WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     | 1 |   ...   | 5 | 6 || 8 | 9 |   ...   | 11 |

«1 Молекулярная биология клетки 2 Molecular Bruce Alberts, Dennis Bray, Biology Julian Lewis, Martin Raff, of the Cell Keith Roberts, James D. Watson SECOND EDITION Garland Publishing, Inc. ...»

-- [ Страница 7 ] --

Рис. 5-56. Ступенчатое соединение, связывающее две хромосомы в том месте, где между ними произошел кроссинговер. Длина таких соединений часто достигает нескольких тысяч нуклеотидов.

Рис. 5-55. Разрыв и воссоединение двух гомологичных двойных спиралей ДНК в процессе общей рекомбинации. В результате образуются две кроссоверные хромосомы.

5- 5.4.2. Общая рекомбинация инициируется в точке разрыва одной из двух цепей двойной спирали ДНК [36] Каждая из двух цепей молекулы ДНК закручена вокруг другой цепи. Вследствие этого любые комплементарные взаимодействия между двумя гомологичными двойными спиралями ДНК возможны лишь в том случае, если сначала в какой-либо одной из двух цепей возникнет разрыв, который освободит эту цепь для необходимого раскручивания и повторного закручивания. По той же причине для любого взаимного обмена цепями между двумя двойными спиралями ДНК нужно не меньше двух разрывов, т. е. по одному одноцепочечному разрыву в каждой из двух двойных спиралей. Ясно, наконец, что для образования ступенчатого (гетеродуплексного) соединения, изображенного на рис. 5-56, должны разорваться все четыре цепи, потому что лишь в этом случае каждая из них может воссоединиться с другим партнером. При общей рекомбинации все эти разрывы и воссоединения осуществляются и координируются таким образом, что они могут происходить лишь тогда, когда в двух спиралях ДНК имеются достаточно протяженные участки с гомологичными нуклеотидными последовательностями.

В экспериментах со многими различными организмами выяснилось, что для инициации событий, из которых слагается общая рекомбинация, Рис. 5-57. Реакция, катализируемая белком recBCD - ферментом, участвующим в общей рекомбинации у Е. соli. Белок присоединяется к двойной спирали ДНК с одного конца и движется к другому ее концу со скоростью около 300 нуклеотидов в секунду, используя для своего движения энергию, высвобождающуюся при гидролизе связанного АТР. Одновременно с белком движется возникшая под его воздействием петля ДНК.

Когда она достигает на спирали особой восьминуклеотидной последовательности, называемой сайтом узнавания (recognition site;

такие последовательности имеются в разных участках хромосомы Е. соli), одна из цепей разрывается, высвобождая небольшой одноцепочечный «ус».

Этот «ус» может инициировать генетическую рекомбинацию путем спаривания с гомологичной спиралью (см. рис. 5-58).

Рис. 5-58. Схема, иллюстрирующая начальный одноцепочечный обмен между двумя гомологичными двойными спиралями ДНК в процессе общей рекомбинации. Разрыв в одной из цепей ДНК высвобождает эту цепь и она внедряется во вторую спираль, образуя здесь короткий спаренный участок. Спариваться таким путем и тем самым инициировать общую рекомбинацию могут только такие две молекулы ДНК, у которых нуклеотидные последовательности комплементарны. Известны ферменты, катализирующие все представленные здесь этапы (см. рис. 5-57 и 5-60).

достаточно одного разрыва только в одной из двух цепей ДНК. Оказалось, что факторы, вызывающие появление таких одноцепочечных разрывов, например химические агенты или некоторые виды излучения, могут инициировать генетическую рекомбинацию. Более того, удалось показать, что один из специфических белков, необходимых для рекомбинации у Е. соli, а именно белок recBCD, вызывает в молекулах ДНК одноцепочечные разрывы. Белок recBCD представляет собой ДНК-зависимую АТРазу, которая действует как ДНК-геликаза - перемещается по спирали ДНК и расплетает ее, делая ее цепи доступными. Под влиянием белка recBCD, сочетающего нуклеазную и геликазную активность, на двойной спирали ДНК возникает одноцепочечный участок - «ус» (whisker) (рис. 5-57). Рис. 5-58 дает представление о том, как наличие такого одноцепочечного участка может индуцировать начальное взаимодействие между двумя комплементарными участками двойной спирали ДНК.

5- 5.4.3. Гибридизация ДНК может служить моделью этапа общей рекомбинации, связанного с комплементарным спариванием [29, 37] В простейшей форме комплементарные взаимодействия, играющие в общей рекомбинации центральную роль, можно воспроизвести в экспериментах in vitro по ренатурации ДНК, разделенной на отдельные цепи. Такая ренатурация (или гибридизация) происходит, когда в растворе вследствие случайного соударения одиночных цепей ДНК комплементарные нуклеотидные последовательности оказываются одна напротив другой и образуют короткий отрезок двойной спирали. За этим сравнительно медленным этапом нуклеации спирали следует очень быстрый этап «застегивания молнии»: двойная спираль при этом растет до тех пор, пока не образуется максимально возможное число водородных связей (рис. 5-59). Для образования таким путем новой двойной спирали разделившиеся цепи во время отжига должны быть выпрямлены, чтобы их основания были открытыми. По этой причине эксперименты с гибридизацией ДНК in vitro проводят при высокой температуре или в присутствии таких органических растворителей, как формамид;

в этих условиях «плавятся» и короткие спирали («шпильки»), возникающие в одиночной цепи ДНК вследствие комплементарных взаимодействий при ее складывании саму на себя. Бактериальные клетки не переносят, разумеется, столь жестких воздействий. В них распрямление спиралей достигается под воздействием специального дестабилизирующего белка, или SSB-белка. У Е.

coli SSB-белок необходим и для репликации ДНК, и для общей рекомбинации;

кооперативно связываясь с сахарофосфат- Рис. 5-59. При гибридизации ДНК in vitro двойные спирали ДНК образуются заново из ранее разделившихся цепей. Восстановление спиралей зависит от случайного cоударения двух комплементарных целей. Большинство таких соударений безрезультатно (как это видно из левой части рисунка), но некоторые из них приводят к спариванию на коротком участке комплементарных оснований (т. е. к нуклеации спирали). За этим следует быстрое «застегивание молнии» и двойная спираль готова. Посредством такого процесса - методом проб и ошибок каждая цепь ДНК может найти себе комплементарного партнера среди миллионов «неподходящих» цепей. По-видимому, общая рекомбинация всегда инициируется именно таким путем: комплементарные партнеры узнают друг друга методом проб и ошибок.

ным остовом всех одноцепочечных участков ДНК, он поддерживает их в растянутой конформации и делает основания доступными. В такой конформации одноцепочечная ДНК способна присоединять путем спаривания оснований либо молекулы нуклеозидтрифосфатов (при репликации ДНК), либо комплементарные участки другой одноцепочечной ДНК (при генетической рекомбинации). Если гибридизацию ДНК проводят in vitro в условиях, напоминающих внутриклеточные, то белок SSB ускоряет нуклеацию спирали ДНК, а значит, и весь процесс отжига более чем в 1000 раз.

5- 5.4.4. Белок rесА у Е. соlі дает возможность одиночным цепям ДНК спариваться с гомологичным участком двойной спирали ДНК [38] Общая генетическая рекомбинация - более сложный процесс, нежели описанная выше простая гибридизация ДНК. При общей рекомбинации в двойную спираль ДНК должна внедриться одиночная цепь ДНК, высвободившаяся из другой двойной спирали (см. рис. 5-58). У Е.

соlі для этого необходим белок rесА. Этот белок представляет собой продукт гена rесА, который, как выяснилось в 1965 г., играет главную роль в конъюгации хромосом. Биохимики долго вели поиски важного, но неуловимого продукта этого гена, и наконец, в 1976 г. его удалось получить в чистом виде. Он оказался белком с молекулярной массой 38000 дальтон. Подобно дестабилизирующему белку, он прочно связывается в виде крупных кооперативно образованных кластеров с одиночными цепями ДНК, однако есть у recA-белка и некоторые особые свойства. В частности, у него имеются два участка (сайта) для связывания ДНК, благодаря чему он способен удерживать вместе одиночную цепь и двойную спираль. Эти два участка для связывания ДНК позволяют белку rесА катализировать образование синапсиса - между двойной спиралью ДНК и гомологичным участком одноцепочечной ДНК, как это показано на рис. 5-60. Ключевым этапом в этой реакции является определение области гомологии путем начального спаривания между комплементарными нуклеотидными последовательностями (2-й этап на рис. 5-60). Это взаимодействие кладет начало процессу спаривания (см. рис. 5-58) и тем самым инициирует обмен одноцепочечными участками между двумя двойными спиралями ДНК, претерпевающими Рис. 5-60. Эксперименты in vitro показывают, что между одноцепочечной ДНК, несущей белок recA, и двойной спиралью может образоваться несколько различных комплексов. Сначала (1-й этап) возникает комплекс с неспаренными основаниями. Далее он, как только будет найден участок с гомологичной нуклеотидной последовательностью (2-й этап), превращается в комплекс со спаренными основаниями, в котором, однако, цепи на закручены. Такой комплекс нестабилен, потому что ДНК находится в нем в необычной форме: две ее цепи либо вообще не закручены в спираль, либо закручены так, что в ней чередуются участки правой (т.е. нормальной) и левой спиралей. На 3-м этапе обмен цепями стабилизируется. Для этого в одной из двух цепей, образующих спираль, должен возникнуть разрыв (здесь не показан), а затем одна цепь должна быть закручена в спираль вокруг другой.

