионов происходит изменение и мембранного потенциала. Это ключевой принцип, связывающий электрическую возбудимость клеток с активностью ионных каналов.

6- 6.4.16. Потенциал-зависимые воротные ионные каналы ответственны за электрическую возбудимость нервных и мышечных клеток [33] В плазматических мембранах электрически возбудимых клеток (главным образом нервных и мышечных) содержится множество потенциал-зависимых воротных ионных каналов, ответственных за генерацию потенциалов действия - быстрых, скоротечных самораспространяющихся электрических возбуждений мембраны. Этот процесс начинается при деполяризации мембраны - смещении мембранного потенциала к менее отрицательному значению. Стимул, который вызывает моментальную частичную деполяризацию, сразу же открывает потенциал-зависимые воротные Na +-каналы, что позволяет небольшому количеству Na+ войти в клетку. Приток положительных зарядов в свою очередь деполяризует мембрану еще больше, приводя к открыванию других Na+-каналов, пропускающих дополнительное количество ионов натрия и, таким образом, дальнейшую деполяризацию. Этот процесс продолжается до тех пор, пока потенциал локального участка мембраны не изменится от своего значения покоя около — 70 мВ до равновесного потенциала Na+, равного примерно + 50 мВ (см. схему 6-2). При этом значении, когда суммарный электрохимический потенциал Na+ равен нулю, клетки пришли бы в новое состояние равновесия (или покоя), в котором все натриевые каналы перманентно открыты, если бы открытая конформация канала была стабильной. Однако клетки защищены от такого непрерывного электрического спазма, поскольку Na+-каналы находятся под контролем автоматического инактивирующего механизма. Они быстро закрываются после открытия, несмотря на деполяризацию мембраны. В таком инактивированном состоянии каналы не могут вновь открыться до тех пор, пока не пройдет несколько миллисекунд после падения мембранного потенциала до первоначального отрицательного значения. На рис.

Рис. 6-58. Потенциал-зависимый Na +-канал может находиться в одном из трех по крайней мере состояний (конформаций). Внутренние силы, представленные здесь в виде взаимодействия зарядов, находящихся на различных сторонах канала, стабилизируют каждое состояние и защищают от влияния небольших возмущений. Однако взаимодействия с другими молекулами могут привести к переходу из одного состояния канала в другое. Состояние с наименьшей энергией определяется мембранным потенциалом, так как различные конформаций имеют различное распределение зарядов. В состоянии покоя (мембрана сильно поляризована) канал закрыт, но не инактивирован. Это наиболее стабильное состояние с наименьшей свободной энергией. При деполяризации мембраны более низкой энергией будет обладать открытая конформация и, следовательно, канал откроется. Но свободная энергия инактивированного состояния еще ниже и после некоторого случайного периода времени в открытом состоянии канал переходит в инактивированное состояние. Таким образом, открытая конформация соответствует метастабильному состоянию, существующему недолго. Черные стрелки показывают последовательность событий при деполяризации мембраны, а красная стрелка обозначает возврат в первоначальное состояние с наименьшей свободной энергией после реполяризации мембраны.

Рис. 6-59. Индукция потенциала действия коротким электрическим импульсом (показан на верхнем графике). Импульс частично деполяризует мембрану (средний график). Сплошная линия на графике мембранного потенциала показывает возникновение потенциала действия при открывании и последующей инактивации потенциал-зависимых Na+-каналов. Мембранный потенциал автоматически возвращается к своему первоначальному значению — 70 мВ при закрытии Na+-каналов благодаря непрерывному вытеканию К+ через К -каналы. Возникновение второго потенциала действия невозможно до тех пор, пока Na+-каналы (их состояния показаны внизу) не вернутся в закрытое, но не инактивированное состояние (см.

рис. 6-58). До этого мембрана остается нечувствительной к раздражению. Прерывистая линия показывает релаксацию мембранного потенциала при слабых воздействиях, не приводящих к открыванию каналов.

6-58 схематически изображены эти три различных состояния потенциал-зависимого воротного Na+-канала - закрытое, но не инактивированное, открытое и инактивированное. Рис. 6-59 показывает, как этот канал работает при повышении и понижении потенциала действия.

Рассмотренный выше процесс образования потенциала действия относится лишь к небольшому участку плазматической мембраны.

Однако самоусиливающейся деполяризации этого участка достаточно для деполяризации соседних областей мембраны, которые вовлекаются при этом в тот же цикл генерации потенциала действия. Таким образом, потенциал действия распространяется от первоначального участка деполяризации по всей плазматической мембране. Более детальное рассмотрение функций и свойств потенциала действия приводится в гл. 19.

В нейронах и мышечных клетках имеется несколько тысяч потенциал-зависимых Na+-каналов. Ток, протекающий через мембрану, - это сумма всех микротоков через каждый канал. Суммарный ток можно записать с помощью микроэлектрода (см. разд. 19.2.3). Однако существует возможность зарегистрировать и токи, протекающие через индивидуальные каналы. Это делают с помощью специальной техники, позволяющей выделить совсем небольшой участок мембраны, который содержит лишь несколько каналов, и записать затем протекающие через него токи. Такая методика (patch-clamp) дает более детальную картину работы этих каналов.

6- 6.4.17. Регистрация токов, проходящих через изолированный участок мембраны, показывает, что индивидуальные Na+-каналы открываются по принципу «все или ничего» [34].

Разработка метода patch-clamp позволила существенно продвинуться в изучении ионных каналов. С помощью этого метода можно анализировать транспорт через единичную молекулу белкового канала, находящегося на маленьком участке мембраны (рис. 6-60), записывать сигналы от ионных каналов любых типов клеток, включая и электрически невозбудимые. Многие из этих клеток, например дрожжевые, слишком малы, чтобы исследовать их традиционным методом электрофизиологов - введением внутриклеточных электродов.

Регистрация сигналов методом patch-clamp показала, что индивидуальные Na+-каналы открываются по принципу «все или ничего». В открытом состоянии их проводимость не меняется, а времена открывания и закрывания случайны. Поэтому суммарный ток, протекающий через большую популяцию Na+-каналов мембраны целой клетки дает представление не о степени открытия индивидуального канала, а лишь о средней вероятности того, что он открыт (рис. 6-61).

Явление потенциал-зависимого открывания и закрывания можно понять исходя из простых физических принципов. Внутри покоящейся нервной или мышечной клетки электрический потенциал на 50- 100 мВ ниже, чем снаружи. Такая разность потенциалов на двух сторонах мембраны может показаться незначительной, однако, учитывая, что толщина мембраны составляет всего лишь около 5 нм, градиент оказывается равным примерно 100 000 В/см. Следовательно, мембранные белки находятся в очень сильном электрическом поле. Естественно, мембранные белки, как и все другие, содержат на своей поверхности некоторое количество заряженных групп. Электрическое поле увеличивает силы, действующие на структуру молекулы. На многие мембранные белки изменения электрического поля через мембрану не оказывают значительного влияния. Ионные каналы, однако, приобрели в процессе эволюции тонкую сбалансированную чувствительность к электрическому полю: они могут принимать несколько альтернативных конформаций, стабильность которых зависит от величины электрического поля. Малые возмущения не отражаются на конформации каналов, но при достаточно сильных воздействиях, например случайных тепловых движениях окружающих молекул, может произойти и переход к другой конформации (см. рис. 6-58).

Функции потенциал-зависимых Na+-каналов специфически блокируются двумя паралитическими ядами: тетродотоксином (ТТХ), получаемым из иглобрюхих рыб и сакситоксином, который выделяют из определенных видов морских динофлагеллят. Из-за высокой аффинности и специфичности эти токсины оказались незаменимыми для фармакологических исследований, подсчета числа Na+-каналов в мембране и для очистки этих каналов. Было показано, что в плазматической мембране клеток скелетных мышц находится лишь несколько сотен Na+ -каналов на мкм2, т.е. один канал на 10 000 молекул фосфолипидов. Несмотря на такую малую плотность каналов, эти мембраны электрически возбудимы, поскольку каждый канал обладает высокой проводимостью, пропуская более 8000 ионов за 1 миллисекунду.

В 1984 году была определена нуклеотидная последовательность ДНК, детерминирующая образование потенциал-зависимого Na+ -канала (у угря). Установлено, что она кодирует одну длинную полипептидную цепь (около 1800 аминокислотных остатков), содержащую четыре гомологичных трансмембранных домена (каждый из которых имел в своем составе шесть предполагаемых -спиралей, пронизывающих мембрану).

Эти спирали, по-видимому, взаимодействуют друг с другом, образуя стенки поры, заполненной водой. Совсем недавно был секвенирован ген, кодирующий потенциал-зависимый Са2+-канал. Оказалось, что это также длинный полипептид, первичная структура которого высоко гомологична обнаруженной для Na+-канала. Весьма вероятно, что потенциал-зависимые ионные каналы относятся к семейству эволюционно и структурно родственных белков. В каждом из этих каналов один из Рис. 6-60. Запись сигналов методом patch-clamp. Благодаря плотному соединению между микропипеткой и мембраной ток может течь только через каналы, имеющиеся в участке мембраны, закрывающей кончик пипетки. Запись протекающего тока можно сделать как в случае А (в интактной клетке), так и в случае Б (удалив участок мембраны). Преимущества варианта Б состоят в легкости изменения условий с любой стороны мембраны для изучения воздействия различных растворов на поведение канала. Ориентацию удаленного участка мембраны можно изменить на противоположную (см. также рис. 4-33 и 4-34).

Рис. 6-61. Запись тока, протекающего через единичный потенциал-зависимый Na +-канал, находящийся в крошечном участке плазматической мембраны мышечной клетки эмбриона крысы (см. рис. 6-60). Мембрану деполяризуют импульсом (А). Три графика тока (Б) получены в трех экспериментах с одним и тем же участком мембраны. Каждое существенное изменение тока соответствует открытию и закрытию одного канала.

Сравнение показывает, что время открытию и закрытию может существенно варьировать, при этом скорость протекания зарядов через канал остается практически постоянной. Маленькие флуктуации при записи тока являются электрическим шумом записывающей аппаратуры.

Суммарный ток, записанный в 144 повторяющихся экспериментах, показан на В. Он эквивалентен току Na+ через относительно большой участок мембраны, содержащий 144 канала. Сравнение Б и В показывает, что суммарный ток отражает вероятность открывания индивидуального канала.

Эта вероятность со временем уменьшается, так как каналы деполяризованной мембраны переходят в инактивированную конформацию. Кинетика открывания и инактивации каналов мышечной клетки эмбриона намного медленнее, чем у типичной нервной клетки. (По данным J. Patlak и R.

Horn, J. Gen. Physiol., 79, 333-351, 1982, с разрешения Rockefeller University Press.) предполагаемых трансмембранных сегментов содержит положительно заряженные аминокислотные остатки, разделенные между собой регулярными промежутками. Не исключено, что эти остатки вместе обладают функцией сенсора потенциала, обеспечивая открывание канала в ответ на достаточную деполяризацию мембраны (см. рис. 6-58).

Намного больше известно о структуре другого класса ионных каналов, открывающихся в ответ на связывание специфических нейротрансмиттеров, а не на изменения мембранного потенциала. Эти трансмиттер-зависимые ионные каналы также принадлежат к одной группе + родственных белков. Однако в отличие от потенциал-зависимых Na - и Са2+-каналов, каждый из которых образован одной длинной полипептидной цепью, все изученные трансмиттер-зависимые ионные каналы построены из нескольких гомологичных субъединиц.

6.4.18. Ацетилхолиновый рецептор - это трансмиттер-зависимый катионный канал [35] Трансмиттер-зависимые ионные каналы приспособлены для превращения внеклеточных химических сигналов в электрические сигналы.

Они располагаются обычно в специализированных соединениях (называемых химическими синапсами), расположенных между нервными клетками и клетками-мишенями. Эти каналы концентрируются на плазматической мембране клетки-мишени в области синапса. Каналы способны открываться на некоторое время в ответ на связывание нейротрансмиттера, высвобождаемого нервным окончанием. При этом меняется проницаемость постсинаптической мембраны клетки-мишени (рис. 6-62). В отличие от потенциал-зависимых каналов, ответственных за возникновение потенциалов действия, трансмиттер-зависимые каналы относительно нечувствительны к мембранному потенциалу и поэтому неспособны к самоусиливающемуся возбуждению. Вместо этого они изменяют проницаемость мембраны и, следовательно, влияют на мембранный потенциал. Величина этого изменения зависит от того, сколько трансмиттера высвободилось в синапсе и в течение какого времени он там присутствует. Ясно, что потенциал действия может возникнуть только при условии, что потенциал-зависимые каналы также присутствуют в этой же мембране клетки-мишени.

Кроме характерной ионной селективности каждый трансмиттер-зависимый канал обладает высокоспецифичным участком связывания своего Рис. 6-62. Химический синапс. Приходящий к нервному окончанию потенциал действия стимулирует высвобождение нейротрансмиттера, содержащегося в секреторных пузырьках и высвобождаемого из клетки при слиянии пузырьков с плазматической мембраной нервного окончания.

Высвобожденный нейротрансмиттер связывается с трансмиттер-зависимыми ионными каналами, сконцентрированными на плазматической мембране постсинаптической клетки, и открывает их. В результате тока ионов изменяется мембранный потенциал клетки-мишени. Таким образом происходит передача нервного сигнала.

Рис. 6-63. Три конформации ацетилхолинового рецептора. Связывание двух молекул ацетилхолина открывает ворота трансмиттер-зависимого ионного канала. Но, по-видимому, даже при связанном ацетилхолине рецептор остается открытым непродолжительное время, а затем закрывается.