рекомбинацию. В экспериментах in vitro было показано, что дестабилизирующий белок Е. coli (белок SSB) и белок rесА действуют кооперативно, облегчая реакции спаривания. Быть может, именно по этой причине генетическая рекомбинация в клетках Е. coli резко ослабевает, если хоть один из этих белков оказывается дефектным.

После того как образование синапсиса произошло, короткий участок гетеродуплекса, в котором начали спариваться цепи, принадлежащие двум разным молекулам ДНК, увеличивается за счет направляемой белком миграции ветви, которая также катализируется белком rесА. Миграция ветви может происходить в любой точке там, где две одинаковые по своей последовательности одиночные цепи ДНК пытаются спариться с одной и той же комплементарной цепью;

неспаренный участок одной цепи вытесняет спаренный участок другой, смещая таким образом точку ветвления, хотя само число спаренных оснований при этом не изменяется. Спонтанно миграция ветви идет с равной вероятностью в обоих направлениях и потому трудно ожидать, чтобы она Рис. 5-61. Два типа миграции ветвей, наблюдаемые в экспериментах in vitro. Спонтанно миграция идет в обоих направлениях, подчиняясь закону случая, поэтому реальное перемещение при этом очень невелико. Миграция же с участием белка rесА идет с постоянной скоростью только в одном направлении, энергию для нее, очевидно, поставляет процесс поляризованной сборки белка rесА на одиночной цепи ДНК, идущий в указанном направлении.

могла привести к эффективному завершению процесса рекомбинации (рис. 5-61, А). В присутствии белка rесА эта миграция приобретает направленный характер, так что гетеродуплексный участок быстро увеличивается, достигая нескольких тысяч спаренных нуклеотидов (рис. 6-61, Б).

Катализ процесса миграции ветви связан и с другой особенностью белка rесА. Помимо наличия двух ДНК-связывающих сайтов этот белок (подобно белку recBCD) имеет и еще один дополнительный участок - для связывания и гидролиза АТР, т.е. он представляет собой ДНК зависимую АТРазу. Он связывается с ДНК намного прочнее, когда к нему присоединен не ADP, а АТР. Более того, новые несущие молекулы rесА предпочтительно связываются с одним из концов белковой нити, и АТР гидролизуется при этом до ADP. Можно видеть, таким образом, что нити белка rесА, выстраивающиеся на ДНК, в смысле динамики сборки имеют много общего с нитями тубулина или актина, образующими цитоскелет;

об этом свидетельствует, в частности, тот факт, что направленное продвижение белка rесА вдоль цепи ДНК способно служить движущей силой для реакции миграции ветви, как это показано на рис. 5-61, Б.

5- 5.4.5. Общая генетическая рекомбинация включает обычно обмен с перекрещиванием цепей [39] Трудным и медленным этапом общей генетической рекомбинации является одноцепочечный обмен между двумя двойными спиралями (см. рис. 5-58). После этого начального обмена гомологичные нуклеотидные последовательности двух взаимодействующих спиралей устанавливаются в строгом соответствии одна с другой, и потому расширение области спаривания и «закладка» новых обменов между двумя спиралями происходят быстро. Во время этих событий часто наблюдаются удаление некоторого количества нуклеотидов и локальный ресинтез ДНК, сходные с теми, какие имеют место при репарации ДНК. Однако возможных вариантов здесь много, так что разные организмы нередко используют на этой стадии различающиеся в деталях механизмы. Большая часть механизмов включает в качестве промежуточного этапа обмен с перекрещиванием цепей между двумя спиралями ДНК. Один из самых простых путей образования соответствующей структуры показан на рис. 5 62.

В структуре с перекрещивающимися цепями (ее называют также структурой Холлидея) две гомологичные спирали ДНК после первоначального этапа спаривания удерживаются вместе благодаря перекрестному обмену двумя цепями из имеющихся четырех - по одной цепи от каждой спирали. Для поддержания этой структуры не требуется, чтобы нарушалось спаривание оснований. Структура обладает некоторыми интересными и важными свойствами. 1. Точка обмена между двумя гомологичными спиралями ДНК, расположенная там, где скрещиваются две их цепи (рис. 5-62), может быстро перемещаться по спирали взад и вперед (миграция двух ветвей). 2. Структура, образующаяся при обмене с перекрещиванием цепей, содержит две перекрещенные и две неперекрещенные цепи. Эта структура может существовать в различных изомерных формах, возникающих в результате вращения составляющих ее элементов относительно друг друга, как показано на рис. 5-63. Изомеризация меняет положение двух пар цепей: две ранее перекрещивавшиеся цепи становятся неперекрещивающимися, и наоборот.

Для того чтобы вновь восстановились две отдельные спирали ДНК Рис. 5-62. Обмен с перекрещиванием цепей. Много возможных путей ведет от структуры, представленной на рис. 5-58 (одноцепочечный обмен), к структуре с перекрещенными цепями. Здесь показан один из таких путей. Более точное представление о структуре с перекрещенными цепями дает, вероятно, верхнее из - приведенных здесь изображений, однако нижнее позволяет лучше понять реакцию изомеризации, которую иллюстрирует рис. 5-63.

Рис. 5-63. Изомеризация структуры с перекрещенными цепями. При отсутствии изомеризации разрыв двух перекрещенных цепей приводит к тому, что обмен завершается без кроссинговера (вверху). В случае изомеризации разрыв перекрещенных цепей дает две кроссоверные хромосомы (внизу).

Полагают поэтому, что изомеризация требуется для разрыва и воссоединения двух гомологичных двойных спиралей ДНК при общей генетической рекомбинации.

Рис. 5-64. Общая генетическая рекомбинация между двумя гомологичными хромосомами, приводящая к кроссинговеру. Изомеризация структуры с перекрещенными цепями происходит так, как это представлено на рис. 5-63.

и тем самым прекратился процесс спаривания, в каждой из двух перекрещенных цепей должен произойти разрыв. Если он произойдет до того, как структура с перекрещенными цепями подвергнется изомеризации, то две исходные спирали ДНК отделятся друг от друга почти неизменными - у каждой из них будет изменена только одна из цепей и только на коротком отрезке (рис. 5-63, вверху). Если же разрыв двух перекрещенных цепей произойдет после изомеризации, то часть каждой исходной спирали ДНК окажется присоединенной (ступенчатым соединением) к части другой спирали;

иными словами, между двумя спиралями произойдет кроссинговер (рис. 5-63, внизу).

Изомеризация, как предполагают, необходима для того, чтобы между двумя хромосомами мог произойти кроссинговер. Рис. 5- показывает, как мог бы протекать этот процесс между двумя сестринскими хроматидами в митотических клетках или между несестринскими хроматидами во время мейоза. Хотя изомеризация должна происходить спонтанно с определенной частотой, в клетках она, возможно, ускоряется или регулируется каким-либо иным путем. Какая-то регуляция осуществляется, по всей вероятности, во время мейоза, когда две спаривающиеся двойные спирали ДНК оказываются прижатыми одна к другой в синаптонемальном комплексе.

5.4.6. Общая генетическая рекомбинация в сочетании с ограниченным синтезом ДНК ведет к конверсии генов [40] Один из фундаментальных законов генетики гласит, что оба родителя вносят равный вклад в генетическую конституцию потомства, поскольку один полный набор генов потомок получает от матери, а другой - от отца. Таким образом, когда из одной диплоидной клетки путем мейоза образуются четыре гаплоидные (разд. 15.2.1), в каждой из этих клеток ровно половину всех генов должны составлять материнские гены, а другую половину - отцовские. Проверить справедливость этого утверждения для сложного организма, в частности организма человека, разумеется, невозможно. К счастью, существуют и такие организмы, например грибы, у которых можно выделить и подвергнуть анализу все четыре дочерние клетки, образовавшиеся в результате мейоза из одной-единственной клетки. Подобный анализ показал, что из строгих генетических правил есть исключения. Иногда мейоз дает три копии материнского варианта (аллеля) данного гена и лишь одну копию отцовского аллеля, что свидетельствует о превращении одной из двух копий отцовского аллеля в копию материнского аллеля. Этот феномен получил название конверсии генов. Часто конверсия генов бывает связана с общей генетической рекомбинацией, и возможно, это явление играет немаловажную роль в эволюции некоторых генов (см. разд. 10.5.2). Полагают, что конверсия генов представляет собой прямое следствие действия двух механизмов - общей генетической рекомбинации и репарации ДНК.

При мейозе в точках кроссинговера между гомологичными материнскими и отцовскими хромосомами возникают гетеродуплексные соединения. Если нуклеотидные последовательности материнской и отцовской ДНК слегка различаются, то образуется несколько неправильных пар. Появившееся в результате этого нарушение двойной спирали ДНК Рис. 5-65. Гипотетический механизм общей рекомбинации, приводящий к конверсии генов. На 1-м этапе ДНК-полимераза начинает синтез дополнительной копии одной из цепей красной спирали, вытесняя прежнюю копию из спирали в виде одиночной цепи. Эта одиночная цепь спаривается с гомологичным участком черной спирали способом, который иллюстрирует рис. 5-60. На 2-м этапе короткий неспаренный участок черной цепи подвергается разрушению, чем и завершается перенос нуклеотидной последовательности из одной спирали в другую. Общий результат произошедших изменений выявляется обычно в следующем клеточном цикле, после того как репликация ДНК приведет к разделению двух «неподходящих» цепей (3-й этап).

может быть исправлено репаративным аппаратом (см. разд. 5.2.7): он либо удаляет какие-то нуклеотиды из отцовской цепи и заменяет их нуклеотидами, комплементарными материнской цепи, либо выполняет противоположную операцию - репарирует материнскую цепь. Результатом этой репарации неправильного спаривания оказывается конверсия генов. Существуют и некоторые другие механизмы, способные осуществлять конверсию генов, но во всех случаях для этого требуется некое событие, имеющее отношение к общей генетической рекомбинации, которое сведет вместе две копии ДНК с очень близкой нуклеотидной последовательностью. Поскольку при этом образуется лишняя копия одной из двух последовательностей, должен иметь место также и синтез некоторого количества ДНК. Генетический анализ показывает, что конверсия генов происходит обычно лишь на небольшом отрезке ДНК, а во многих случаях изменяется вообще только часть одного какого-нибудь гена.

При митозе также может происходить конверсия генов, хотя и несколько реже. Вероятно, как и в процессе мейоза, она возникает здесь вследствие репарации гетеродуплексов ДНК, содержащих неправильные пары. Рис. 5-65 иллюстрирует еще один гипотетический механизм конверсии генов, пригодный и для мейоза, и для митоза.

5- 5.4.7. Ферменты сайт-специфической рекомбинации вводят в геном особые нуклеотидные последовательности ДНК и выводят их из геномов [41] Сайт-специфическая рекомбинация отличается от общей тем, что в этом случае особый рекомбинационный фермент узнает специфические нукле- Рис. 5-66. Сайт-специфическая рекомбинация, посредством которой ДНК бактериофага внедряется в хромосому клетки-хозяина (Е. соli). Особые участки (сайты), которые узнает интеграза (серый круг), представляют собой определенные нуклеотидные последовательности ДНК. Здесь их символизируют красные прямоугольники (см. также рис. 5-74 и 9-19).

отидные последовательности в одной или в двух рекомбинирующих молекулах ДНК. Спаривания оснований здесь не требуется (даже в тех системах, где оно все-таки происходит, в образовании гетеродуплекса участвует не более нескольких пар оснований). Эта форма рекомбинации дает возможность различным типам мобильных последовательностей ДНК перемещаться в пределах хромосом или переходить из одной хромосомы в другую.

Сайт-специфическая рекомбинация впервые была описана для бактериофага лямбда. Именно с ее помощью происходит включение этого фага в хромосому Е. coli и его исключение из нее. В интегрированном состоянии бактериофаг лямбда реплицируется как составная часть ДНК клетки-хозяина (см. разд. 5.5.6). Когда фаговая частица проникает в клетку, в этой клетке синтезируется фермент лямбда-интеграза, кодируемый одним из фаговых генов. Этот фермент катализирует процесс рекомбинации, начинающийся с того, что многие копии интегразного белка прочно связываются с особыми нуклеотидными последовательностями на кольцевой хромосоме бактериофага. Возникший таким путем ДНК-белковый комплекс присоединяется теперь к другой специфической последовательности ДНК, на этот раз на хромосоме бактерии, тесно сближая таким образом хромосомы бактерии и бактериофага (рис. 5-66). Сведя их вместе, интеграза катализирует необходимые реакции разрыва и сшивания ДНК;

при этом короткий участок, на котором нуклеотидные последовательности гомологичны, используется для образования в точке соприкосновения небольшого ступенчатого соединения (рис. 5-67, A). Интеграза обладает ДНК-топоизомеразной активностью, однако отдельные этапы рекомбинации следуют друг за другом столь быстро, что уловить какие-либо промежуточные формы ДНК, которые, по-видимому, все же образуются, не представляется возможным.

Механизм сайт-специфической рекомбинации обеспечивает и исключение фага из бактериальной хромосомы, после чего начинается его быстрое размножение в бактериальной клетке. Реакция исключения катализируется комплексом, в состав которого входит помимо интегразы еще один белок бактериофага, который этот вирус начинает продуцировать лишь в том случае, если клетка-хозяин подвергается стрессу (см. рис. 9-20).

Многие другие ферменты, катализирующие сайт-специфическую рекомбинацию, сходны с лямбда-интегразой в том отношении, что им также необходим короткий участок гомологии в двух отрезках ДНК, подлежащих соединению. Данное требование предполагает довольно высокую избирательность каждого из этих ферментов в отношении рекомбинируемых последовательностей ДНК.

В другом классе ферментов, осуществляющих сайт-специфическую рекомбинацию, эта избирательность выражена не столь сильно.

Подобно лямбда-интегразе, каждый из этих ферментов узнает специфическую последовательность ДНК в том мобильном генетическом элементе, рекомбинацию которого он катализирует. Отличает же эти ферменты от лямбда-интегразы то обстоятельство, что им не требуется специфической последовательности-мишени, а также то, что они не образуют ступенчатого (гетеродуплексного) соединения. Вместо этого под их воздействием в ДНК-мишени возникает ступенчатый (зигзагообразный) разрыв и появляются свободные концы цепей ДНК, которые затем ковалентно связываются со специфической последовательностью ДНК мобильного генетического элемента (рис. 5-67, Б). Благодаря этому весь мобильный элемент оказывается включенным в молекулу ДНК-мишени. По обе стороны от включившегося мобильного элемента в рекомбинантной молекуле ДНК остаются короткие одноцепочечные участки, Рис. 5-67. Два механизма, используемых разными классами ферментов сайт-специфической рекомбинации. В обоих случаях специфичный фермент (показан серым) связывается с особой нуклеотидной последовательностью в хромосоме мобильного генетического элемента (отмечена штриховкой) и удерживает эту последовательность в тесном контакте с определенным участком хромосомы-мишени. А. Фермент делает ступенчатый разрез по обе стороны очень короткой гомологичной последовательности на обеих хромосомах (12 нуклеотидов в случае лямбда интегразы), а затем соединяет цепи партнеров коротким ступенчатым соединением. Б. Фермент делает ступенчатый разрез в хромосоме-мишени и присоединяет выступающие ее концы к ровно срезанным концам мобильного элемента. В этом случае по обе стороны включившегося элемента появляются две короткие идентичные нуклеотидные последовательности - дупликации соответствующего участка ДНК-мишени (от 3 до нуклеотидов, в зависимости от фермента).

которые достраиваются ДНК-полимеразой, завершающей процесс рекомбинации. Как ясно из рис. 5-61, Б, при этом по обе стороны от включившегося элемента появляются две короткие идентичные нуклеотидные последовательности;

по всей вероятности, ферменты сайт специфической рекомбинации узнают именно эти примыкающие к мобильному элементу идентичные последовательности.

Один из таких неизбирательно действующих ферментов был выделен в активной форме из бактериофага Ми. Подобно ДНК-топоизомеразе он способен катализировать все реакции разрыва и воссоединения без какого бы то ни было источника энергии (например, АТР). Данный фермент принадлежит одному из бактериофагов, однако есть все основания полагать, что подобные ферменты имеются и у других организмов, таких, например, как бактерии, плодовая мушка или человек. Предположение это вытекает из того, что мобильные генетические элементы у всех этих организмов сходны.

Заключение Механизмы генетической рекомбинации обеспечивают возможность перемещения из хромосомы в хромосому больших фрагментов ДНК. Выработавшиеся для этого в процессе эволюции последовательности реакций таковы, что две спирали ДНК, разрываясь и воссоединяясь вновь, претерпевают минимальное повреждение, так что легко происходит восстановление двух целых хромосом. Существует два класса рекомбинационных событий. При общей рекомбинации начальные реакции зависят от комплементарных взаимодействий, происходящих на обширных участках между цепями двух двойных спиралей ДНК, вовлекаемых в рекомбинацию. Общая рекомбинация может поэтому происходить лишь между двумя гомологичными молекулами ДНК;

и, хотя хромосомы при этом обмениваются генами, общая последовательность расположения генов в хромосоме не нарушается. При сайт-специфической рекомбинации реакции спаривания зависят от узнавания - при посредстве специального белка - двух нуклеотидных последовательностей, которым предстоит рекомбинировать;

сколько-нибудь заметной гомологии при этом не требуется. Сайт-специфическая рекомбинация обычно изменяет относительное расположение нуклеотидных последовательностей в хромосомах.

5.5. Вирусы, плазмиды и транспозоны [42] Знакомясь с основными генетическими механизмами, мы до сих пор сосредоточивали свое внимание на селективных преимуществах, которые они обеспечивают клетке. Мы убедились в том, что клетке для выживания совершенно необходимо сохранение генетической информации путем репарации ее ДНК, а для размножения клеток столь же необходимо быстрое и точное ее воспроизведение. Выживание вида в целом связано, как известно, с появлением новых, более приспособленных генетических вариантов, а оно в значительной мере облегчается перегруппировкой генов и случайным перераспределением последовательностей ДНК в результате генетической рекомбинации. Теперь нам предстоит познакомиться с группой генетических элементов, которые ведут себя как паразиты, т.е. используют генетические механизмы клетки для своих собственных нужд.