Ацетилхолин отсоединяется от рецептора, возвращая его в первоначальное состояние.

нейротрансмиттера. Примером наиболее изученного трансмиттер-зависимого канала может служить ацетилхолиновый рецептор клеток скелетных мышц. Этот канал временно открывается при действии ацетилхолина, нейротрансмиттера высвобождаемого из нервного окончания в нервно-мышечное соединение (см. разд. 19.3.1). Ацетилхолиновый рецептор занимает особое место в истории изучения ионных каналов. Он был первым ионным каналом, выделенным в чистом виде, именно у него впервые была определена полная аминокислотная последовательность, ацетилхолиновый рецептор оказался первым каналом, для которого удалось добиться функциональной активности после реконструкции в синтетическом липидном бислое, и, наконец, первым каналом, у которого был записан электрический сигнал, получаемый при открывании одного канала. Ген этого канала также оказался первым из генов белков-каналов, которые были выделены, клонированы и секвенированы. Успех в изучении этого рецептора стал возможен по двум по крайней мере причинам. Во-первых, существует необычайно богатый источник для его выделения из электрических органов электрических рыб и скатов. Эти органы представляют собой модифицированные мышцы, приспособленные для того, чтобы вызвать у жертвы электрический шок. Во-вторых, некоторые нейротоксины типа -бунгаротоксина из яда определенных змей с высокой эффективностью (Ка = 109 л/моль) и специфичностью связываются с этим рецептором и могут быть использованы для его очистки методом аффинной хроматографии. Благодаря применению флуоресцентно или радиоактивно меченного -бунгаротоксина показано, что ацетилхолиновые рецепторы плотно упакованы в плазматической мембране мышечных клеток в месте нейромышечного соединения (около рецепторов на мкм2), а в других местах той же мембраны находится лишь несколько таких рецепторов.

Ацетилхолиновый рецептор представляет собой гликопротеин, состоящий из пяти трансмембранных полипептидов. Два из них принадлежат к одному типу, а три остальных - к другому. Они кодируются четырьмя различными генами. Поскольку четыре этих гена обнаруживают тесную гомологию, предполагают, что все они произошли от одного гена-предшественника. Два идентичных полипептида в пентамере имеют участки связывания ацетилхолина. При связывании двух молекул трансмиттера с пентамерным комплексом происходит индуцированное конформационное изменение, приводящее к открыванию канала. Канал открывается примерно на 1 миллисекунду, а затем опять закрывается. По-видимому, как и для потенциал-зависимого Na +-канала, открытая форма является короткоживущей и быстро переходит в закрытое состояние с меньшей свободной энергией (рис. 6-63). После Рис. 6-64. Одна из моделей образования трансмембранной поры, заполненной водой, из пяти гомологичных субъединиц (,,,, ) ацетилхолинового рецептора (А). Обратите внимание, что обе -субъединицы содержат участок связывания ацетилхолина и что основная масса рецептора находится во внеклеточном пространстве. Каждая субъединица состоит из ~500 аминокислотных остатков. Мг рецептора ~ 300 000 Да.

Предполагается, что полипептидная цепь каждой субъединицы пересекает липидный бислой в виде четырех -спиралей (Б). Одна из спиралей (показана в цвете) содержит более полярные аминокислотные остатки, чем другие. Она, видимо, и входит в состав стенки водяной поры при объединении пяти субъединиц (А).

этого молекулы ацетилхолина диссоциируют из комплекса с рецептором и гидролизуются специфическим ферментом (ацетилхолинэстеразой).

Освободившись от связанного нейротрансмиттера, ацетилхолиновый рецептор возвращается к исходному состоянию покоя.

Для изучения структуры ацетилхолинового рецептора были использованы методы электронной микроскопии и малоугловой дифракции рентгеновских лучей, однако точный ответ на вопрос, как образуется трансмембранный гидрофильный канал, до сих пор не получен. Было предложено несколько моделей, основанных главным образом на аминокислотной последовательности субъединиц. Одна из моделей представлена на рис. 6-64. То, что кластеры отрицательно заряженных аминокислотных остатков выстилают отверстие канала, объясняет, по-видимому, известный факт, что отрицательно заряженные ионы не способны проходить через канал, а положительно заряженные ионы с размером до 0,65 нм могут это делать. Через канал проходят преимущественно ионы Na+ и К+, а также некоторое количество Са2+. Строгих ограничений на вид катионов не существует, поэтому поток каждого из них через канал определяется главным образом их концентрациями и электрохимическими движущими силами. Так как градиент напряжения уравновешивает градиент концентрации К+ через мембрану при наличии потенциала покоя, то и движущая сила для ионов К+ близка к нулю (см. схему 6-2). Напротив, для ионов Na+ как градиент напряжения, так и градиент концентрации действуют в одном направлении, способствуя движению ионов внутрь клетки. Это же справедливо и для Са2+, но его внеклеточная концентрация намного меньше концентрации ионов натрия, и, следовательно, вклад Са2+ в общий ток ионов незначителен. Поэтому открывание ацетилхолиновых рецепторных каналов приводит к большому притоку ионов Na2+ (максимальная скорость притока составляет около 30 000 ионов на 1 канал за миллисекунду). Этот ток вызывает деполяризацию мембраны, что служит сигналом для мышечного сокращения, как описано ниже.

Ранее были определены также последовательности нуклеотидов ДНК, кодирующие субъединицы нескольких разны трансмиттер-зависимых ионных каналов. Выведенные из них аминокислотные последовательности гомологичны друг другу и соответствующим субъединицам ацетилхолинового рецептора, что говорит об эволюционном родстве этих ионных каналов.

6.4.19. Нервно-мышечная передача включает в себя последовательную активацию по крайней мере четырех различных наборов воротных каналов [36] Исключительную роль ионных каналов, имеющих «ворота» (или воротных каналов) для работы электрически возбудимых клеток, можно проиллюстрировать на примере стимуляции мышечной клетки к сокращению приходящим нервным импульсом. Этот с виду простой ответ состоит из последовательного открывания и закрывания по крайней мере четырех различных наборов каналов, имеющих ворота, и все это происходит менее чем за 1 секунду (рис. 6-65).

1. Процесс начинается, когда нервный импульс достигает нервного окончания и деполяризует его плазматическую мембрану.

Деполяризация открывает на время потенциал-зависимые воротные Са2+-каналы в этой мембране. Поскольку концентрация Са2+ снаружи клетки более чем в 1000 раз превышает концентрацию свободного Са2+ в клетке, ионы кальция устремляются внутрь нервного окончания. Увеличение концентрации Са2+ в цитозоле нервного окончания стимулирует локальное высвобождение ацетилхолина в синаптическую щель.

2. Высвобожденный ацетилхолин связывается с ацетилхолиновыми рецепторами на плазматической мембране постсинаптической мышечной клетки. Это вызывает временное открывание катионных каналов рецепторов. В результате приток Na+ приводит к локальной деполяризации мембраны мышечной клетки.

3. Деполяризация плазматической мембраны мышечной клетки открывает ворота потенциал-зависимых Na+-каналов этой мембраны, способствуя засасыванию еще большего количества ионов Na+. Таким образом происходит усиление деполяризации мембраны. Это в свою очередь приводит к тому, что открываются следующие потенциал-зависимые Na+-каналы и в конце концов возникает волна деполяризации (потенциал действия), которая распространяется до тех пор, пока не охватит всю мышечную мембрану.

4. Общая деполяризация плазматической мембраны мышечной клет- Рис. 6-65. Схема нервно-мышечного соединения, показывающая, как некоторые имеющие ворота каналы участвуют в стимуляции мышечного сокращения нервным импульсом. Каналы пронумерованы в той последовательности, в которой они открываются (см. текст). Механизм открывания Са2+-каналов в саркоплазматическом ретикулуме неизвестен.

ки приводит к временному открытию Са2+-каналов в мембранах саркоплазматического ретикулума и высвобождению Са2+ в цитозоль. В результате происходит повышение внутриклеточной концентрации Са2+, вызывающее сокращение миофибрилл в мышечной клетке (см. разд. 11.1.11). Пока неизвестно, каким образом изменения напряжения на мышечной плазматической мембране служат сигналом для открывания потенциал-зависимых Са2+-каналов в мембране саркоплазматического ретикулума. Другая возможность связана с тем, что деполяризация мышечной плазматической мембраны активирует медиаторные пути передачи сигнала с помощью инозитолфосфолипида, что обсуждается в гл. 12.

6.4.20. Ионофоры повышают ионную проницаемость мембран [37] Ионофоры - это небольшие гидрофобные молекулы, которые растворяются в липидных бислоях и повышают их проницаемость для ионов. Большинство ионофоров синтезируется микроорганизмами (вероятно, в качестве оружия против своих конкурентов), некоторые из них используются как антибиотики. Ионофоры широко применяются в клеточной биологии для повышения проницаемости мембран по отношению к определенным ионам в исследованиях на синтетических бислоях, клетках и клеточных органеллах. Существуют два класса ионофоров - подвижные переносчики ионов и каналообразующие ионофоры (рис. 6-66). Ионофоры обоих типов действуют, экранируя заряд транспортируемого иона так, чтобы последний мог пройти гидрофобную внутреннюю область липидного бислоя. Поскольку ионофоры не связаны ни с какими источниками энергии, они лишь позволяют ионам двигаться по их электрохимическим градиентам.

Примером подвижного переносчика ионов может служить валиномицин. Он представляет собой полимер, повышающий проницаемость мембраны для ионов К+. Валиномицин имеет кольцеобразную структуру. Наружная гидрофобная часть его молекулы состоит из боковых цепей валина и контактирует с углеводородной сердцевиной липидного бислоя. Во внутренней полярной области как раз может поместиться один ион калия (рис. 6-67). Валиномицин переносит К+ по его электрохимическому градиенту, он захватывает этот ион с одной стороны мембраны, диффундирует с ним через бислой и высвобождает его на другой стороне.

Еще один пример подвижного переносчика ионов-ионофор А23187, который транспортирует двухвалентные катионы, такие, как Са2+ и Mg2+. Этот ионофор обычно действует как ионообменный «челнок»: на каждый двухвалентный катион, вносимый им в клетку, он удаляет два иона Н+ из клетки. Если клетки подвергнуть действию ионофора А23187, ионы Са2+ устремляются в цитозоль по крутому электрохимическому градиенту. Поэтому ионофор А23187 широко используют в клеточной биологии для повышения концентрации свободного Са2+ в цитозоле, моделируя, таким образом, определенные медиаторные механизмы передачи сигнала в клетке (см. разд. 12.3.10).

Если температура мембраны опускается ниже точки ее замерзания, подвижные переносчики уже не могут диффундировать через липидный бислой, и ионный транспорт прекращается. Наличие такой температурной зависимости свидетельствует о том, что данный ионофор - это подвижный переносчик. Если же транспорт ионов продолжается даже в замороженном бислое, можно сделать вывод, что его осуществляет каналообразующий ионофор.

Примером ионофора такого типа является грамицидин А. Он представляет собой линейный полипептид, состоящий из аминокислотных Рис. 6-66. Подвижный переносчик ионов и каналообразующий ионофор. В обоих случаях поток ионов проходит через мембрану только по электрохимическому градиенту.

Рис. 6-67. Молекула валиномицина, связанная с расположенным в центре кольцевой структуры ионом К+ при помощи шести атомов кислорода.

остатков, все они имеют гидрофобные боковые цепи. Две молекулы грамицидина, вероятно, объединяются в бислое и формируют трансмембранный канал, позволяющий моновалентным катионам (Н+ наиболее легко, К+ менее, a Na+ с трудом) перетекать по их электрохимических градиентам. Подобные димеры нестабильны: они постоянно образуются и диссоциируют, так что время, в течение которого канал открыт, составляет в среднем 1 с. При наличии большого электрохимического градиента грамицидин А поможет пропустить около 20 катионов в расчете на один открытый канал за 1 миллисекунду, что в 1000 раз больше, чем может перенести за то же время одна молекула подвижного переносчика. Грамицидин - это антибиотик, вырабатываемый определенными штаммами бактерий для уничтожения других микроорганизмов. Его антибактериальное действие основано на том, что он нарушает нормальные градиенты концентраций Н+, Na+ и К+, чрезвычайно важные для жизнедеятельности клеток.

Заключение Липидные бислои в значительной степени не проницаемы для большинства полярных молекул. Для транспортировки малых водорастворимых молекул в клетку или из клетки в плазматических мембранах содержится большое число различных транспортных белков, каждый из которых ответствен за перенос определенного вещества через мембрану. Существуют два класса мембранных транспортных белков - переносчики и каналы. И те и другие формируют сквозные транспортные пути через липидный бислой.

Белки-переносчики связывают специфические вещества и переносят их через бислой, подвергаясь ряду конформационных изменений, позволяющих экспонировать связывающие вещество участки последовательно: сначала с одной стороны мембраны, а затем с другой. Некоторые белки-переносчики транспортируют вещества только «с горки», другие же, испытывая ряд конформационных изменений, вызываемых гидролизом АТР или связыванием ионов, способны работать как насосы, активно качая связывающееся с ними растворенное вещество «в горку» против его электрохимического градиента.

Белки-каналы образуют в бислое заполненные водой поры, позволяя, таким образом, неорганическим ионам подходящего размера и заряда перемещаться через мембрану по их электрохимическим градиентам. Скорость прохождения в этом случае по крайней мере в 1000 раз выше, чем при транспорте с помощью белков-переносчиков. Эти ионные каналы имеют «ворота» и обычно открываются на короткое время в ответ на специфические возбуждения в мембране, такие, как связывание нейротрансмиттеров (нейротрансмиттер-зависимые воротные каналы) или изменение мембранного потенциала (потенциал-зависимые воротные каналы).