При некоторых условиях определенные нуклеотидные последовательности ДНК могут воспроизводиться независимо от остального генома. По степени независимости от клетки-хозяина эти последовательности весьма существенно различаются. Наиболее независимы хромосомы вирусов, потому что у вирусов есть белковые оболочки, благодаря которым они могут свободно переходить из клетки в клетку. В той или иной степени близки к вирусам (хотя и более зависимы от клетки) нуклеотидные последовательности, называемые плазмидами и транспозонами;

у них нет белковой оболочки, и потому они могут реплицироваться только в одной-единственной клетке или в ее потомстве. Еще более примитивны некоторые последовательности ДНК, которые можно Рис. 5-68. Электронные микрофотографии вирусных частиц (метод негативного контрастирования). Все вирусы сфотографированы при одном и том же увеличении, масштаб указан на фото Б. А. Бактериофаг Т4 -крупный ДНК-содержащий вирус, заражающий бактерию Е. соli. ДНК находится в головке бактериофага и впрыскивается в бактериальную клетку при помощи его цилиндрического хвоста. (С любезного разрешения James Paulson.) Б. Вирус X картофеля. Нитевидные частицы этого вируса растений содержат РНК-геном. (С любезного разрешения Graham Hills.) В.

Аденовирус - ДНК-содержащий вирус, заражающий различные клетки человека. Снаружи вирусные частицы окружены белковой оболочкой - капсидом. (С любезного разрешения Mei Lie Wong.) Г. Вирус гриппа крупный РНК-содержащий вирус животных. Помимо белкового капсида у него имеется еще мембранная оболочка липидный бислой с выступающими из него включениями вирусного гликопротеина. (С любезного разрешения R. С. Williams, H. W. Fisher.) предположительно рассматривать как мобильные генетические элементы на том основании, что в хромосомах клеток они встречаются во многих копиях, однако эти последовательности перемещаются или размножаются столь редко, что трудно решить, представляют ли они собой вообще отдельные генетические элементы.

Все такие псевдонезависимые элементы могут размножаться, лишь всемерно используя метаболизм клетки-хозяина, поэтому они служат удобным инструментом для исследования нормальных клеточных механизмов. Мы начнем свое обсуждение с вирусов, так как из всех мобильных генетических элементов они изучены наиболее полно. Затем мы рассмотрим свойства плазмид и транспозонов, которые иногда удивительно сходны с вирусами и, быть может, являются их предками.

5- 5.5.1. Вирусы - это мобильные генетические элементы [43] Вирусы впервые были описаны как болезнетворные агенты, которые размножаются только в клетках и имеют настолько малые размеры, что способны проходить через ультратонкие фильтры, задерживающие самые мелкие бактерии. До появления электронного микроскопа природа их оставалась неясной, хотя уже тогда высказывалось мнение, что это, возможно, просто гены, которые приобрели способность переходить из одной клетки в другую. В 1930-х годах использование ультрацентрифуги сделало возможным отделение вирусов от компонентов клетки-хозяина. В результате уже в начале 1940-х годов стало более или менее ясно, что все вирусы содержат нуклеиновые кислоты. Это укрепило исследователей в мысли, что вирусы и генетический материал выполняют сходные функции. Подтверждение такой точки зрения было получено при изучении вирусов бактерий (бактериофагов). В 1952 г. удалось показать, что в клетку бактерии-хозяина проникает одна только ДНК бактериофага (без его белка) и что именно она инициирует здесь процесс репликации, приводящий в конечном счете к появлению в инфицированной клетке нескольких сотен дочерних вирусных частиц. Таким образом, вирусы можно рассматривать как генетические элементы, одетые в защитную оболочку и способные переходить из одной клетки в другую. Размножение вирусов само по себе часто оказывается летальным для клетки, в которой оно происходит. Многие вирусы разрушают инфицированную клетку (вызывают ее лизис), что и дает возможность потомству вируса переходить в соседние клетки. Клинические симптомы вирусной инфекции во многих случаях отражают именно эту цитолитическую способность вируса.

Высыпание при инфекции вирусом герпеса или оспенная сыпь отражают, например, гибель эпителиальных клеток на отдельных пораженных участках кожи.

Строение оболочки вируса, тип его нуклеиновой кислоты, способ проникновения в клетку и механизм размножения в клетке - все эти свойства у разных вирусов сильно варьируют. Электронные микрофотографии на рис. 5-68 дают представление о некоторых структурных различиях между вирусами.

5.5.2. Вирус заключен в белковый капсид или в мембранную оболочку [44] Первоначально предполагалось, что наружная оболочка вирусов построена из белковых молекул какого-нибудь одного типа. Считалось, что вирусные инфекции начинаются с разъединения внутри клетки-хозяина хромосомы (т. е. нуклеиновой кислоты) вирусa и его белковой оболочки. Далее следует самовоспроизведение хромосомы с образованием большого числа ее копий и синтез вирусоспецифичных белков оболочки.

Затем происходит образование дочерних вирусных частиц в результате спонтанной сборки белковой оболочки вокруг дочерних вирусных хромосом (рис. 5-69).

Теперь мы отдаем себе отчет в том, что эти первые описания, хотя и верные в общем виде, давали упрощенное представление о чрезвычайно разнообразных жизненных циклах вирусов. Во-первых, белковая оболочка (или капсид) почти у всех вирусов состоит из полипептидных цепей более чем одного типа, причем эти цепи нередко сгруппированы в несколько слоев. Во-вторых, у многих вирусов их белковый капсид окружен еще и мембраной, в которую помимо белка входят и липиды. У многих из этих вирусов сборка наружной оболочки происходит в плазматической мембране клетки-хозяина, и дочерние вирусные частицы выходят наружу, отпочковываясь от этой плазматической мембраны (рис. 5-70). Отпочковывание позволяет потомству вируса покидать клетку, не нарушая ее плазматической мембраны, т. е. не убивая клетку. Липидные компоненты мембраны вируса идентичны липидам плазматической мембраны клетки-хозяина, тогда как белки, присутствующие в липидном бислое, вирусоспецифичны. Сборку вирусной мембраны в плазматической мембране клетки-хозяина мы обсудим в гл. 8, что же касается сборки белкового капсида вируса, то ее иллюстрирует рис. 3-43.

5- 5.5.3. Геномы вирусов представлены разнообразными формами, а генетическим материалом у них может быть как ДНК, так и РНК [45] Когда удалось расшифровать структуру ДНК, естественно было сделать вывод, что вся генетическая информация хранится именно в этой двухспиральной форме, поскольку ее преимущества в поддержании стабильности ДНК и в смысле возможности репарации казались совершенно неоспоримыми. Случайное повреждение одной из полинуклеотидных цепей, действительно, всегда может быть исправлено при помощи комплементарной цепи. Однако это преимущество представляется несущественным, когда речь идет о крошечных вирусных хромосомах, насчитывающих всего несколько тысяч нуклеотидов, - вероятность их случайного повреждения очень невелика в сравнении с риском, которому подвергается клеточный геном, содержащий миллионы нуклеотидов.

По этой причине генетическая информация вирусов может храниться в разнообразных и необычных формах, в частности в форме РНК.

Роль Рис. 5-69. Простейший жизненный цикл вируса. Представленный здесь гипотетический вирус содержит небольшую двухцепочечную молекулу ДНК, кодирующую единственный вирусный белок, из которого построен капсид вируса. Вирусов с таким простым строением мы не знаем.

Рис. 5-70. Электронная микрофотография тонкого среза животной клетки, от которой отпочковывается несколько частиц вируса, заключенного в мембранную оболочку (вирус леса Семлики). Геном этого вируса представлен одноцепочечной РНК. (С любезного разрешения М.

Olsen, G. Griffiths.) Рис. 5-71. Схематическое изображение (масштабы не соблюдены) различных типов вирусных геномов. У самых мелких вирусов геном состоит всего из нескольких генов и генетическим материалом может быть у них как ДНК, так и РНК;

у наиболее крупных вирусов геном всегда представлен двухцепочечной ДНК, включающей сотни генов. Такие особенности хромосом, как кольцевая форма молекул ДНК или особое строение концов цепей у линейных молекул, позволяют вирусам избежать трудностей, связанных с репликацией нескольких последних нуклеотидов на конце цепи ДНК.

хромосомы вируса может играть одноцепочечная РНК (вирус табачной мозаики), двухцепочечная спираль РНК (реовирус), кольцевая одноцепочечная ДНК (бактериофаги М13 и ФХІ74) или линейная одноцепочечная ДНК (парвовирусы). Правда, первыми среди хромосом вирусов были изучены простые линейные двойные спирали ДНК, но потом выяснилось, что столь же часто встречаются кольцевые двойные спирали или более сложные формы линейных двойных спиралей ДНК. Есть вирусы, у которых к 5'-концам цепей ДНК ковалентно присоединен белок, а у очень крупных вирусов оспы две комплементарные цепи ДНК на одних концах соединены фосфодиэфирными связями (рис. 5-71). Для каждого типа вирусного генома характерна своя особая энзимология репликации, а потому он должен нести в себе информацию не только о белках, образующих оболочку вируса, но также и об одном или нескольких ферментах, необходимых для репликации вирусной нуклеиновой кислоты.