6.5. Перенос через мембрану макромолекул и частиц: экзоцитоз и эндоцитоз Транспортные белки опосредуют проникновение через клеточные мембраны многих полярных молекул небольшого размера, однако они не способны транспортировать макромолекулы, например белки, полинуклеотиды или полисахариды. Тем не менее в большинстве клеток макромолекулы могут как поглощаться, так и секретироваться, а некоторые специализированные клетки способны захватывать даже крупные частицы. Механизмы, с помощью которых клетки осуществляют эти процессы, сильно отличаются от механизмов, опосредующих транспорт Рис. 6-68. Слипание и объединение бислоев при экзоцитозе и эндоцитозе. Внеклеточное пространство находится сверху;

оно отделено от цитоплазмы (снизу) плазматической мембраной. Обратите внимание, что из-за наличия стадии слипания бислоев экзоцитоз и эндоцитоз не повторяют друг друга в обратном порядке: при экзоцитозе слипаются два монослоя плазматической мембраны, обращенные к цитоплазме, тогда как при эндоцитозе два наружных монослоя мембраны. В обоих случаях сохраняется асимметрический характер мембран и монослой, обращенный к цитоплазме, всегда контактирует с цитозолем.

небольших молекул и ионов. При переносе макромолекул происходит последовательное образование и слияние окруженных мембраной пузырьков (везикул). Например, для того чтобы секретировать инсулин, клетки, продуцирующие этот гормон, упаковывают его в специализированные секреторные пузырьки. В ответ на внеклеточные сигналы эти пузырьки сливаются с плазматической мембраной и открываются во внеклеточное пространство, высвобождая при этом инсулин. Подобный процесс слияния называется экзоцитозом. Клетки способны также поглощать макромолекулы и частицы, используя сходный механизм, только в обратной последовательности. Поглощенное вещество постепенно окружается небольшим участком плазматической мембраны, который сначала впячивается, а затем отщепляется, образуя внутриклеточный пузырек, содержащий захваченный клеткой материал. Этот процесс называется эндоцитозом. Процессы экзоцитоза и эндоцитоза представлены для сравнения на рис. 6-68. Оба механизма включают слияние первоначально разделенных участков липидного бислоя и осуществляются по крайней мере в две стадии: на первой два бислоя склеиваются (слипание бислоев), а затем сливаются (слияние бислоев). Обе стадии, по-видимому, опосредуются специализированными белками, что будет обсуждаться ниже (см. разд. 6.5.16).

Важная особенность как экзоцитоза, так и эндоцитоза заключается в том, что секретируемые или поглощаемые макромолекулы локализуются в пузырьках и обычно не смешиваются с другими макромолекулами или органеллами клетки. Пузырьки могут сливаться только со специфическими мембранами, что обеспечивает направленный перенос макромолекул между внеклеточным пространством и содержимым клетки.

Аналогичный процесс осуществляется во время переноса новосинтезированных макромолекул из эндоплазматического ретикулума в аппарат Гольджи и затем к другим компартментам клетки (см. гл. 8). Хотя ясно, что быстрое и повсеместное образование и слияние пузырьков - это фундаментальная особенность всех эукариотических клеток, молекулярные механизмы, обеспечивающие приведение в действие и направление этого транспорта по специфическим путям, во многом еще требуют изучения.

6.5.1. Существуют два пути экзоцитоза - конститутивный и регулируемый [38] Во всех эукариотических клетках транспортные пузырьки непрерывно переносят новые компоненты плазматической мембраны из аппарата Гольджи к плазматической мембране посредством экзоцитоза. В то же время клетки секретируют различные типы молекул с помощью процесса экзоцитоза. Некоторые из этих молекул могут оставаться на поверхности клетки и становятся частью клеточной мембраны, другие выходят во внеклеточный матрикс. При этом часть из них диффундирует во внутритканевую жидкость и/или в кровь для питания или переноса сигнала к другим клеткам.

Как описано в гл. 8, секретируемые белки синтезируются на рибосомах, связанных с мембранами шероховатого эндоплазматического ретикулума (ЭР). Эти белки проходят в полость ЭР и транспортируются к аппарату Гольджи с помощью отпочковавшихся от ЭР транспортных пузырьков. В аппарате Гольджи белки модифицируются, концентрируются, сортируются и затем упаковываются в пузырьки, которые отщепляются в цитозоль и в конце концов сливаются с мембраной. В отличие от макромолекул секретируемые молекулы малых размеров, например гистамин (см. ниже), активно транспортируются из цитозоля в уже сформировавшиеся пузырьки, где они зачастую связываются со специфическими макромолекулами (в случае гистамина - с протеогликанами) и в результате могут накапливаться в высокой концентрации, не создавая при этом чрезмерного осмотического градиента.

Некоторые белки непрерывно секретируются производящими их клетками. При этом они упаковываются в транспортные пузырьки в аппарате Гольджи и затем переносятся непосредственно к плазматической мембране. В этом случае говорят о конститутивном пути секреции. В других клетках определенные белки и/или малые молекулы запасаются в специальных секреторных пузырьках, которые сливаются с плазматической мембраной только после получения клетки соответствующего сигнала извне. Этот процесс носит название регулируемого пути секреции (рис. 6-69). Конститутивный путь осуществляется во всех клетках, а регулируемый путь обнаружен главным образом в клетках, приспособленных для секреции производимых ими веществ в зависимости от определенных потребностей. Обычно это гормоны, нейротрансмиттеры или переваривающие ферменты. В таких специализированных секреторных клетках сигналом к секреции часто служит химический медиатор, например, гормон, связывающийся с рецепторами на клеточной поверхности. В результате происходит активация рецепторов, которая генерирует внутриклеточный сигнал, зачастую включающий кратковременное повышение концентрации свободного Са2+ в цитозоле (см. разд. 12.3.7). С помощью неизвестного механизма этот сигнал (сигналы) инициирует процесс экзоцитоза, побуждая секреторные пузырьки к слиянию с плазматической мембраной и, таким образом, к высвобождению их содержимого во внеклеточное пространство.

В процессе экзоцитоза мембраны пузырьков объединяются с плазма- Рис. 6-69. Два пути прохождения секретируемых белков. Некоторые секретируемые белки упаковываются в транспортные пузырьки и непрерывно секретируются (конститутивный путь). Другие содержатся в специальных секреторных везикулах и высвобождаются только в ответ на стимуляцию клетки внеклеточными сигналами (регулируемый путь). Конститутивный путь осуществляется во всех эукариотических клетках, тогда как регулируемый путь - только в клетках специализированных для секреции (секреторных клетках).

тической мембраной (см. рис. 6-68). По крайней мере в случае регулируемого пути белки и липидные компоненты секреторных мембран возвращаются позднее специфическим образом в первоначальное состояние посредством экзоцитоза, для того чтобы войти в состав новых секреторных пузырьков. Общая площадь мембраны секреторных пузырьков, временно включающейся в состав плазматической мембраны, может быть огромна: в ацинарной клетке поджелудочной железы, выделяющей пищеварительные ферменты, в состав апикальной плазматической мембраны (площадь которой составляет лишь 30 мкм2) при стимулировании клетки к секреции включается до 900 мкм2 везикулярной мембраны.

6.5.2. Регулируемый экзоцитоз - это локальный ответ плазматической мембраны и находящейся под ней цитоплазмы [39] Тучные клетки секретируют гистамин (см. табл. 12-1) в ответ на связывание специфических лигандов с рецепторами на их поверхности. Именно гистамин, секретируемый тучными клетками ответствен за многие неприятные симптомы, такие, как зуд или чихание, сопровождающие аллергические реакции. Если тучные клетки проинкубировать в среде, содержащей растворимый стимулятор, то экзоцитоз наблюдается по всей клеточной поверхности (рис. 6-70). Если же стимулирующий лиганд искусственно связан с твердой гранулой, так что он может взаимодействовать только с небольшим участком поверхности тучной клетки, экзоцитоз ограничивается местом контакта с гранулой (рис. 6 71). Ясно, что тучная клетка не отвечает на стимуляцию как нечто целое: активация рецепторов, внутриклеточные сигналы как результат этой активации и последующий экзоцитоз, очевидно, происходят лишь в том участке клетки, который подвергается стимуляции. Это свидетельствует о важном свойстве плазматической мембраны: отдельные ее участки могут функционировать независимо от остальной мембраны. Как мы видим, это свойство одинаково важно как для экзоцитоза, так и для эндоцитоза.

6.5.3. Существуют два вида эндоцитоза: пиноцитоз и фагоцитоз [40] В зависимости от размера образующихся пузырьков различают два типа эндоцитоза: пиноцитоз (от греч. ріnо - пью + kitos - клетка), предполагающий поглощение жидкости и растворенных веществ с помощью небольших пузырьков (150 нм в диаметре), и фагоцитоз (от греч.

phagos - пожирающий + kitos - клетка), означающий поглощение больших частиц, таких, как микроорганизмы или обломки клеток. В этом случае образуются крупные пузырьки, называемые фагосомами, или вакуолями (с диаметром, как правило, > 250 нм).

Жидкость и растворенные вещества непрерывно поглощаются большинством эукариотических клеток посредством пиноцитоза, тогда как большие частицы захватываются в основном специализированными клетками - фагоцитами. По этой причине для большинства клеток термины «пиноцитоз» и «эндоцитоз» обычно употребляются в одном и том же смысле.

Большинство частиц и молекул, поглощенных клеткой посредством фагоцитоза или пиноцитоза заканчивают свой путь в лизосомах.

Большие частицы включаются в фагосомы, которые затем, видимо, сливаются с лизосомами, образуя фаголизосомы. Жидкость и макромолекулы, поглощенные при пиноцитозе, первоначально переносятся в проме- Риc 6-70. Электронные микрофотографии, показывающие экзоцитоз в тучных клетках крысы. А. Клетка не подвергалась стимуляции. Б. Клетка активировалась внеклеточным лигандом с целью вызвать секрецию запасенного в ней гистамина. Пузырьки, содержащие гистамин, выглядят темными, а пузырьки, освободившиеся от него, - светлыми. То, что остается в пузырьках после секреции гистамина, представляет собой сеть из протеогликанов, с которыми в норме связан запасаемый гистамин. Если секреторный пузырек слился с плазматической мембраной, то его собственная мембрана часто служит после этого мишенью для слияния с другими секреторными пузырьками. Таким образом, множество секреторных пузырьков в тучных клетках открывается во внеклеточное пространство через другие открывшиеся пузырьки. В результате клетка (Б) содержит несколько больших полостей, образованных слившимися друг с другом мембранами множества опорожненных пузырьков, составляющих теперь с плазматической мембраной единое целое. Эти полости не всегда оказываются в одной плоскости сечения клетки. (По D. Lawson et al., J.

Exp. Med., 142, 391-402, 1975, с разрешения Rockefeller University Press.) Рис. 6-71. Электронная микрофотография тучной клетки, активированной с целью вызвать секрецию гистамина. Активация проводилась с помощью стимулятора, «пришитого» к твердой грануле. Экзоцитоз идет только в той области клетки, которая контактирует с гранулой. (По D.

Lawson et al., J. Cell. Biol., 79, 394-400, 1978, с разрешения Rockefeller University Press.) жуточные мембраносвязанные органеллы, называемые эндосомами, откуда они в конце концов либо переходят в лизосомы, либо специфическим образом возвращаются обратно. Поскольку в лизосомах имеются разнообразные гидролитические ферменты (см. разд. 8.8.1), большая часть материала, содержащегося в фагосомах и эндосомах, слившихся с лизосомами, быстро разрушается, низкомолекулярные продукты распада, такие, как аминокислоты, сахара и нуклеотиды, транспортируются через мембрану лизосомы в цитозоль, где они могут быть использованы клеткой.

Большинство же мембранных компонентов эндоцитозных пузырьков возвращаются с помощью экзоцитоза из фагосом и эндосом и повторно утилизируются в плазматической мембране.

6.5.4. Пиноцитозные пузырьки образуют окаймленные ямки в плазматической мембране [41] Практически все эукариотические клетки непрерывно поглощают кусочки своих мембран в виде небольших эндоцитозных (пиноцитозных) пузырьков, которые впоследствии возвращаются на клеточную поверхность. Этот цикл эндоцитоза начинается в специализированных областях плазматической мембраны, называемых окаймленными ямками. На обычных электронных микрофотографиях эти области выглядят как впячивания плазматической мембраны, окаймленные щетиноподобной структурой на цитоплазматической стороне. В различных клетках такие структуры занимают около 2% общей площади плазматической мембраны. Время жизни окаймленных ямок невелико:

формируются они примерно в течение минуты, затем втягиваются в клетку и, сужаясь у основания, отщепляются, образуя окаймленные пузырьки (рис. 6-72). Установлено, что из плазматической мембраны фибробластов, растущих в культуре, в течение каждой минуты отщепляется примерно 2500 окаймленных пузырьков. Время их жизни оказалось даже меньше, чем у окаймленных ямок: они очень быстро теряют свою кайму и после этого могут сливаться с эндосомами. Содержимое этих эндоцитозных пузырьков в конце концов попадает в лизосомы либо возвращается в прежнее состояние.

Рис. 6-72. Электронные микрофотографии, иллюстрирующие вероятную последовательность событий при образовании окаймленного пузырька из окаймленной ямки. Показанные здесь окаймленные ямка и пузырьки участвуют в продвижении липопротеиновых частиц внутрь очень большого куриного ооцита при образовании желтка;

они здесь несравненно крупнее, чем в клетках обычного размера. (С любезного разрешения М. М. Perry и А. В. Gilbert, J. Cell. Sci., 39, 257-272, 1979.) 6- 6.5.5. Окаймленные ямки содержат клатрин [42] На электронных микрофотографиях образцов, полученных методом быстрого замораживания и глубокого травления, поверхность окаймленных ямок и пузырьков имеет вид сетки из многоугольников (рис. 6-73). Из чего же построена кайма и каковы ее функции? После того как окаймлённые пузырьки, образующиеся из окаймленных ямок, были выделены, обнаружилось, что их мембраны содержат несколько «мажорных» белков. Из них лучше всего охарактеризован клатрин - белковый комплекс, весьма консервативный в эволюции. Он состоит из трех длинных и трех коротких полипептидных цепей, образующих трехвалентный белковый комплекс (трискелион). Трискелионы формируют на цитоплазматической поверхности мембраны корзиноподобные сетчатые структуры из шестиугольников и пятиугольников (рис. 6-74). Остальные белки, более тесно связанные с мембраной окаймленных пузырьков, необходимы для связывания клатриновой оболочки с пузырьком и для улавливания различных рецепторов плазматической мембраны (см. ниже).

Предполагают, что впячивание окаймленной ямки осуществляется за счет сил, возникающих при ассоциации клатрина с другими белками оболочки, находящимися на цитоплазматической поверхности плазматической мембраны. После формирования окаймленного пузырька клатрин вместе с ассоциированными белками отделяется от мембраны пузырька и возвращается в плазматическую мембрану для образования новых окаймленных ямок. Однако остается неясным, каким образом индуцируется образование окаймленной ямки, как окаймленная ямка превращается в окаймленный пузырек и каким образом происходит отделение этой оболочки от пузырька. Интересно, что один из белков, относящихся к семейству hsp 70 (белков теплового шока), действует in vitro как АТРаза, удаляющая клатриновую оболочку с пузырьков (см. разд.

8.8.6). Видимо, должен существовать некий механизм, контроли- Рис. 6-73. Электронная микрофотография многочисленных окаймленных ямок и пузырьков на внутренней поверхности плазматической мембраны фибробластов в культуре. Клетки были быстро заморожены в жидком гелии, подвергнуты скалыванию и затем глубокому травлению, чтобы сделать видимой цитоплазматическую поверхность плазматической мембраны. (По J. Heuser, J.Cell. Biol., 84, 560-583, 1980, с разрешения Rockefeller University Press.) Рис. 6-74. Структура клатриновой оболочки. А. Электронные микрофотографии клатриновых трискелеонов, оттененных платиной. Каждый трискелеон состоит из трех тяжелых и трех легких полипептидных цепей клатрина. Естественно, эти детали на микрофотографиях не видны. Б.

Трехмерная модель клатриновой оболочки. 36 трискелеонов образуют сеть из 12 пятиугольников и 8 шестиугольников. Концы двух трискелеонов отмечены на фотографии. Обратите внимание, что каждая ножка трискелеона проходит вдоль двух соседних граней многоугольника и затем поворачивает внутрь, так что их N-концевые домены (черные кружки) образуют внутренний остов оболочки. То, что гибкие концы трискелеонов перекрываются друг с другом, обеспечивает как механическую прочность, так и подвижность всей структуры. Клатриновые оболочки других размеров и форм сконструированы аналогичным образом из 12 пятиугольников и различного числа шестиугольников. (А - Ungewickell и D. Branton, Nature, 289, 420-422, 1981;

Б - G.P.A. Vigers et al., EMBO J., 5, 2079-2085, 1986.) рующий преждевременное удаление клатриновой оболочки с окаймленной ямки до ее превращения в пузырек, поскольку оболочка на ямке существует намного дольше.

6.5.6. Существуют по крайней мере два типа окаймленных пузырьков [43] В большинстве клеток именно окаймленные ямки и пузырьки осуществляют пиноцитозное поглощение внеклеточной жидкости и мембраносвязанных лигандов. Однако известны пути пиноцитоза, использующие и другие типы пузырьков. К сожалению, недостаток знаний о них в настоящее время не позволяет судить о том, насколько они важны. Некоторые эндотелиальные клетки, выстилающие мелкие кровеносные сосуды, видимо, транспортируют вещества из кровяного русла в окружающую внеклеточную жидкость с помощью эндоцитозных пузырьков, не имеющих клатриновой оболочки. Эти пузырьки курсируют по типу челнока от одной поверхности клетки к другой в процессе, называемом трансцитозом.

Однако в большинстве других клеток, осуществляющих трансцитоз, этот процесс опосредуется окаймленными ямками и пузырьками (см. разд.

6.5.11).

Не все окаймленные пузырьки в клетке образуются из плазматической мембраны. В гл. 8 будет обсуждаться вопрос о том, что многие из пузырьков непрерывно образуются из эндоплазматического ретикулума и в аппарате Гольджи. Они осуществляют крупномасштабный везикулярный транспорт между этими и другими органеллами. Существуют по крайней мере два типа окаймленных пузырьков: 1) пузырьки с клатриновой оболочкой, участвующие как в эндоцитозе, так и в везикулярном транспорте из транс-сети Гольджи в эндолизосомы (см. ниже) и секреторные пузырьки (см. разд. 8.9);

2) пузырьки с неклатриновыми оболочками, осуществляющие везикулярный транспорт из эндоплазматического ретикулума в аппарат Гольджи, из одной цистерны аппарата Гольджи в другую и из аппарата Гольджи к плазматической мембране. Молекулы, образующие оболочку на этих пузырьках, пока неохарактеризованы. Окаймленные (клатриновые) пузырьки и ямки могут быть устроены гораздо сложнее, чем неклатриновые, поскольку они способны узнавать специфические макромолекулы для транспортировки их внутрь, тогда как неклатриновые пузырьки этого делать не могут.

6- 6.5.7. Эндоцитоз, опосредуемый рецепторами, служит концентрирующим приспособлением для поглощения специфических внеклеточных макромолекул В большинстве животных клеток клатрин-окаймленные ямки и пузырьки обеспечивают эффективный способ поглощения из внеклеточной жидкости специфических макромолекул в процессе, называемом опосредуемым рецепторами эндоцитозом. Макромолекулы связываются со своими рецепторами на поверхности клетки, накапливаются в окаймленной ямке и погружаются в клетку в виде макромолекулярных комплексов, заключенных в эндоцитозный пузырек. Поскольку внеклеточная жидкость попадает в окаймленную ямку и включается в окаймленные пузырьки, растворенные в ней вещества также поглощаются, но с намного меньшей скоростью - этот процесс называется жидкофазным эндоцитозом. Опосредуемый рецепторами эндоцитоз обеспечивает механизм селективного концентрирования, который увеличивает эффективность поглощения специфических лигандов более чем в 1000 раз, так что даже минорные компоненты внеклеточной жидкости могут специфически поглощаться в большом количестве (без поглощения большого объема внеклеточной жидкости).

6- 6- 6.5.8. Клетки поглощают холестерол вместе с липопротеинами низкой плотности (ЛНП) путем опосредуемого рецепторами эндоцитоза [44] Важный процесс, идущий во многих животных клетках при помощи опосредуемого рецепторами эндоцитоза - это поглощение холестерола из внеклеточной среды. За счет этого обеспечивается большая часть потребности клеток в холестероле, необходимом для синтеза новых мембран. Если проникновение холестерола в клетки заблокировать, то холестерол накапливается в крови и может способствовать образованию атеросклеротических бляшек на стенках кровеносных сосудов. Основная часть холестерола переносится кровью в виде комплексов с белком. Эти комплексы называются липопротеинами низкой плотности, или ЛНП, и представляют собой большие сферические частицы (22 нм в диаметре), каждая из которых имеет сердцевину, заполненную 1500 молекулами холестерола, связанными сложноэфирными связями с длинными цепями жирных кислот. Сердцевина ЛНП окружена липидным монослоем, содержащим единственную молекулу белка, организующую структуру этой частицы (рис. 6-75).

Когда клетке необходим холестерол для синтеза мембраны, она производит белки-рецепторы ЛНП и встраивает их в плазматическую мембрану. Появившись в мембране, рецептор ЛНП диффундирует в ней до тех пор, пока не встретится с формирующейся окаймленной ямкой и не включится в ее состав (рис. 6-76, А). Поскольку окаймленные ямки постоянно отщепляются, образуя окаймленные пузырьки, все ЛНП-частицы, связавшиеся с ЛНП-рецепторами в окаймленной ямке быстро проникают внутрь клетки. После потери клатриновых оболочек пузырьки высвобождают свое содержимое в эндосомы. В эндосомах ЛНП-частицы и их рецепторы разделяются: рецепторы возвращаются в дальнейшем обратно в мембрану, а ЛНП доставляются к лизосомам (рис, 6-77). В лизосомах эфиры холестерола, находящиеся в ЛНП-части- Рис. 6-75. Схематическое изображение липопротеиновой частицы низкой плотности (ЛНП) в поперечном разрезе. Каждая сферическая частица с массой 3 х 106 Да содержит около 1500 молекул эфира холестерола, окруженных липидным монослоем, состоящем из ~800 фосфолипидных и холестерольных (не этерифицированных) молекул. Структуру частицы организует одна молекула белка (500000 Да), ответственная за специфическое связывание ЛНП с рецепторным белком клеточной поверхности.

Рис. 6-76. Белки - рецепторы ЛНП связываются с участками окаймленных ямок в плазматической мембране нормальных клеток (А). Рецепторы ЛНП человека представляют собой трансмембранные гликопротеины, пересекающие бислой 1 раз. Они состоят из 840 остатков, из которых на цитоплазматической стороне находятся лишь 50. Б. Мутантная клетка: белки - рецепторы ЛНП дефектны из-за отсутствия у них участков в цитоплазматическом домене, которые дают им возможность связываться с окаймленными ямками. Такие клетки связывают ЛНП;

но не могут поглощать их. У людей примерно один из 500 человек имеет один дефектный ген рецептора ЛНП;

для такого человека высок риск смерти в раннем возрасте из-за болезни сердца.

Рис. 6-77. Опосредуемый рецептором эндоцитоз ЛНП. Обратите внимание, что ЛНП диссоциирует от рецептора в кислом окружении в эндосоме.

Механизм транспорта не известен. ЛНП попадают в лизосому и деградируют, высвобождая холестерол. ЛНП-рецепторы возвращаются опять в плазматическую мембрану через транспортные пузырьки, которые отщепляются в тубулярной области эндосомы. Для простоты показан только один рецептор ЛНП, проникающий в клетку и возвращаемый в плазматическую мембрану. Независимо от того, связался ли рецептор с ЛНП, он проходит цикл поглощения-возвращения каждые 10 мин, совершая несколько сотен оборотов за время своего существования (около 20 ч).

цах, гидролизуются до свободного холестерола, который затем может использоваться клеткой при синтезе новых мембран. Если в клетке скопилось слишком много холестерола, то его синтез, а также синтез белков-рецепторов ЛНП подавляются, в результате чего холестерола и меньше производится, и меньше поглощается извне.

Этот путь нарушается у некоторых индивидуумов, унаследовавших дефектные гены белков-рецепторов ЛНП: их клетки не способны поглощать ЛНП из крови. Обусловленный этим дефектом высокий уровень холестерола в крови таких индивидуумов создает предрасположение к преждевременному атеросклерозу, так что большинство из них умирает в раннем возрасте от коронарной болезни сердца. Аномалия может также быть связана с утратой рецепторами участка связывания либо с ЛНП, либо с окаймленной ямкой (см. рис. 6-76, Б). В последнем случае имеется достаточное число белков-рецепторов ЛНП, но они не собираются в окаймленных участках плазматической мембраны. ЛНП связываются с поверхностью таких мутантных клеток, однако внутрь не проникают. Это прямо доказывает важность окаймленных ямок в опосредуемом рецепторами эндоцитозе холестерола.

Уже обнаружено более 25 различных рецепторов для разных молекул, участвующих в эндоцитозе. Все они, по-видимому, используют тот же путь через окаймленные ямки. Многие из этих рецепторов встраиваются в окаймленные ямки безотносительно того, связаны ли они со специфическими лигандами или нет. Не все белки плазматической мембраны находятся в окаймленных ямках. Это означает, что ямки работают как молекулярные фильтры, собирающие на своей поверхности определенные белки плазматической мембраны и исключающие присутствие других. Электронно-микроскопические исследования клеток, выращенных в среде с различными лигандами (меченными для того, чтобы различать их при электронной микроскопии), показали, что в одной и той же окаймленной ямке содержится множество видов рецепторов. На участке плазматической мембраны окаймленной ямки может собраться, вероятно, около 1000 рецепторов разных видов. Все комплексы рецепторов с лигандами, утилизируемые в процессе эндоцитоза через окаймленные клатриновые пузырьки, очевидно попадают в дальнейшем в одну и ту же эндосому. Однако последующая судьба этих молекул определяется типом рецептора.