5- 5.5.4. Хромосома вируса содержит информацию для синтеза ферментов, участвующих в репликации вирусной нуклеиновой кислоты [46] Количество информации, которую вирус привносит в инфицируемую клетку, чтобы обеспечить себе воспроизведение, различается у разных вирусов весьма заметно. Так, в ДНК сравнительно крупного бактериофага Т4 закодировано не менее 30 различных ферментов, обеспечивающих избирательную и быструю репликацию хромосомы бактериофага Т4 в ущерб репликации ДНК клетки-хозяина, т. е. Е. coli (рис. 5 72). Эти белки участвуют в непрерывных циклах репликации Т4-ДНК и осуществляют избирательное включение 5-гидроксиметилцитозина, который в Т4-ДНК замещает цитозин. В геноме бактериофага Т4 закодированы также и нуклеазы, избирательно разрушающие ДНК Е. coli (геном самого бактериофага из-за необычного состава оснований не подвержен действию этих нуклеаз). Кроме того, в нем закодированы белки.

изменяющие молекулы бактериальной РНК-полимеразы таким образом, что они на разных стадиях инфекции транскрибируют различные группы генов бактериофага.

Более мелкие ДНК-содержащие вирусы, например обезьяний вирус SV40 или мельчайший бактериофаг ФХІ74, несут в себе гораздо меньше генетической информации и гораздо больше зависят от ферментов клетки-хозяина как в синтезе своих белков, так и в синтезе своей ДНК.

Они подчиняют себе и используют для своих нужд клеточные ферменты, участвующие в репликации ДНК, в том числе и ДНК-полимеразу.

Однако даже в геноме самых мелких ДНК-вирусов закодированы ферменты, избирательно инициирующие синтез их собственной ДНК, для чего они узнают на хромосоме вируса особую нуклеотидную последовательность - точку начала репликации. Это существенно, потому что вирус может успешно размножаться лишь при том условии, если ему удастся игнорировать регуляторные сигналы клетки, которые в противном случае не дадут вирусной ДНК удваиваться более чем один раз в каждом клеточном цикле. Мы до сих пор не знаем, как эукариотические клетки регулируют синтез своей ДНК, и можно надеяться, что знакомство с механизмами, при помощи которых вирусы избавляются от этой регуляции (а их изучать, разумеется, гораздо легче), даст нам ключ к пониманию регуляторных механизмов клетки-хозяина.

К репликации РНК-вирусов предъявляются особые требования, поскольку для воспроизведения своего генома они должны копировать молекулы РНК, что означает полимеризацию нуклеозидтрифосфатов на РНК-матрице. Клетки, как правило, не располагают ферментами для осуществления этой реакции, поэтому даже в мельчайших вирусах должны быть закодированы их собственные РНК-зависимые полимеразы нуклеиновых кислот.

Рассмотрим теперь более подробно механизмы репликации разных типов вирусов.

5- 5.5.5. РНК-вирусы и ДНК-вирусы реплицируются путем образования комплементарных цепей [47] Репликация геномов РНК-вирусов точно так же, как и репликация ДНК, связана с образованием комплементарных полинуклеотидных цепей. У большинства РНК-вирусов этот процесс катализируют РНК-зависимые РНК-полимеразы (репликазы), кодируемые РНК-хромосомой вируса. Эти ферменты часто включаются в дочерние вирусные частицы, и тогда при вирусной инфекции они уже сразу имеются в наличии, т.е.

могут немедленно начинать репликацию вирусной РНК. У так называемых вирусов с негативным геномом, к которым принадлежат, в частности, вирусы гриппа и везикулярного стоматита, репликазы всегда включаются в капсид. Вирусы этой группы называются так потому, что у них инфицирующая цепь не кодирует никаких белков;

только комплементарная ей цепь несет необходимые для этого нуклеотидные последовательности. Таким образом, инфицирующая цепь не может индуцировать размножение вируса без предобразованной репликазы. У РНК вирусов с позитивным геномом, например у вируса полиомиелита, дело обстоит иначе: здесь вирусная РНК может выступать в роли мРНК, и у этих вирусов «голый» геном инфекционен.

Синтез вирусной РНК начинается всегда на 3'-конце РНК-матрицы (т. е. с 5'-конца новой молекулы РНК) и идет до тех пор, пока не будет достигнут 5'-конец матрицы. Никаких механизмов, которые корректировали бы синтез вирусной РНК, нет, и частота ошибок здесь примерно та же, что и при транскрипции ДНК (в среднем одна ошибка на 104 нуклеотидов). Однако отсутствие корректирующих механизмов серьезным образом не сказывается на репликации из-за небольших размеров РНК-хромосомы вируса. Геномы всех РНК-вирусов невелики в сравнении с геномами крупных ДНК-содержащих вирусов, и это является прямым следствием того, что у них механизм репликации более примитивен.

У всех ДНК-вирусов репликация инициируется в точке начала репликации, к которой присоединяются специальные инициаторные белки, способные привлекать к себе репликационные ферменты клетки- Рис. 5-72. Хромосома бактериофага Т4, на которой обозначены больше 30 генов, участвующих в репликации его ДНК. Геном бактериофага Т насчитывает свыше 160000 пар нуклеотидов, кодирующих более 200 различных белков, в том числе и белков, участвующих в репликации ДНК (некоторые из них здесь отмечены). Среди остальных белков много таких, которые участвуют в сборке головки и хвостового отростка (см. рис. 5 68, А).

Рис. 5-73. Примеры, иллюстрирующие разнообразные способы репликации вирусных геномов. В двух случаях, как мы видим, к концам цепей ДНК ковалентно присоединены терминальные белки, эти белки играют важную роль в соответствующем процессе репликации. Обратите внимание на главное различие между РНК-вирусами с позитивными и негативными геномами: оно заключается в том, что вирусы с «минус»-цепью, прежде чем образовать вирусные белки, должны синтезировать «плюс»-цепь. Для этой цели капсид РНК-вируса должен нести в себе одну или несколько молекул вирусной РНК-зависимой РНК-полимеразы (репликазы). Справа в рамке показан для каждого случая конечный РНК- или ДНК-продукт, идентичный инфицирующему вирусному геному, представленному слева.

хозяина (см. разд. 5.3.9). Существует много различных путей репликации вирусных геномов. Их сложность объясняется необходимостью так или иначе решить проблему репликации концов простой линейной молекулы ДНК, при том что имеющаяся ДНК-репликаза не способна начинать синтез в отсутствие затравки. Проблема эта решается у ДНК-вирусов различными способами;

есть вирусы с кольцевой хромосомой, которая вообще не имеет концов;

у некоторых вирусов с линейным геномом терминальные нуклеотидные последовательности повторяются или концы хромосом образуют петли;

наконец, имеются вирусы, геном которых несет особые терминальные белки, способные непосредственно «включать» ДНК-полимеразу.

На рис. 5-73 представлены некоторые способы репликации геномов, встречающиеся у вирусов.

5- 5.5.6. Хромосомы вирусов способны включаться в хромосомы клетки-хозяина [48] Проникновение вирусной хромосомы в клетку далеко не всегда приводит к немедленному размножению вирусных частиц. Многие вирусы могут существовать в латентной форме: их геномы при этом хотя и присутствуют в клетке, остаются неактивными;

образования дочерних Рис. 5-74. Жизненный цикл бактериофага. Геном бактериофага состоит приблизительно из 50000 пар нуклеотидов и кодирует около 50 белков.

Его двухцепочечная ДНК способна существовать как в линейной, так и в кольцевой форме. Развитие бактериофага может пойти, как это здесь изображено, и по литическому, и по лизогенному пути. Повреждение ДНК клетки, находящейся в лизогенном состоянии, вынуждает интегрированную фаговую ДНК (профаг) выйти из хромосомы хозяина и начать литический цикл. Включение фаговой ДНК в хромосому хозяина и выход из хромосомы осуществляются путем сайт-специфической генетической рекомбинации, катализируемой особым белком бактериофага, так называемой интегразой.

частиц не происходит. О способности вирусов существовать в латентной форме стало известно, когда выяснилось, что многие бактерии, казалось бы неинфицированные, продуцируют бактериофаг, если их подвергнуть облучению ультрафиолетом. После этого были проведены эксперименты, которые показали, что у таких лизогенных бактерий в хромосому включена полная хромосома вируса. Эти интегрированные вирусные хромосомы стали называть провирусами (профагами).

Бактериофаги, способные включаться в бактериальные хромосомы, называются лизогенизирующими бактериофагами. Наиболее полно изучен среди них бактериофаг лямбда (), о ферменте которого, лямбда-интегразе, мы уже говорили. Когда бактериофаг X заражает подходящую клетку Е. coli, он обычно размножается в ней и образует несколько сотен дочерних фаговых частиц, которые выходят наружу в момент лизиса клетки;

это так называемый литический путь инфекции. Гораздо реже линейные инфицирующие молекулы ДНК замыкаются в кольцо и включаются в кольцевую хромосому бактерии-хозяина путем сайт-специфической рекомбинации (см. разд. 5.4.7). По завершении такой интеграции образовавшаяся лизогенная бактерия, несущая хромосому бактериофага в виде профага, размножается, как обычно, до тех пор, пока на нее не воздействует какой-нибудь повреждающий внешний фактор, например ультрафиолетовые лучи или ионизирующее излучение. Это воздействие вынуждает интегрированный профаг выйти из хромосомы хозяина и начать обычный, свойственный вирусу цикл размножения. Интегрированный профаг, таким образом, не осужден на гибель вместе с поврежденной клеткой-хозяином;

у него есть шанс ускользнуть из нее и перейти в соседнюю неповрежденную клетку Е. coli (рис. 5-74).

5.5.7. Непрерывный синтез вирусных белков может превращать нормальные клетки в раковые [49] В животных клетках, как и у бактерий, для размножения вирусов существует помимо литического еще и другой путь. Те животные клетки, в которых ДНК-вирусы размножаются литическим путем, ведущим к гибели клетки, принято называть пермиссивными. Клетки, в которых размножение вирусов блокируется, называются непермиссивными;

вирусная хромосома в таких случаях либо включается в геном клетки-хозяина и в дальнейшем размножается вместе с ним, либо образует плазмиду - кольцевую молекулу ДНК, репликация которой регулируется и не ведет к гибели клетки. Иногда это вызывает в непермиссивных клетках определенное генетическое изменение, в результате которого начинается их неконтролируемый рост, т.е. нормальные клетки превращаются в раковые. Соответствующий ДНК-вирус называют в таких случаях опухолевым ДНК-вирусом, а превращение, о котором идет речь, - вирусной неопластической трансформацией. Среди опухолевых ДНК-вирусов наиболее полно изучены два представителя паповавирусов, а именно SV40 и вирус полиомы. Выяснилось, что их трансформирующая способность зависит от нескольких вирусных белков, кооперативное действие которых переводит покоящиеся клетки из G0-фазы в S-фазу (см. разд. 3.3). В пермиссивных клетках этот переход в S-фазу делает доступными вирусу все репликационные ферменты клетки-хозяина, необходимые для синтеза вирусной ДНК.

В непермиссивной клетке синтез провирусом этих вирусных белков подавляет часть нормальных регуляторных механизмов и самой клетки, и всего ее потомства.

5.5.8. Опухолевые РНК-вирусы принадлежат к классу ретровирусов [50] Особым образом ведут себя опухолевые РНК-вирусы: проникновение их в пермиссивную клетку часто ведет одновременно и к нелетальному для клетки высвобождению дочерних вирусных частиц (отпочковывающихся от клеточной поверхности), и к стойкому генетическому изменению в инфицированной клетке, которое превращает эту клетку в раковую. Как может заражение вирусом вызвать стойкое генетическое изменение, было непонятно до тех пор, пока не был открыт фермент обратная транскриптаза, с помощью которого цепи инфицирующей РНК этих вирусов транскрибируются в комплементарные им цепи ДНК. Опухолевые РНК-вирусы, к которым относится первый хорошо изученный опухолевый вирус, а именно вирус саркомы Рауса, являются представителями крупного класса вирусов, так называемых ретровирусов. Название это отражает тот факт, что часть их жизненного цикла составляет процесс, обратный нормальной транскрипции, т. е.

транскрипции ДНК в РНК. К ретровирусам относится и вирус СПИДа (спонтанно приобретенного иммунодефицита).

Рис. 5-75 иллюстрирует жизненный цикл одного из ретровирусов. Фермент обратная транскриптаза представляет собой необычную форму ДНК-полимеразы, способную использовать в качестве матрицы и РНК.

и ДНК;

этот фермент закодирован в РНК ретровируса и при образовании дочерних вирусных частиц всегда упаковывается в их капсид. Когда одноцепочечная РНК ретровируса проникает в клетку, обратная транскриптаза сначала синтезирует ДНК-копию этой цепи РНК, в результате чего образуется гибридная ДНК-РНК-спираль, которую тот же фермент использует затем для образования двойной спирали, состоящей уже из двух цепей ДНК. Эта ДНК-копия вирусного РНК-генома включается в хромосому клетки-хозяина. Включению способствует закодированный вирусом фермент, осуществляющий сайт-специфическую рекомбинацию;

он узнает определенную нуклеотидную последовательность в вирусной ДНК и катализирует включение вирусной ДНК практически в любой участок хромосомы клетки-хозяина (см. рис. 5-67, Б). Следующий этап инфекционного процесса составляет транскрипция интегрированной вирусной ДНК РНК-полимеразой клетки-хозяина;

в результате появляется большое число молекул вирусной РНК, идентичных исходному инфицирующему геному. Завершается процесс трансляцией этих молекул РНК с образованием капсидных и мембранных белков, а также обратной транскриптазы;

наконец, происходит сборка новых вирусных частиц, окруженных оболочкой, которые отпочковываются от клеточной мембраны (см. рис. 5-75).

Как РНК-, так и ДНК-содержащие опухолевые вирусы вызывают неопластическую трансформацию клеток, потому что присутствие в клетке вирусной ДНК индуцирует синтез новых белков, нарушающих регуляцию клеточного деления. Гены, кодирующие синтез таких белков, называются онкогенами. У опухолевых ДНК-вирусов онкогены обычно кодируют нормальные вирусные белки, необходимые для размножения вируса. Иначе обстоит дело у опухолевых РНК-вирусов: онкогены, которые они несут, представляют собой модифицированные формы нормальных генов клетки-хозяина - они для размножения вируса не требуются. Поскольку в капсид ретровируса может уместиться лишь некоторое ограниченное количество РНК, необходимые онкогенные последовательности нуклеотидов часто замещают собой существенную часть генома ретровируса и вирус оказывается дефектным. Мы расскажем позже (см. разд. 13.4.2 и разд. 21.2.1), почему изучение вирусных онкогенов послужило ключом к пониманию причин и природы рака, а также к познанию тех механизмов, которые в норме регулируют рост и деление клеток у многоклеточных организмов.

5.5.9. Некоторые транспозоны очень сходны с ретровирусами [51] Поскольку многие вирусы способны включаться в хромосомы клеток-хозяев и выходить из них, можно предположить, что все крупные геномы содержат то или иное число различных провирусов. Вполне вероятно, что в этих геномах имеется также и ряд мобильных последовательностей ДНК, которые не образуют вирусных частиц и не могут покинуть клетку;

их называют транспозонами. Транспозоны (размеры их колеблются от нескольких сотен до десятков тысяч нуклеотидных пар) обычно присутствуют в клетке в нескольких копиях. Они представляют собой нечто вроде крошечных паразитов, таящихся в хромосомах. Время от времени любой такой транспозон активируется и под влиянием собственного фермента, катализирующего сайт-специфическую рекомбинацию, переходит в какой-нибудь иной участок ДНК в пределах той же клетки. Этот процесс носит название транспозиции. Ферменты, катализирующие транспозицию, - их называют транспозазами - по большей части закодированы в ДНК самого транспозона. Большинство транспозонов переходит с места на место крайне редко (у бактерий приблизительно раз на 105 генераций), так что их очень трудно отличить от Рис. 5-75. Жизненный цикл одного из ретровирусов. Геном ретровируса представляет собой молекулу РНК, насчитывающую около нуклеотидов;

в каждой вирусной частице упаковано две такие молекулы. Фермент обратная транскриптаза представляет собой ДНК-полимеразу, которая образует сначала ДНК-копию вирусной молекулы РНК, а затем вторую цепь ДНК, так что в итоге получается ДНК-копия РНК-генома.

Включение этой двойной спирали ДНК в хромосому клетки-хозяина, катализируемое вирусным белком, необходимо для синтеза новых молекул вирусной РНК, осуществляемого РНК-полимеразой клетки-хозяина.

неподвижных участков хромосомы. Не знаем мы также и того, что служит пусковым механизмом для этого процесса.

Механизмы транспозиции могут быть различными. У одного крупного семейства транспозонов используемый для этой цели механизм полностью совпадает с частью жизненного цикла ретровируса. Такие элементы - их называют ретротранспозонами - известны у столь далеких друг от друга организмов, как дрожжи, плодовая мушка и млекопитающие. Одним из наиболее хорошо изученных ретротранспозонов является обнаруженный у дрожжей элемент Ту1. На первом этапе его транспозиции происходит транскрипция всего элемента с образованием РНК-копии, состоящей более чем из 5000 нуклеотидов. В этом РНК-транскрипте закодирована обратная транскриптаза, которая синтезирует кольцевую двухцепочечную ДНК-копию молекулы РНК через промежуточное соединение - гибридную двойную спираль РНК-ДНК точно так же, как это происходит в клетке, инфицированной ретровирусом (см. рис. 5-75). Аналогия сохраняется и далее, когда кольцевая ДНК включается в случайно выбранный участок хромосомы. Как и у ретровируса, включение осуществляется по типу сайт-специфической рекомбинации, представленной на рис. 5-67, Б;

для этого, по всей вероятности, используется транспозаза, также закодированная в упомянутом выше длинном РНК-транскрипте. При всем поразительном сходстве с ретровирусом элемент Ту1 отличается от него тем, что будучи лишен функциональной белковой оболочки, он может перемещаться лишь внутри какой-нибудь одной клетки или может быть передан ее потомкам.