6.5.9. Содержимое эндосом попадает в лизосомы, если не возвращается обратно специфическим образом [45] На электронных микрофотографиях эндосомный компартмент можно сделать легко различимым объектом, если кратковременно проинкубировать клетки в среде с меченым лигандом. Поглощенный лиганд позволяет выявить эндосомный компартмент в виде сложного набора гетерогенных ограниченных мембраной трубочек и пузырьков. Они располагаются от периферии клетки до ее перинуклеарной области, часто обнаруживаются вблизи аппарата Гольджи, но не в нем самом (рис. 6-78). В экспериментах с меченым лигандом наблюдаются два набора эндосом:

периферические эндосомы, появляющиеся непосредственно вблизи плазматической мембраны через 1 минуту, и перинуклеарные (внутренние) эндосомы, появляющиеся через 5-15 мин. Внутреннее содержимое эндосом кислое (рН 5-6) благодаря накачке ионов Н+ из цитозоля внутрь АТР зависимым Н +-насосом, находящимся в мембране эндосом. Содержимое внутренних эндосом более кислое, чем периферических. Как мы увидим, кислое окружение поглощенных молекул играет исключительную роль в функционировании этих органелл. По-видимому, одна и та же (или + несколько сходных) эндосомная Н -АТРаза закисляет все эндоцитозные и экзоцитозные органеллы, включая фагосомы, лизосомы, отдельные компартменты аппарата Гольджи и многих транспортных или секреторных пузырьков.

Большая часть содержимого перинуклеарных эндосом попадает в лизосомы. Однако многие молекулы избегают этой участи и возвращаются из периферических (и, возможно, перинуклеарных) эндосом в плазматическую мембрану. Это происходит благодаря отщеплению транспортных пузырьков от эндосом. В результате деградации подвергаются лишь те поглощенные молекулы, которые не должны специфическим образом вернуться обратно.

Сейчас известно, что путь от эндосом к лизосомам намного сложнее, чем это казалось раньше. Гидролитические ферменты, предназначенные для лизосом, первоначально поступают из аппарата Гольджи (в транспортных пузырьках) в специальный предлизосомальный компартмент, Рис. 6-78. Электронная микрофотография (А) и схематическое изображение (Б) перинуклеарных эндосом из молодых клеток почек хомячка, растущих в культуре. Клетки инкубировали в среде, содержащей пероксидазу, 15 мин при 37°С, что вполне достаточно для поглощения пероксидазы путем жидкофазного эндоцитоза и переноса в эндосомы (и эндолизосомы, см. текст), но недостаточно для поступления в лизосомы.

После фиксации клеток и выдерживания их с субстратом пероксидазы (диаминобензидином) продукты ферментативной реакции фиксировали тетроксидом осмия для увеличения электроноплотности. На (Б) изображена усредненная картина, полученная из 18 тонких срезов. Ядро клетки обозначено буквой N. (А). (Marsh et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 83, 2899-2903, 1983.) располагающийся вместе с перинуклеарными эндосомами, но отдельно от них. Хотя эти окруженные мембраной органеллы можно принять за эндосомы, находящиеся на последней стадии созревания, на самом деле процесс гидролитической деградации, который будет завершен в лизосомах, только начинается. Поэтому мы бы назвали эти органеллы эндолизосомами (рис. 6-79).

Остается неясным, каким образом поглощенные при эндоцитозе молекулы движутся от одного эндосомного компартмента к другому так, что оказываются в конце концов в лизосомах. Одна из гипотез состоит в том, что периферические эндосомы медленно движутся внутрь клетки, превращаясь в перинуклеарные эндосомы, которые в результате слияния с транспортными пузырьками из аппарата Гольджи, непрерывного возвращения части мембраны обратно и увеличения кислотности превращаются в эндолизосомы, а затем в лизосомы. Другая гипотеза предполагает, что каждый эндосомный и лизосомный компартмент может быть перманентной структурой, наподобие стопки цистерн в аппарате Гольджи (см. разд. 8.7.6). Транспорт же между ними осуществляется через транспортные пузырьки, так же как между соседними цистернами аппарата Гольджи. Мы вернемся к вопросу о том, как формируются лизосомы в гл. 8.

6.5.10. Комплексы лиганд-рецептор сортируются внутри эндосом [46] Эндосомный компартмент работает как главная сортирующая станция в эндоцитозном пути наподобие аппарата Гольджи, выполняющего такую же функцию в биосинтетическом секреторном пути (см. разд. 8.7.6). Кислая среда внутри эндосом играет ключевую роль в процессе сортировки молекул, оказывая влияние на комплексы рецептора с лигандом и, таким образом, определяя их дальнейшую судьбу. При понижении рН находящиеся в эндосоме рецепторы меняют свою кон-формацию и отделяются от своих лигандов. Освободившиеся внутри эндосомы лиганды, как правило, обречены в дальнейшем на разрушение. Другие лиганды, которые остаются связанными со своими рецепторами, в конечном итоге разделяют судьбу своих рецепторов.

Судьба же специфических рецепторов зависит от их функции: 1) они могут быть возвращены в те же самые области плазматической мембраны, откуда они были поглощены (это наиболее общий для рецепторов путь), 2) могут попасть в лизосомы или 3) могут возвратиться в другую область плазматической мембраны в процессе трансцитоза (рис. 6-80).

Рецептор ЛНП, описанный в разд. 6.5.8, проходит первый путь. Он диссоциирует от своего лиганда (ЛНП) в эндосоме и возвращается в плазматическую мембрану для повторного использования, а освободившиеся ЛНП переносятся в лизосомы (см. рис. 6-77). Сходный, но более сложный цикл имеет место при эндоцитозе трансферрина - белка-переносчика железа в крови. Рецептор трансферрина, находящийся на поверхности клетки, переносит трансферрин со связанными ионами железа в периферические эндосомы в процессе эндоцитоза. При низком рН в эндосоме индуцируется отделение железа от трансферрина, но трансферрин (называемый в данном случае апотрансферрином) остается связанным с рецептором и возвращается в плазматическую мембрану в виде комплекса рецептор - апотрансферрин. Попадая во внеклеточную жидкость, имеющую нейтральный рН, апотрансферрин диссоциирует от рецептора и становится способен вновь связывать ионы железа и включаться в новый цикл транспорта. Таким образом, трансферрин курсирует между внеклеточной жидкостью и эндосомным компартментом, не Рис. 6-79. Молекулы, поглощенные в окаймленных ямках, попадают в периферические эндосомы и затем последовательно оказываются в перинуклеарных эндосомах, эндолизосомах и в лизосомах. Однако часть из них может специфически возвращаться обратно из эндосом или эндолизосом. Гидролитические ферменты лизосом первоначально переносятся из аппарата Гольджи в эндосомы. Остается неясным, как поглощенные молекулы, которые не возвращаются обратно, движутся из одного компартмента к другому, оказываясь в конце концов в лизосомах, где они деградируют.

Рис. 6-80. Три пути из эндосомного компартмента в эпителиальных клетках. Большинство молекул, которые не возвращаются обратно из эндосом (или эндолизосом, не показано) в мембрану, идут далее по конститутивному пути из эндосомного компартмента в лизосомы. Возвращенные молекулы попадают либо в ту же область плазматической мембраны, откуда они были поглощены (рециркуляция), либо в другой домен плазматической мембраны (трансцитоз).

попадая в лизосомы и поставляя в клетку необходимое для ее роста железо.

В качестве примера рецептора, проходящего второй путь эндоцитоза, можно привести рецептор, связывающий небольшой белок - фактор роста эпидермиса (ФРЭ). Рецепторы ФРЭ несколько необычны, поскольку они накапливаются в окаймленных ямках только после связывания с ФРЭ. По-видимому, необходимы какие-то конформационные изменения рецептора, индуцируемые лигандом, для связывания его в ямках. Более того, ФРЭ диссоциирует из комплекса с рецептором при более низких рН, чем это требуется для диссоциации многих других комплексов лиганд-рецептор. Возможно, по этой причине множество поглощенных рецепторов ФРЭ попадает в лизосомы, где они деградируют вместе с ФРЭ. Таким образом, связывание фактора роста эпидермиса с рецептором приводит к тому, что концентрация рецептора ФРЭ на поверхности клетки уменьшается. В результате этого концентрация сигнального лиганда во внеклеточной жидкости регулирует число комплементарных лиганду рецепторных молекул на поверхности клетки-мишени. Этот механизм регуляции в корне отличается от регуляции ЛНП рецепторов, число которых зависит от внутриклеточной концентрации холестерола (см. разд. 6.5.8).

6.5.11. Макромолекулы могут переноситься через складки эпителиальных клеток в процессе трансцитоза [47] Некоторые рецепторы, находящиеся на поверхности поляризованных эпителиальных клеток, переносят специфические макромолекулы из одного внеклеточного пространства в другое в процессе трансцитоза. Эти рецепторы проходят в эндосомном компартменте по третьему пути.

Например, новорожденные крысы получают антитела из материнского молока (что помогает им защищаться от инфекции), транспортируя их через эпителий кишечника. Среда в полости кишки слегка кислая, при этом низком рН антитела из молока связываются со специфическими рецепторами, находящимися на апикальной (поглощающей) стороне эпителиальных клеток кишечника, и поглощаются через окаймленные пузырьки. Комплексы рецептор - антитело, попав в эндосому, остаются интактными. Затем транспортные пузырьки сливаются с базолатераль- ным доменом плазматической мембраны. При этом комплексы оказываются на поверхности мембраны в нейтральном рН внеклеточной жидкости.

При таком рН антитела диссоциируют из комплекса с рецепторами и в конце концов попадают в кровяное русло новорожденного. В свою очередь у матери секреция антител в молоко также осуществляется путем трансцитоза, но в обратном направлении - из крови в молоко (см. рис. 18-20).

Разнообразие путей, по которым проходят различные рецепторы из эндосом, подразумевает, что многие из них помимо участков связывания лиганда и окаймленной ямки имеют также сигналы для сортировки. Благодаря этим сигналам рецепторы попадают в подходящие транспортные пузырьки, отщепляющиеся от эндосом и в связи с этим оказываются в нужном месте клеточной мембраны. Природа этих сигналов не выяснена. Поскольку гораздо больше известно о похожем процессе, происходящем в аппарате Гольджи, где транс-сеть сортирует различные белки в различные транспортные пузырьки, мы отложим дальнейшее обсуждение внутриклеточной сортировки молекул и вернемся к этому вопросу в гл.

8.

6- 6- 6.5.12. Окаймленные ямки и пузырьки обеспечивают главный путь жидкофазного эндоцитоза во многих клетках [48] Скорость поглощения собственной плазматической мембраны путем эндоцитоза можно рассчитать, если во внеклеточную жидкость добавить на короткое время какое-либо вещество, за которым можно следить и измерить скорость его поглощения эндоцитозными пузырьками. Для этого используют два типа таких молекул: либо растворенных во внеклеточной жидкости и поглощаемых жидкофазным эндоцитозом (см. рис. 6 78), либо связывающихся с поверхностными рецепторами и поглощаемых в процессе опосредуемого рецепторами эндоцитоза. Обычно при любом способе измерения скоростей получают одинаковые результаты. Из этого следует, что путь через окаймленные ямки - окаймленные пузырьки является во многих клетках главным не только для опосредуемого рецепторами эндоцитоза, но и для жидкофазного эндоцитоза.

Скорость поглощения плазматической мембраны зависит от типа клеток, но обычно на удивление велика. Макрофаги, например, каждый час поглощают количество жидкости, равное 25% своего объема. Это означает, что каждую минуту они должны поглощать 3% собственной мембраны, или 100% мембраны примерно за полчаса. Скорость эндоцитоза у фибробластов немного ниже, а у некоторых амеб поглощение мембраны происходит намного быстрее. Поскольку на протяжении всего процесса и площадь клетки, и ее объем остаются неизменными, ясно, что эквивалентное количество мембраны должно появляться на поверхности клетки в процессе экзоцитоза.

6- 6.5.13. Эндоцитозный цикл может иметь отношение к движению клеток и к феномену «кэппинга» [49] Окаймленные ямки распределены на поверхности клеток более или менее случайным образом, так что поглощение плазматической мембраны (липиды вместе со специфическими белками-рецепторами) имеет место по всей клеточной поверхности. В неполяризованных клетках поглощенные участки мембраны возвращаются также случайным образом на поверхность клетки. Однако в поляризованных клетках, напри- Рис. 6-81. Текучесть плазматической мембраны подвижных клеток как результат асимметрии эндоцитозного цикла в этих клетках. Фибробласт (показан в разрезе) движется слева направо. Эндоцитоз мембраны, содержащей рецепторы, происходит в окаймленных ямках, распределенных по клеточной поверхности случайным образом. Поглощенная мембрана возвращается из эндосомного компартмента (не показан) в виде экзоцитозных пузырьков, сливающихся с мембраной передней (по отношению к движению клетки) оконечности клетки. Таким образом, эндоцитоз по всей поверхности и направленный экзоцитоз вызывают перетекание компонентов мембраны в направлении, обратном движению клетки (показано большими цветными стрелками). (По М. S. Bretscher, Science, 224, 681-686, 1984.) мер фибробластах, ползущих по поверхности субстрата, центросома и ассоциированный с ней аппарат Гольджи смещены в направлении передней части клетки, и поглощенные кусочки мембран возвращаются преимущественно в мембрану переднего края клетки. Такая пространственная асимметрия циклического процесса эндоцитоз - экзоцитоза может помогать клетке выдвигать свой передний край вперед во время движения (см.

разд. 11.6.6). Более того, поскольку участки эндоцитоза и экзоцитоза в таких клетках не совпадают, будет существовать постоянный ток липидов и рецепторов по плазматической мембране от переднего края клетки в ее заднюю часть (рис. 6-81). Этот мембранный поток может объяснить тот факт, что объекты, типа частичек угля, будучи помещенными на поверхность культуральных фибробластов, перемещаются от передней части клетки к задней при передвижении клетки вперед.