5- 5.5.10. У другой группы транспозонов переход совершается непосредственно из одного участка генома в другой [52] Многие транспозоны отличаются от ретротранспозонов тем, что они, по-видимому, никогда не существуют вне хромосомы клетки хозяина;

транспозазы, катализирующие их перемещение, действуют на ДНК Рис. 5-76. Структура транспозона, перемещающегося непосредственно из одного участка хромосомы в другой. Узнаются транспозоны этого типа по наличию у них на концах двух инвертированных повторяющихся последовательностей ДНК. Как показали эксперименты, именно эти повторяющиеся последовательности (длиной иногда не более 20 нуклеотидов) требуются для того, чтобы находящаяся между ними ДНК могла быть перенесена на новое место специальным ферментом транспозазой. На схеме показан белковый комплекс, образующийся на первом этапе процесса транспозиции. Дальнейшие события включают разрыв ДНК на концах инвертированных повторяющихся последовательностей и ряд других этапов, которые можно рассматривать как модификацию схемы, представленной на рис. 5-67, Б (см. также рис. 5-77).

транспозона в то время, как он пребывает в интегрированном состоянии в геноме хозяина. Транспозаза, как полагают, связывается с короткими нуклеотидными последовательностями, повторяющимися в инвертированном виде на обоих концах транспозона, и тем самым сближает эти концы для последующей рекомбинации, которую она катализирует (рис. 5-76). У некоторых транспозонов механизм транспозиции сводится всего лишь к разрыву и воссоединению ДНК;

два конца транспозона присоединяются при этом к концам хромосомы в другом ее участке, там, где в ней возник ступенчатый разрыв (см. рис. 5-67, Б). Такие транспозоны переходят непосредственно из одного участка хромосомы в другой без сопутствующей репликации ДНК. Однако при сшивании хромосомы в том месте, откуда был удален транспозон, ее нуклеотидная последовательность нередко нарушается, т. е. в этом участке хромосомы возникает мутация.

Существуют также транспозоны, при перемещениях реплицирующиеся. Лучше других изучен пример, в котором сайт-специфическая рекомбинация «запускает» локальный синтез ДНК;

одна копия реплицировавшегося транспозона включается при этом в какой-либо новый случайно выбранный участок хромосомы, а другая остается в старом участке (рис. 5-77). Механизм процесса очень близок к тому, который мы только что описали для нерепликативного пути. Известны транспозоны, способные использовать как гот, так и другой путь.

Перемещаясь сами, транспозоны всех типов прихватывают иногда и соседние нуклеотидные последовательности генома хозяина или вызывают в них перестройки. Часто результатом оказываются делеции в соседних участках генома или перенос соседних последовательностей на новое место. Присутствие в хромосомах транспозонов делает их нуклеотидные последовательности менее стабильными, нежели это считалось ранее;

возможно, именно эти элементы несут ответственность за многие изменения в геномах, существенные для эволюции.

Можно ли приписать транспозонам еще одну важную эволюционную роль, а именно можно ли считать их древнейшими предками вирусов? Что касается ретровирусов, то они, по-видимому, действительно про- Рис. 5-77. Схема, иллюстрирующая перемещение в хромосоме одного из типов транспозонов. Транспозон этого типа реплицируется в процессе транспозиции, так что, появляясь в новом участке хромосомы, он в то же время в виде одной из копий остается и в старом участке. Две инвертированные повторяющиеся последовательности ДНК на концах транспозона представлены здесь красными прямоугольниками. В начале процесса транспозиции транспозаза разрывает одну из двух цепей ДНК на обоих концах транспозона, чтобы мог начаться синтез ДНК, для которого транспозон служит матрицей. Синтез идет путем добавления нуклеотидов к 3'-концам нуклеотидных последовательностей ДНК хромосомы.

Известны и последующие этапы этого процесса, но весь он в целом слишком сложен для того, чтобы рассматривать его здесь.

изошли от ретротранспозонов. Однако нельзя упускать из виду, что все ныне существующие транспозоны теснейшим образом зависят от метаболизма ДНК, у первых же клеток геномы состояли, как полагают, не из ДНК, а из РНК. Очевидно поэтому, путь к самым истокам происхождения вирусов следует искать именно в метаболизме РНК.

5.5.11. Большинство вирусов, вероятно, возникло в процессе эволюции из плазмид [53] Даже самые крупные вирусы не способны осуществлять биосинтетические процессы самостоятельно;

они зависят в этом отношении от клеток-хозяев. Среди известных нам вирусов ни один не имеет собственных рибосом и не обладает способностью синтезировать АТР, в котором он нуждается. Ясно поэтому, что клетки должны были появиться в процессе эволюции раньше вирусов. Предшественниками вирусов были, вероятно, небольшие фрагменты нуклеиновых кислот, которые приобрели способность размножаться независимо от хромосом их клеток-хозяев. Такие независимо размножающиеся элементы - их назвали плазмидами - реплицируются самостоятельно. Плазмиды встречаются как в ДНК-, так и в РНК-форме, и так же как вирусы, они содержат особую нуклеотидную последовательность, которая служит точкой начала репликации. Однако в отличие от вирусов они не способны синтезировать белок для построения белковой оболочки и, не имея такой оболочки, не могут свободно переходить из клетки в клетку. Многие из них не способны также включаться в хромосому клетки-хозяина.

Возможно, что первые РНК-плазмиды напоминали собой вироиды, встречающиеся в некоторых растительных клетках. Эти небольшие кольцевые молекулы РНК (не более 300-400 нуклеотидов) размножаются, хотя они и не кодируют никаких белков (см. рис. 10-61). Не имея капсида, вироиды существуют лишь как голые молекулы РНК и переходят от растения к растению только в том случае, когда и донорная клетка, и клетка реципиент оказываются поврежденными, т. е. когда между ними не существует мембранного барьера, который вироид не способен преодолеть. Под давлением естественного отбора такие независимо реплицирующиеся элементы могли, очевидно, включать в себя те нуклеотидные последовательности клетки-хозяина, которые облегчали их самостоятельное размножение, в том числе и некоторые последовательности, кодирующие белки. Некоторые известные нам плазмиды действительно достаточно сложны: в них закодированы белки и молекулы РНК, регулирующие их размножение, а также белки, регулирующие их распределение между дочерними клетками. Самые крупные среди известных плазмид представляют собой кольцевые двухцепочечные спирали ДНК, насчитывающие свыше 100000 пар нуклеотидов.

Первый вирус возник, вероятно, когда у плазмиды появился ген, кодирующий белок капсида. Однако в капсиде умещается ограниченное количество нуклеиновой кислоты, и, значит, число генов, которые вирус может в себе заключать, лимитируется размерами капсида. Будучи вынуждены оптимальным образом использовать свой небольшой геном, некоторые мелкие вирусы (вроде бактериофага ФХІ74) обзавелись в ходе эволюции перекрывающимися генами, в которых часть нуклеотидной последовательности, кодирующей один какой-нибудь белок, используется (с той же или с иной рамкой считывания) для кодирования второго белка. У других вирусов в процессе эволюции возникли более крупные капсиды, что должно было дать им возможность приобретать новые полезные гены.

Обладая уникальной способностью к переносу ДНК через видовые барьеры, вирусы, почти несомненно, играли важную роль в эволюции тех организмов, которые они инфицируют. Многие вирусы часто вступают в рекомбинацию как друг с другом, так и с хромосомами клеток-хозяев;

при этом они захватывают случайные фрагменты хромосом и переносят их в другие клетки или другие организмы. Кроме того, включившиеся в геном хозяина (интегрированные) копии вирусной ДНК (провирусы) становятся постоянными компонентами генома у большей части организмов.

Примеры таких провирусов мы находим в семействе бактериофагов и среди так называемых эндогенных ретровирусов, многочисленные копии которых обнаруживаются в геномах позвоночных. Интегрированная вирусная ДНК часто видоизменяется так, что способность образовывать полноценный вирус у нее утрачивается, но она все еще может кодировать белки, причем некоторые из них оказываются полезными для клетки.

Вирусы, следовательно, так же, как и половой процесс, создают возможности для ускорения эволюции, открывая для нее такой путь, как смешение генофондов различных организмов.

С помощью вирусов отдельные последовательности ДНК переносятся из генома в геном (феномен трансдукции). Таким образом, вирусы можно использовать как инструмент для переноса генов из одной клетки в другую. Вирусы, а также очень близкие к ним плазмиды и транспозоны играют важную роль в биологии клетки и по другим причинам. Благодаря тому что они относительно просто устроены, изучение процесса их размножения продвигается чрезвычайно быстро, а полученные при этом данные позволяют судить об основных генетических механизмах клеток.

Кроме того, вирусы и плазмиды стали главными элементами в технологии рекомбинантной ДНК. К рассмотрению этой последней темы мы теперь и перейдем.

Заключение Вирусы — это инфекционные частицы, которые состоят из молекул ДНК или РНК (они образуют геном вируса), упакованных в белковый капсид;

у некоторых вирусов капсид окружен еще и мембранной оболочкой, основу которой составляет липидный бислой. Строение вирусного генома и способы его репликации у разных вирусов сильно варьируют. Вирус способен размножаться только в клетке-хозяине, используя для этого ее генетические механизмы. Обычно вирусная инфекция завершается лизисом инфицированной клетки и высвобождением потомства вируса. Однако некоторые вирусы могут включаться в хромосому клетки, не вызывая лизиса последней. Здесь вирусные гены (в форме провируса) реплицируются вместе с генами хозяина. Считается, что многие вирусы возникли в ходе эволюции из плазмид, которые представляют собой самореплицирующиеся молекулы ДНК или РНК, не способные окружать себя белковой оболочкой.