При связывании мультивалентных лигандов (таких, например, как антитела и лектины) со специфическими белками мембраны образуются кластеры, которые, объединяясь между собой, формируют пятна (пэтчи). Этот процесс называется пэтчингом (от. англ. patching - ставить заплаты). Такие пятна быстро движутся по поверхности клетки (например, лимфоцита), собираясь в так называемый «кэп» или шапочку (рис. 6-82). Процесс образования шапочки, кэппинг, занимает всего лишь несколько минут. Он является АТР-зависимым и завершается (в лимфоцитах) появлением этой необычной структуры в задней части клетки. Интересно, что формировать кэп способны лишь клетки, умеющие ползать по поверхности, хотя для этого процесса никакой необходимости в движении клетки нет. Это наводит на мысль, что механизм кэппинга может иметь сходство с механизмами, используемыми клеткой для движения. Одна из гипотез заключается в том, что мембранный поток, описанный выше и возникающий при циклическом эндоцитозе, переносит большие кластеры связанных молекул в задний конец клетки, тогда как свободные (несшитые между собой) белки достаточно быстро диффундируют, и, следовательно, их распределение остается случайным несмотря на поток. Альтернативная гипотеза состоит в том, что кластеры мембранных белков взаимодействуют (прямо или опосредованно) с движущей системой внутри клеточных актиновых филаментов (находящихся в кортексе, непосредственно под плазматической мембраной), которая перемещает кластеры к заднему концу клетки. До сих пор нет четких результатов, исключающих какую-либо из гипотез.

6.5.14. Специализированные клетки - фагоциты поглощают частицы, связывающиеся со специфическими рецепторами на их поверхности [50] Фагоцитоз - специальная форма эндоцитоза, при которой поглощаются крупные частицы, например, микроорганизмы или клеточный дебрис. Это происходит через образование больших эндоцитозных пузырьков, называемых фагосомами. У простейших фагоцитоз - это форма питания: крупные частицы захватываются фагосомами и затем попадают в лизосомы. Продукты переваривания проходят через цитозоль и используются в качестве пищи. В многоклеточных организмах большинство клеток не способны эффективно поглощать крупные частицы. Поэтому Рис. 6-82. Индуцированный антителами пэтчинг и кзппинг поверхностных клеточных белков лимфоцитов. Антитела сшивают между собой молекулы белка, с которыми они связаны, образуя крупные кластеры. Кластеры со временем собираются в одном месте, образуя «шапочку» (кэп) на заднем полюсе клетки. Обратите внимание, что передний полюс определяется положением центросомы, а сшитые между собой белки образуют «шапочку» на противоположном полюсе, даже если клетки находятся в суспензии и не мигрируют.

в кишечнике крупные частицы пищи разрушаются вне клеток перед всасыванием, а вообще в организме фагоцитоз осуществляют «профессиональные» фагоциты. У млекопитающих существуют два класса лейкоцитов, опосредующих фагоцитоз: макрофаги (широко распространенные как в тканях, так и в крови) и нейтрофилы. Эти два типа клеток происходят от общей клетки-предшественника (см. разд. 17.5.8) и защищают нас от инфекции, поглощая вторгшиеся микроорганизмы. Макрофаги играют важную роль также и в утилизации старых или поврежденных клеток и клеточных обломков. В количественном отношении последняя функция особенно важна: в каждом из нас макрофаги ежедневно поглощают посредством фагоцитоза более чем 1011 старых эритроцитов.

Эндоцитозные пузырьки, образующиеся из окаймленных ямок, имеют относительно небольшие размеры (~ 150 нм в диаметре).

Фагосомы же имеют диаметр, который определяется размерами поглощаемой частицы. Иногда они почти такого же размера, как и сами фагоцитирующие клетки (рис. 6-83). Фагосомы сливаются с лизосомами и образуют фаголизосомы. Здесь происходит деградация поглощенного материала. Неперевариваемые продукты остаются в фаголизосомах, образуя остаточные тельца. Часть поглощенных компонентов собственной плазматической мембраны, как и при эндоцитозе возвращается обратно в плазматическую мембрану. В некоторых макрофагах пептиды, получившиеся при деградации поглощенных белков, возвращаются на клеточную поверхность связанными с гликопротеинами главного комплекса гистосовместимости (см. разд. 18.6.10). Поверхность этих макрофагов затем тщательно обследуется Т-лимфоцитами иммунной системы. Если пептиды происходят от чужеродного агента - они активируют Т-лимфоциты к иммунному ответу. Таким образом, макрофаги в данном случае выступают как клетки, представляющие антиген (см. разд. 18.6.10).

Для того чтобы фагоцитоз имел место, поглощаемые частицы должны прежде всего связаться с поверхностью фагоцита. Однако не все связавшиеся частицы поглощаются. Существует набор специализированных поверхностных рецепторов, функционально связанных с фагоцитозным аппаратом клетки. В отличие от пиноцитоза, конститутивного процесса, протекающего непрерывно, фагоцитоз - явление индуцируемое, в котором активированные рецепторы передают сигналы внутрь клеток для инициации ответа. Наилучшим образом охарактеризованы в качестве таких индукторов, запускающих фагоцитоз, антитела. Антитела защищают нас от инфекции микроорганизмов, связываясь с их поверхностью и образуя оболочку, в которой Fс-области каждой молекулы антитела экспонированы наружу. Эта оболочка затем узнается специфическими Fс-рецепторами, расположенными на поверхности макрофагов и нейтрофилов. Связывание частиц, имеющих оболочку из антител, с этими рецепторами вызывает образование в плазматической мембране клетки псевдоподий, которые обволакивают частицу и сливаются по краям, образуя фагосомы (рис. 6-84).

О двух других классах рецепторов известно лишь, что они способствуют фагоцитозу. Рецепторы одного из этих классов узнают компоненты комплемента, а другого - олигосахариды на поверхности определен- Рис. 6-83. Полученная с помощью сканирующего электронного микроскопа фотография мышиного макрофага, поглощающего посредством фагоцитоза два химически поврежденных эритроцита. Стрелки указывают на края клетки, участвующие в этом тонком процессе (псевдоподии), когда макрофаг как бы натягивается на эритроцит, поглощая его. (С любезного разрешения Jean Paul Revel.) Рис. 6-84. Электронная микрофотография нейтрофила, поглощающего посредством фагоцитоза бактерию, которая находится в процессе деления.

(С любезного разрешения Dorothy F. Bainton.) ных микроорганизмов. К тому же макрофаги могут узнавать и поглощать старые и разрушенные клетки, но о рецепторах, участвующих в этих процессах, практически ничего неизвестно.

6.5.15. Фагоцитоз - это локальная ответная реакция, осуществляющаяся путем «застегивания» мембраны по принципу застежки молнии [51] Эритроциты можно обработать таким образом, что они будут связываться на поверхности макрофагов, но не подвергнутся фагоцитозу.

Если адсорбировавшим их макрофагам предоставить затем возможность осуществить фагоцитоз бактерий, окруженных антителами, то будут поглощаться лишь бактерии, а эритроциты, даже расположенные в непосредственной близости от места активного фагоцитоза, не будут захватываться. Это говорит о том, что фагоцитоз, как и индуцируемый экзоцитоз тучных клеток (см. разд. 6.5.2), представляет собой локальную ответную реакцию участка плазматической мембраны и лежащих под ней цитоплазматических структур.

Если макрофаг связывается с клетками-мишенями, равномерно покрытыми антителами, он поглощает такие клетки. Однако если молекулы антител сосредоточены в результате кэппинга на одном полюсе клетки (см. разд. 6.5.13), то плазматическая мембрана макрофага сближается с поверхностью клетки-мишени только на участке кэпа, и фагоцитоз не происходит (рис. 6-85). Отсюда следует, что первоначального взаимодействия покрытых антителами клеток с Fс-рецепторами, расположенными на поверхности макрофага, недостаточно для того, чтобы вызвать поглощение этих клеток. Связывание клетки-мишени с макрофагом лишь индуцирует постепенно распространяющийся процесс соединения мембран, для осуществления которого требуется непре- Рис. 6-85. Схема эксперимента, свидетельствующего о том, что фагоцитоз осуществляется путем «застегивания» мембран по принципу застежки молнии. (По Е. М. Griffin et al., J. Exp. Med., 144, 788-809, 1976.) рывный контакт рецепторов с антителами: только при этом условии поглощаемая клетка оказывается полностью окруженной фагосомой. Это свидетельствует о том, что фагоцитоз происходит путем «застегивания» мембраны с помощью механизма, действующего наподобие застежки молнии.

Ни механизм инициации поглощения при связывании антител с Fc-рецепторами, ни природа движущих сил, увеличивающих размеры псевдоподий, неизвестны. Однако псевдоподии накапливают актин и актин-связывающие белки, а цитохолазин (препарат, препятствующий полимеризации актина) ингибирует фагоцитоз. Это наводит на мысль об актин-зависимости механизма увеличения размеров псевдоподий.

Поскольку на цитоплазматической поверхности фагосом, образующихся в макрофагах, иногда присутствует клатрин, вполне вероятно, что он играет определенную роль не только в пиноцитозе, но и в фагоцитозе. Эти две формы эндоцитоза, однако, четко различаются, поскольку цитохолазин не ингибирует пиноцитоз.

Каким образом псевдоподии, захватившие частицы, сливаются по краям, образуя фагосому? Этот вопрос опять возвращает нас к фундаментальным проблемам, которых мы кратко касались вначале нашего рассмотрения экзоцитоза и эндоцитоза.

6.5.16. Слияние мембран при экзоцитозе и эндоцитозе, вероятно, катализируется специальными белками слияния [52] Слипание бислоев и объединение бислоев представляют собой последовательные этапы слияния мембран. Это фундаментальные клеточно-мембранные процессы, происходящие не только при экзоцитозе и эндоцитозе, но также и при делении или слиянии клеток (рис. 6-86). Ни в одном из этих случаев механизм слияния мембран пока не понят, однако несколько интересных выводов можно сделать из анализа слияния некоторых вирусов, обладающих мембранной оболочкой, с клетками при инфекции. Клеточные мембраны никогда не сливаются самопроизвольно.

Для того чтобы мембраны слились, необходимо, чтобы молекулы воды были вытеснены взаимодействующими липидными бислоями, которые бы сблизились до расстояния 1,5 нм между собой. Процесс этот энергети- Рис. 6-86. Слияние мембран (включает два этапа: слипание бислоев и их объединение), происходящее при делении и слиянии клеток. В природе слияние клеток наблюдается в процессе оплодотворения (слияние сперматозоида с яйцеклеткой), а также при образовании многоядерных клеток скелетных мышц (слияние миобластов).

чески очень невыгоден. Поэтому весьма вероятно, что слияние всех мембран в клетках катализируется специальными белками слияния. Пока такие клеточные белки непосредственно не идентифицированы, однако известно, что у вирусов белки слияния играют ключевую роль в проникновении мембраносодержащих вирусов (т. е. имеющих мембранную оболочку на основе липидного бислоя) внутрь инфицируемой ими клетки (см. разд.

8.9.5). Такие вирусы, как вирус гриппа, например, проникают в клетку путем опосредуемого рецепторами экзоцитоза и попадают в эндосомы. При низком рН в эндосоме активируется белок слияния (фузоген), находящийся в оболочке вируса. Он катализирует слияние вирусной мембраны с мембраной эндосомы. При этом вирусная нуклеиновая кислота высвобождается в цитозоль (рис. 6-87).

Гены, кодирующие несколько вирусных белков слияния, были клонированы и затем использованы для трансфекции эукариотических клеток в культуре. Трансфицированные клетки экспрессировали вирусные белки на поверхности мембраны. При кратковременной инкубации при низких рН эти клетки сливались между собой, образуя гигантскую многоядерную клетку. Для наиболее изученного белка слияния из вируса гриппа была определена трехмерная структура методом рентгеноструктурного анализа (см. разд. 8.6.12). Было показано, что при низком рН в белке слияния индуцируются крупные конформационные изменения, приводящие к экспонированию предварительно спрятанной гидрофобной области на поверхность белка. При этом становятся возможными его взаимодействия с липидным бислоем мембраны-мишени. По-видимому, кластер таких гидрофобных областей, расположенных в близком соседстве друг с другом в молекуле белка слияния, приводит два липидных бислоя в тесное соприкосновение и дестабилизирует их так, что бислои сливаются (рис. 6-87).

Рис. 6-87. Схема, показывающая, как белки слияния, имеющиеся на поверхности многих вирусов с мембранной оболочкой, катализируют слияние вирусной и эндосомной мембран. Вирусы проникают в клетку путем опосредуемого рецепторами эндоцитоза и попадают в эндосомы;

низкий рН внутри эндосом активирует белок, катализирующий слияние мембран. Это позволяет вирусному капсиду высвободиться в цитозоль, где нуклеиновая кислота вируса может реплицироваться.

Заключение Большинство клеток секретируют и поглощают макромолекулы в процессе соответственно экзоцитоза и эндоцитоза. При экзоцитозе содержимое транспортных или секреторных пузырьков высвобождается во внеклеточное пространство, когда они сливаются с плазматической мембраной. При эндоцитозе процесс идет в обратной последовательности: локальные участки плазматической мембраны впячиваются и замыкаются, образуя эндоцитозный пузырек. Большинство частиц, поглощенных при эндоцитозе, попадает затем в лизосомы, где они подвергаются деградации. Как экзоцитоз, так и эндоцитоз бывают конститутивными и индуцируемыми в ответ на внеклеточные сигналы.

Большинство клеток непрерывно осуществляет эндоцитоз фрагментов своей плазматической мембраны и затем возвращает их обратно на клеточную поверхность в цикле эндоцитоза-экзоцитоза, опосредуемого в основном клатрин-окаймленными ямками и пузырьками.

Многие поверхностные рецепторы, связывающие специфические внеклеточные макромолекулы, локализуются в клатриновых окаймленных ямках и как следствие поглощаются в составе окаймленных пузырьков. Этот процесс называется опосредуемым рецепторами эндоцитозом.

Окаймленные эндоцитозные пузырьки быстро теряют свою клатриновую оболочку и сливаются с эндосомами, где происходит сортировка рецепторов и лигандов. Большинство лигандов отделяется от рецепторов внутри эндосомы и, в конечном итоге, попадает в лизосомы. А большая часть рецепторов возвращается через транспортные пузырьки обратно на клеточную поверхность для повторного использования. Известны комплексы рецептор - лиганд, которые проходят по другому пути из эндосомного компартмента. Иногда и рецептор, и лиганд попадают в лизосому и деградируют. В некоторых случаях рецептор и лиганд переносятся сквозь клетку, и лиганд высвобождается на другой поверхности клетки путем экзоцитоза. Этот процесс называется трансцитозом.

Литература Общая Bretscher M. S. The molecules of the cell membrane..Sci. Am., 253(4), 100-109, 1985.

Datta D. B. A Comprehensive Introduction to Membrane Biochemistry. Madison. Floral., 1987.

Finean J. B. R., Coleman R., Michell R. H. Membranes and Their Cellular Functions, 3rd rd. Oxford, Blackwell, 1984.

Singer S. J., Nicolson G. I. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes. Science, 175, 720-731, 1972.

Veagle P. The Membranes of Cells. Orlando, Academic, 1987.

Цитируемая 1. Branton D. Fracture faces of frozen membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 55, 1048-1056, 1966.

Ceve G., Marsh D. Phospholipid Bilayers: Physical Principles and Models. New York., Wiley, 1987.

Gorter E., Grendel F. On bimolecular layers of lipoids on the chromocytes of the blood. J. Exp. Med., 41, 439-443, 1925.

2. Hawthorne J. N., Ansell G. B. Phospholipids. New Comprehensive Biochemistry, Vol. 4. Amsterdam, Elsevier, 1982.

Storch J., Kleinfeld A. M. The lipid structure of biological membranes. Trends Biochem. Sci., 10., 418-421, 1982.

3. Bangham A. D. Models of cell membranes. In: Cell Membranes: Biochemistry, Cell Biology and Pathology (G. Weissmann, R. Claiborne eds.), pp. 24-34. New York. Hospital Practice, 1975.

Edidin M. Rotational and lateral diffusion of membrane proteins and lipids: phenomena and function. Curr. Top. Memb. Transp., 29, 91-127, 1987.

Kornberg R. D., McConnell H. M. Lateral diffusion of phospholipids in a vesicle membrane. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 68, 2564-2568, 1971.

4. Chapman D. Lipid dynamics in cell membranes. In: Cell Membranes: Biochemistry, Cell Biology and Pathology (G. Weissmann, R. Claiborne eds.), pp. 13-22. New York, Hospical Practice, 1975.

Chapman D., Benga G. Biomembrane fluidity - studies of model and natural membranes. In: Biological Membranes (D. Chapman ed.), Vol. 5, pp. 1-56. London, Academic, 1984.

Kates M., Manson L. A. eds. Membrane Fluidity. Biomembranes, Vol 12. New York, Plenum, 1984.

Kimelberg H. K. The influence of membrane fluidity on the activity of membrane-bound enzymes. In: Dynamic Aspects of Cell Surface Organization. Cell Surface Reviews (G. Poste, G. L. Nicolson eds.), Vol. 3, pp. 205-293. Amsterdam. Elsevier, 5. Carruthers A., Melchior D. I. How bilayer lipids affect membrane protein activity. Trends Biochem. Sci., 11, 331-335, 1986.

de Kruiff B. et al. Lipid polymorphism and membrane function. In: The Enzymes of Biological Membranes, Vol. 1, Membrane Structure and Dynamics, 2nd ed. (A.N. Martonosi ed.), pp. 131-204. New York, Plenum, 1985.

Kleinfeld A. Current views of membrane structure. Curr. Top. Memb. Transp., 29, 1-27, 1987.

6. Bretscher M. Membrane structure: some general principles. Science, 181, 622-629, 1973.

Rothman J., Lenard J. Membrane asymmetry. Science, 195, 743-753, 1977.

7. Hakomori S. Glycosphingolipids. Sci. Am., 254(5), 44-53, 1986.

Weigandt H. The gangliosides. Adv. Neurochem., 4, 149-223, 1982.

8. Eisenberg D. Three-dimensional structure of membrane and surface proteins. Anna Rev. Biochem., 53, 595-623, 1984.

Engelman D. M., Steitz T. A., Goldman A. Identifuing nonpolar transbilayer helices in amino acid sequences of membrane proteins. Annu. Rev.

Biophys. Biophys. Chem., 15, 321-353, 1986.

Henderson R. The structure of bacteriorhodopsin and its relevance to other membrane proteins. In: Membrane Transduction Mechanisms (R.

A. Cone, J.E. Dowling eds.), pp. 3-15. New York, Raven, 1979.

Sefton B. M., Buss J. E. The covalent modification of eukaryotic proteins with lipid. J. Cell Biol, 104, 1449-1453, 1987.

Unwin N., Henderson R. The structure of proteins in biological membranes. Sci. Am., 250(2), 78-94, 1984.

9. Helenius A., Simons K. Solubilization of membranes by detergents. Biocim. Biophys. Acta, 415, 29-79, 1975.

Montal M. Functional reconstruction of membrane proteins in planar lipid bilayer membranes. In: Techniques of the Analysis of Membrane Proteins (C. J. Regan, R.J. Cherry eds.), pp. 97-128. London. Chapman and Hall, 1986.

Racker E. Reconstruction of Transporters, Receptors and Pathological States. Orlando, Academic, 1985.

10. Bretscher M. Membrane structure: some general principles. Science, 181, 622-629, 1973.

Steck T. L. The organization of proteins in the human red blood cell membrane. J. Cell Biol., 62, 1-19, 1974.

11. Bennet V. The membrane skeleton of human erythrocytes and its implications for more complex cells. Annu. Rev. Biochem., 54, 273-304, 1985.

Branton D., Cohen C.M., Tyler J. Interaction of cytoskeletal proteins on the human erythrocyte membrane. Cell, 24, 24-32, 1981.

Byers T. J., Branton D. Visualization of the protein associations in the erythrocyte membrane skeleton. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 6153 6157, 1985.

Marchesi V. T. Stabilizing infrastructure of cell membranes. Annu. Rev. Cell Biol., 1, 531-561, 1985.

Shen B. W., Josephs R., Steck T. L. Ultrastructure of the intact skeleton of the human erythrocyte membrane. J. Cell Biol., 102, 997-1006, 1986.

12. Marchesi V. Т., Furthmayr H., Tomita M. The red cell membrane. Annu. Rev. Biochem., 45, 667-698, 1976.

13. Jay D., Cantley L. Structural aspects of the red cell anion exchange protein. Annu. Rev. Biochem., 55, 511-538, 1986.

Kopito R. R., Lodish H. F. Primary structure and transmembrane orientation of the murine anion exchange protein. Nature, 316, 234-238, 1985.

14. Henderson R., Unwin P. N. T. Three-dimensional model of purple membrane obtained by electron microscopy. Nature, 257, 28-32, 1975.

Stoeckenius W., Bogomolni R. A. Bacteriorhodopsin and related pigments of Halobacteria. Annu. Rev. Biochem., 51, 587-616, 1982.

15. Deisenhofer J., Epp. O., Miki K., Huber R., Michel H. The structure of the protein subunits in the photosynthetic reaction centre of Rhodopseudomonas viridis at 3 A resolution. Nature, 318, 618-624, 1985.

16. de Petris S., Rqff M.C. Normal distribution patching and capping of lymphocyte surface immunoglobulin studied by electron microscopy. Nature New Biol., 241, 257-259, 1973.

Edidin M. Rotational and lateral diffusion of membrane proteins and lipids: phenomena and function. Curr. Top. Memb. Transp., 29, 91-127, 1987.

Frye L. D., Edidin M. The rapid intermixing of cell surface antigens after formation of mouse-human heterokaryons. J. Cell Sci., 7, 319-335, 1970.

MvCloskey M., Poo M.-M. Protein diffusion in cell membranes: some biological implications. Int. Rev. Cytpl., 87, 19-81, 1984.

Poo M., Cone R.A. Lateral diffusion of rhodopsin in the photoreceptor membrane. Nature, 247, 438-441, 1974.

Wier M., Edidin M. Constraint of the translational diffusion of a membrane glycoprotein by its' external domains. Science, 242, 412-414, 1988.

17. Gumbiner В., Louvard D. Localized barriers in the plasma membrane: a common way to form domains. Trends Biochem. Sci., 10, 435-438, 1985.

Myles D. G., Primakoff P. Sperm surface domains. In: Hybridoma Technology in the Biosciences and Medicine. (T. A. Springer ed.), pp. 239 250. New York, Plenum, 1985.

Simons K., Fuller S. D. Cell Surface Polarity in Epithelia. Annu. Rev. Cell Biol., 1, 243-288, 1985.

18. Hirano H., Parkhouse В., Nicolson G.L., Lennox E.S., Singer S.J. Distribution of saccharide residues on membrane fragments from a myeloma cell homogenate: its implications for membrane biogenesis. Proc. Natl. Acad Sci. USA, 69, 2945-2949,1972.

Kornfeld R., Kornfeld S. Structure of glycoproteins and their oligosaccharide units. In: The Biochemistry of Glycoproteins and Proteoglycans (W.J. Lennarz ed.), pp. 1-84. New York, Plenum, 1980.

Lis H., Sharon N. Lectins as molecules and tools. Annu. Rev. Biochem., 55, 35-67, 1986.

Olden K., Bernard B. A., Humphries M. J., Yeo T.-K., Yeo K.T., White S.L., Newton S. A., Bauer H. C., Parent J. B. Function of glycoprotein glycans. Trends Biochem. Sci., 10, 78-82, 1985.

19. Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes, Sunderland, MA, Sinauer, 1984.

Martonosi A. N. ed. The Enzymes of Biological Membranes, Vol. 3, Membrane Transport, 2nd ed. New York, Plenum, 1985.

West I. S. The Biochemistry of Membrane Transport. London, Chapman and Hall, 1983.

Stein W.D. Transport and Diffusion Across Cell Membranes Orlando, Academic, 1986.

20. Andersen 0. S. Permeability properties of unmodified lipid bilayer membranes. In: Membrane Transport in Biology. Vol. 1 (G. Giebisch, D. C.

Tosteson, H. H. Ussing eds.), pp. 369-446. New York, Springer-Verlag, 1978.

Finkelstein A. Water movement through membrane channels. Curr. Top. Memb. Trans., 21, 295-308, 1984.

Walter A., Gutknecht J. Permeability of small nonelectrolytes through lipid bilayer membranes. J. Membr. Biol., 90, 207-217, 1986.

21. Hobbs A.S., Alberts R. W. The structure of proteins involved in active membrane transport. Annu. Biophys. Bioeng., 9, 259-291, 1980.

Kyte J. Molecular considerations relevant to the mechanism of active transport. Nature, 292, 201-204, 1981.

Stein W. D. ed. Ion pumps: Structure, function and regulation. New York, Alan Liss, 1988.

Tanford C. Mechanism of the energy coupling in active transport. Annu. Rev. Biochem., 52, 379-409, 1983.

Wilson D.B. Cellular transport mechanisms. Annu. Rev. Biochem., 47, 933-965, 1978.

22. Cantley L. C. Structure and mechanisms of the (Na, K) ATPase. Curr. Topics Bioenerget., 11, 201-237, 1981.

Glynn I. M., Ellory C. eds. The Sodium Pump. Cambridge, U. K. The Company of Biologists, 1985.

Shull G. E., Schwartz A., Lingrel J. B. Amino acid sequence of the catalytic subunit of the (Na+-K+) ATPase deduced from a complementary DNA. Nature, 316, 691-695, 1985.

23. Swecdner K. J., Goldin S. M. Active transport of sodium and potassium ions: mechanism, function and regulation. N. Engl. J. Med., 302, 777 783, 1980.

Glynn I.M. The Na+-K+ transporting adenosine triphosphatase. In: The Enzymes of Biological Membranes, 2nd ed. (A. Martonosi ed.), Vol. 3, pp. 34-114. New York, Plenum, 1985.

24. Hassebach W., Oetliker H. Energetics and electrogenicity of the sarcoplasmic reti :ulum calcium pump. Annu. Rev. Physiol., 45, 325-339, 1983.

MacLennan D. H., Brandl C. J., Korezak В., Green N. M. Amino acid sequence of a Ca2+, Mg2+-dependent ATPase from rabbit muscle sarcoplasmic reticulum, deduced from its complementary DNA sequence. Nature, 316, 696-700, 1985.

Schatzman H.J. The red cell calcium pump. Annu. Rev. Physiol., 45, 303-312, 1983.

25. Hinkle P.C., McCarty R.E. How cell make ATP. Sci. Am., 238(3), 104-123, 1978.

Nicholls D. G. An Introduction to the Chemiosmotic Theory, 2nd ed. New York, Academic, 1987.

26. Scott D. M. Sodium cotransport systems: cellular, molecular and regulatory aspects. Bioessays, 7, 71-78, 1987.

Wright J. K., Seckler R., Overath P. Molecular aspects of sugar: ion transport. Annu. Rev. Biochem., 55, 225-248, 1986.

27. Grinstein S., Rotnstein A. Mechanisms of regulation of the Na+/H+ exchanger. J. Membrane Biol., 90, 1-12, 1986.

Olsnes S., Tonnessen T. I., Sandvig K. pH-regulation anion antiport in nucleated mammalian cells. J. Cell Biol., 102, 967-971, 1986.

Pouyssegur J., Franchi A., Kohno M., L'Allemain G., Paris S. Na+-H+ exchange and growth control in fibroblasts: a genetic approach. Curr.

Top. Memb. Transp., 26, 201-220, 1986.

Rozengunt E., Mendoza S. Early stimulation of Na+-H + antiport, Na+-K+ pump activity and Ca2+ fluxes in fibroblast mitogenesis. Curr. Top.

Membr. Transp., 27, 163-191, 1986.

28. Aimers W., Stirling C. Distribution of transport proteins over animal cell membranes. J. Membrane Biol. 77, 169-186, 1984.

Semenza G. Anchoring and biosynthesis of stalked brush border membrane proteins: Glycosidases and peptidases of Enterocytes and renal tubuli. Annu. Rev. Cell Biol., 2, 255-313, 1986.

29. Postma P. W., Longeler J. W. Phosphoenolpyruvate: carbohydrate phosphotransferase system of bacteria. Microbiol. Rev., 49, 232-269, 1985.

30. Ames G. F. L. Bacterial periplasmic transport systems: structure, mechanism and evolution. Annu. Rev. Biochem., 55, 397-425, 1986.

31. Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes, Sunderland, MA, Sinauer, 1984.

32. Baker P. F., Hodgkin A. L., Shaw T. L. The effects of changes in internal ionic concentration on the electrical properties of perfused giant axons.

J. Physiol., 164, 355-374, 1962.

Hodgkin A. L., Keynes R. D. Active transport of cations in giant axons from Sepia and Loligo. J. Physiol., 128, 26-60, 1955.

Kuffler S.W., Nicholls J. G., Martin A. R. From Neuron to Brain, pp. 111-125, Sunderland MA, Sinauer, 1984.

33. Hodgkin A. L., Huxley A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. J.

Physiol., 117, 500-544, 1952. Kuffler S.W., Nicholls J. G., Martin A. R. From Neuron to Brain, pp. 125-152. Sunderland MA, Sinauer, 1984.

34. Catterall W.A. Molecular properties of voltage-sensitive sodium channels. Annu. Rev. Biochem., 55, 953-985, 1986.

Noda M. et al. Primary structure of Electrophorus electricus sodium channel deduced from cDNA sequence. Nature, 312, 121-127, 1984.

Sigworth F. J., Neher E. Single Na+ channel currents observed in cultured rat muscle cells. Nature, 287, 447-449, 1980.

Stevens C.F. Biophysical studies of ion channels. Science, 225, 1346-1350, 1984.

Tanabe T. et al. Primary structure of the receptor for calcium channel blockers from skeletal muscle. Nature, 328, 313-318, 1987.

35. Grenningloh G. et al. The strychnine-binding subunit of the glycine receptor shows homology with nicotinic acetylcholine receptors. Nature, 328, 215-220, 1987.

Guy H. R., Hucho F. The ion channel of the nicotinic acetylcholine receptor Trends Neurosci., 10, 318-321, 1987.

Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes, pp. 117-138 and 335-360. Sunderland MA, Sinauer, 1984.

Noda M. et al. Structural homology of Torpedo californica acetylcholine receptor subunits. Nature, 302, 528-532, 1983.

Schoefield P. R. et al. Sequence and functional expression of the GABAA receptor shows a ligand-gated receptor super family. Nature, 328, 221-227, 1987.

36. Stevens C. F. The neuron. Sci. Am., 241(3), 54-65, 1979.

37. Gomperts B. D. The Plasma Membrane: Models for Its Structure and Function, pp. 109-212. New York, Academic Press, 1976.

Pressman B. C. Biological applications of ionophores. Annu. Rev. Biocem., 45, 501-530, 1976.

38. Burgess T. L., Kelly R. B. Constitutive and regulated secretion of proteins. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 243-294, 1987.

39. Lawson D., Fewtrell C., Raff M. Localized mast cell degranulation induced by cpncanavalin A-sepharose beads: implications for the Ca2+ hypothesis of simulus-secretion coupling. J. Cell Biol., 79, 394-400, 1978.

40. Steinman R. M., Mellman I. S., Mutter W. A., Cohn Z. Endocytosis and recycling of plasma membrane. J. Cell Biol., 96, 1-27, 1983.

41. Goldstein J.L., Anderson R.G.W., Brown M.S. Coated pits, coated vesicles, and receptor-mediated endocytosis. Nature, 279, 679-685, 1979.

Roth Т. F., Porter К. R. Volk protein uptake in the oocyte of the mosquito, Aedes aegypti. L. J. Cell Biol., 30, 313-332, 1964.

42. Pearse B. M. F., Bretscher M. S. Membrane recycling by coated vesicles. Annu. Rev. Biochem., 50, 85-101, 1981.

Pearse B.M.F., Growther R.A. Structure and assembly of coated vesicles. Ann. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 16, 49-68, 1987.

Schmid S. L., Rothman J. E. Enzymatic dissociation of clathrin in a two-stage process. J. Biol., 260, 10044-10049, 1985.

43. Orci L., Click B. S., Rothman J. E. A new type of coated vesicular carrier that appears not to contain clathrin: its possible role in protein transport within the Golgi stack. Cell, 46, 171-184, 1986.

Simionescu N., Simionescu M., Palade G.E. Premeability of muscle capillaries to small heme-peptides: evidence for the existence of patent transendothelial channels. J. Cell Biol., 64, 586-607, 1975.

44. Brown M. S., Goldstein J. L. How LDL receptors influence cholesterol and atherosclerosis. Sci., Am., 251(5), 58-66, 1984.

Brown M. S., Goldstein J. L. A receptor-mediated pathway for cholesterol homeostasis. Science, 232, 34-48, 1986.

45. Brown W.J., Goodhouse J., Farquhar M,G. Mannose-6-phosphate receptors for lysosomal enzymes cycle between the Golgi complex and endosomes. J. Cell Biol., 103, 1235-1247, 1986.

Griffiths G., Hoflack В., Simons K., Mellman I., Kornfleld S. The mannose-6-phosphate receptor and the biogenesis of lysosomes. Cell, 52, 329-341, 1988.

Helenius A., Mellman I., Wall D., Hubbard A. Endosomes. Trends Biochem. Sci., 8, 245-250, 1983.

Mellman L, Howe C., Helenius A. The control of membrane traffic on the endocytis pathway. Curr. Top. Memb. Transp., 29, 255-288, 1987.

46. Carpenter G. Receptors for epidermal growth factor and other polypeptide mitogens. Annu. Rev. Biochem., 56, 881-914, 1987.

Dautry-Varsat A., Ciechanover A., Lodish H.F. pH and the recycling of transferrin during receptor-mediated endocytosis. Proc. Natl. Acad.

Sci. USA, 80, 2258-2262, 1983.

Goldstein J.L., Brown M.S., Anderson R.G. W., Russell D. W., Schneider W.J. Receptor-mediated endocytosis. Annu. Rev. Cell Biol., 1, 1-39, 1985.

Mellman L, Fuchs R., Helenius A. Acidification of the endocytic and exocytic pathways. Annu. Rev. Biochem., 55, 663-700, 1986.

47. Mostov K.E., Simister N.E. Transcytosis. Cell, 43, 389-390, 1985.

Rodewald R., Abrahamsom D. R. Receptor-mediated transport of IgG across the intestinal epithelium of the neonatal rat. In: Membrane Recycling (Ciba Foundation Symposium 92), pp. 209-232. London, Pitman, 1982.

48. Helenius A., Marsh M. Endocytosis of enveloped animal viruses. In: Membrane Recycling (Cida, Foundation Symposium 92), pp. 59-76.

London, Pitman, 1982.

Thilo I. Quantification of endocytosis-derived membrane traffic. Biochim. Biophys. Acta, 822, 243-266, 1985.

49. Abercrombie M., Haysman J. E. M., Pegrum S. M. The locomotion of fibroblasts in culture. III. Movements of particles on the dorsal surface of the leading lamella. Exp. Cell Res., 62, 389-398, 1970.

Bretscher M. S. Endocytosis: relation to capping and cell locomotion. Science, 224, 681-686, 1984.

Taylor R.B., Duffus W.P.H., Raff M. C., de Petris S. Redistribution and pinocytosis of limphocyte surface immunoglobulin molecules induced by anti-immunoglobulin intobody. Nature New Biol., 233, 225-229, 1971.

50. Wright S. D., Silverstein S. C. Overview: the function of receptors in phagocytosis. In: Handbook of Experimental Immunology, 4th ed. (D. M.

Weir, L. Herzenberg eds.), pp. 41-1-41-14. Oxford UK, Blackwell, 1983.

51. Aggeler J., Werb Z. Initial events during phagocytosis by macrophages viewed from outside and inside the cell: Membrane-particle interaction and clathrin. J. Cell Biol., 94, 613-623, 1982.

Griffin F. M., Jr., Griffin J. A., Silverstein S. C. Studies on the mechanism of phagocytosis. II. The interaction of macrophages with anti immunoglobulin IgG-coated bone marrow-derived lymphocytes. J. Exp. Med., 144, 788-809, 1976.

Griffin F. M., Jr., Silverstein S. C. Segmental response of the macrophage plasma membrane to a phagocytic stimulus. J. Exp. Med., 139, 323 336, 1974.

52. Blumenthal R. Membrane Fusion. Curr. Top. Memb. Transp., 29, 203-254, 1987.

Gething M. J., Doms R., York D., White J. Studies on the mechanism of membrane fusion: site-specific mutagenesis of the hemagglutinin of influenza virus. J. Cell Biol., 102, 11-23, 1986.

White J., Kielian M., Helenius A. Membrane fusion proteins of enveloped animal viruses. Quart. Rev. Biophys., 16, 151-195, 1983.

Wiley D. C., Skehel J. J. The structure and function of the hemagglutinin membrane glycoprotein of influenza virus. Annu. Rev. Biochem., 56, 365-394, 1987.

7. Преобразование энергии: митохондрии и хлоропласты Митохондрии, имеющиеся во всех эукариотических клетках, и свойственные только растениям пластиды (из которых наибольший интерес представляют хлоропласты) преобразуют энергию в формы, которые могут быть использованы для проведения внутриклеточных реакций.

Специфическую функцию этих органелл отражает наиболее поразительная черта их морфологии - обилие внутренних мембран. Мембраны выполняют в этих энергопреобразующих органеллах две ключевые функции. Во-первых, они осуществляют процессы переноса электронов, в результате которых энергия реакций окисления (см. разд. 2.2.4) преобразуется в более полезные формы, главным образом в энергию АТР. Во вторых, мембраны образуют в органелле большие внутренние компартменты, в которых находятся ферменты, катализирующие другие внутриклеточные реакции.

Без митохондрий животная клетка могла бы получать АТР только за счет анаэробного гликолиза. Но в результате превращения глюкозы в пируват, происходящего при гликолизе (разд. 2.3.2), высвобождается лишь малая часть всей свободной энергии, которую можно получить при окислении Сахаров. В митохондриях метаболизм Сахаров (и жирных кислот) доводится до конца: пируват (как и жирные кислоты) окисляется молекулярным кислородом (О2) до СО2 и Н2О. Энергия, высвобождаемая при таком окислении, используется настолько эффективно, что на каждую молекулу окисляемой глюкозы образуется около 36 молекул АТР, в то время как при гликолизе на одну молекулу глюкозы приходится только молекулы АТР. Хлоропласты - это тоже очень эффективные «машины» для выработки АТР, но источником энергии для них служит солнечный свет, а не сахара и жирные кислоты. Несмотря на такое фундаментальное различие, митохондрии и хлоропласты организованы сходно и синтезируют АТР одним и тем же способом.

Общий путь, по которому митохондрии, хлоропласты и даже бактерии преобразуют энергию для биологических целей, основан на процессе, получившем название хемиосмотического сопряжения. Этот процесс начинается с того, что электроны, «богатые энергией», передаются от сильных доноров этих частиц по цепи из переносчиков электронов, встроенных в мембрану, непроницаемую для ионов. При таком переносе по электронтранспортной цепи электроны, которые были либо возбуждены солнечным светом, либо извлечены при окислении питательных веществ, последовательно переходят на все более низкие энергетические уровни. Часть высвобождаемой энергии используется для перемещения протонов с одной стороны мембраны на другую, в результате чего на мембране создается электрохимический протонный градиент. За счет энергии этого градиента протекают реакции, катализируемые ферментами, встроенными в ту же мембрану (рис. 7-1). В митохондриях и хлоропластах большая часть энергии используется для превращения ADP и Рi в АТР, хотя некоторая ее доля расходуется на транспорт специфических метаболитов в органеллу и из нее. В отличие от этого у бактерий электрохимический градиент служит столь же важным непосредственным источником энергии, как и синтезируемый с его помощью АТР: благодаря энергии градиента осуществляются не только многие транспортные процессы, но и быстрое вращение бактериальных жгутиков, перемещающих клетку (разд. 12.5.4).

Как полагают, преобразующие энергию органеллы эукариот произошли от прокариотических клеток, которые были захвачены примитивными эукариотами и вступили с ними в симбиоз 1,5 млрд. лет назад. Этим можно объяснить, почему митохондрии и хлоропласты имеют Рис. 7-1. Хемиосмотическое сопряжение используется всеми клетками для преобразования энергии. За счет энергии солнечного света или окисления питательных веществ сначала создается трансмембранный электрохимический протонный градиент. Этот градиент и служит источником энергии для разнообразных процессов, происходящих в митохондриях, хлоропластах и бактериальных клетках.

Pages:     | 1 |   ...   | 7 | 8 || 10 | 11 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.