Транспозоны - это нуклеотидные последовательности ДНК, отличающиеся от вирусов тем, что размножаясь только в клетках хозяевах или в их потомстве, они, подобно плазмидам, не могут покинуть клетку. От плазмид же транспозоны отличаются тем, что они обычно реплицируются лишь в составе хромосомы хозяина, как ее неотъемлемая часть. Некоторые транспозоны, однако, весьма напоминают ретровирусы: они перемещаются в новые участки генома в результате обратной транскрипции промежуточного РНК-соединения. Существуют и транспозоны, способные оказаться в новом участке хромосомы, сохранив свою копию и на прежнем месте. Хотя и вирусы, и транспозоны могут рассматриваться как паразиты, они полезны тем, что вызываемые ими перестройки нуклеотидных последовательностей ДНК нередко играют важную роль в эволюции клеток и организмов.

5.6. Клонирование ДНК и генная инженерия [54] Открытия, о которых шла речь в этой главе, были порождены стремлением ученых постичь жизнь клеток и основные механизмы наследственности. Однако в последние годы эти фундаментальные знания получили практическое применение. Методы клонирования ДНК и генная инженерия дают возможность выделять те или иные гены в достаточном количестве, «перекраивать» их по своему усмотрению и затем вновь вводить в какие-нибудь клетки и организмы. Эти методы составляют лишь часть того общего набора методов, который известен как технология рекомбинантных ДНК (о нем мы уже говорили в гл. 4). Появление технологии рекомбинантных ДНК вызвало подлинную революцию в науке о живых клетках. Кроме того, оно открыло перед медициной и промышленностью новые пути к получению в достаточном количестве тех белков, которые раньше либо были недоступны вообще, либо могли быть получены лишь в очень малых количествах.

5- 5- 5- 5.6.1. Рестрицирующие нуклеазы облегчают клонирование генов [55] В 1960-е годы возможность выделить в изолированном виде отдельный ген казалась бесконечно далекой. Ген в клетке в отличие от белка не представляет собой некой дискретной единицы;

он есть не что иное, как небольшой участок во много раз большей молекулы ДНК. И хотя механическим воздействием молекулы ДНК в клетке можно разделить на множество сегментов, это разделение происходит по закону случая, и фрагмент, содержащий интересующий нас ген может затеряться среди миллиона других фрагментов. Как получить нужный ген в очищенном виде?

Поскольку все молекулы ДНК состоят из одних и тех же четырех видов нуклеотидов, которые входят в их состав примерно в равных пропорциях, их нельзя легко разделить подобно тому, как это делают с белками, на основе различий в их зарядах или по их способности связываться с теми или иными реагентами (см. разд. 4.4.3). Более того, если бы даже какую-нибудь схему очистки и можно было предложить, понадобилось бы очень много ДНК для того, чтобы получить нужный ген в количестве, достаточном для последующих экспериментов. Решение всех этих проблем стало реальным, когда были открыты Рис. 5-78. Липкие концы, образующиеся под действием многих рестрицирующих нуклеаз (см. рис. 4-63), обеспечивают возможность соединения двух фрагментов ДНК за счет комплементарных взаимодействий. Фрагменты ДНК, соединившиеся таким путем, связываются затем ковалентно в высокоэффективной реакции, катализируемой ДНК-лигазой. Здесь представлен случай образования рекомбинантной молекулы ДНК, состоящей из плазмиды и встроенной в нее хромосомной ДНК.

ферменты, названные рестрицирующими нуклеазами (рестриктазами). Эти ферменты, которые можно выделить в очищенном виде из бактериальных клеток, разрезают двойную спираль ДНК по специфическим последовательностям из 4-8 нуклеотидов, разделяя ее на фрагменты строго определенного размера (их называют рестрикционными фрагментами). Специфичность рестрицирующих нуклеаз в отношении нуклеотидных последовательностей у разных видов бактерий различна, так что не очень трудно подобрать такую рестриктазу, которая вырежет небольшой фрагмент ДНК, содержащий определенный ген. Размер этого рестрикционного фрагмента и послужит затем ориентиром для частичной очистки данного гена (выделения его из смеси).

Еще одно свойство рестрицирующих нуклеаз делает их удобным инструментом для клонирования генов. Многие из них вызывают ступенчатые разрывы, вследствие чего на обоих концах фрагмента ДНК образуются короткие одноцепочечные «хвосты». Их называют липкими концами, потому что они способны к комплементарному взаимодействию с любым другим концом, образовавшимся под действием того же фермента. Благодаря липким концам, образуемым рестрицирующей нуклеазой, два фрагмента двойной спирали ДНК, происходящие из разных геномов, могут соединиться в одно целое путем спаривания оснований (рис. 5-78). Можно, например, присоединить in vitro фрагмент ДНК, содержащий какой-нибудь ген человека, к хромосоме вируса бактерий и полученную таким путем новую рекомбинантную молекулу ДНК ввести затем в бактериальную клетку. Начав с одной этой рекомбинантной молекулы ДНК, инфицировавшей одну бактериальную клетку, репликационная машина вируса может менее чем за сутки выработать свыше 1012 идентичных молекул вирусной ДНК, а значит, точно в такой же мере размножить и присоединенный к ней фрагмент ДНК человека. Вирус, используемый для подобной цели, называют клонирующим вектором.

5- 5.6.2. Получение библиотеки ДНК с помощью вирусных или плазмидных векторов [56] Клонирование того или иного гена начинается с создания библиотеки ДНК в вирусном или плазмидном векторе. Принципы, лежащие в основе клонирования генов, для обоих этих типов векторов одинаковы, хотя в деталях методы могут и различаться. Ради простоты мы в этой главе пренебрежем различиями и проиллюстрируем методы, о которых идет речь, применительно к плазмидам.

Плазмидные векторы, используемые при клонировании генов, пред- Рис. 5-79. Очистка и амплификация специфической последовательности ДНК путем клонирования ДНК в бактериальных клетках.

ставляют собой небольшие кольцевые молекулы двухцепочечной ДНК, происходящие от более крупных плазмид, обычно присутствующих в клетках бактерий, дрожжей и млекопитающих (см. разд. 5.5.11). Как правило, они составляют лишь небольшую фракцию всей ДНК клетки-хозяина, однако благодаря малым размерам их можно легко отделить от молекул хромосомной ДНК, которые, будучи более крупными, при центрифугировании оказываются на дне пробирки. Клонирование начинают с того, что очищенные кольцевые молекулы плазмидной ДНК обрабатывают одной из рестриказ и получают таким путем линейные молекулы ДНК. Затем клеточную ДНК, из которой требуется создать библиотеку, разрезают при помощи той же рестриктазы и полученные рестрикционные фрагменты (включая и те, в которых присутствует клонируемый ген) добавляют к разрезанным плазмидам, а затем подвергают отжигу, для того чтобы могли образоваться рекомбинантные кольцевые молекулы ДНК. Ковалентное сшивание под действием ДНК-лигазы завершает образование этих рекомбинантных молекул, содержащих вставки чужеродной ДНК (см. рис. 5-78).

Следующий шаг к получению библиотеки ДНК состоит в том, что рекомбинантные кольцевые молекулы ДНК вводят в клетки (обычно бактериальные или дрожжевые), сделав их для этой цели временно проницаемыми для ДНК;

клетки, как принято говорить, трансфицируют плазмидами. Теперь, когда эти клетки растут и делятся, рекомбинантные плазмиды также реплицируются, в результате чего получается в конце концов огромное количество копий кольцевых молекул, содержащих чужеродную ДНК (рис. 5-79). Многие бактериальные плазмиды несут в себе гены устойчивости к антибиотикам. Это их свойство можно использовать для того, чтобы отделить трансфицированные клетки от тех, которые остались нетрансфицированными: если выращивать бактерии в присутствии антибиотика, то выживут и образуют колонии только те клетки, которые содержат плазмиды. Эти выжившие клетки и заключают в себе библиотеку ДНК. Однако лишь немногие из них несут те рекомбинантные плазмиды, в которых находится подлежащий выделению ген. Надо уметь их идентифицировать, чтобы получить интересующую нас ДНК в очищенном виде и в достаточном количестве. Прежде чем говорить о том, каким способом можно этого достичь, нам следует описать и другой путь получения библиотеки ДНК, также используемый при клонировании.

5.6.3. Два типа библиотек ДНК используются для разных целей [57] Описанное выше в качестве одного из этапов клонирования разрезание генома на фрагменты с помощью рестрицирующей нуклеазы называют иногда «методом дробовика» (шотган-клонирование). Фрагменты ДНК образуются при этом в огромном количестве - до миллиона, если речь идет о геноме млекопитающих, а это значит, что и число различных колоний трансфицированных клеток также должно достигать миллионов.

Каждая такая колония представляет собой клон, т. е. совокупность потомков одной клетки-родоначальницы, и рекомбинантная плазмида в любой клетке клона несет одну и ту же включенную в нее нуклеотидную последовательность геномной ДНК. Плазмиды одной колонии содержат клон геномной ДНК, а вся совокупность плазмид вмещает библиотеку геномной ДНК. Однако, поскольку разрезание геномной ДНК на фрагменты определяется случаем, лишь некоторые образовавшиеся фрагменты содержат полноценные гены;

во многие из них попадает только часть какого нибудь гена, а в большинстве клонов геномной ДНК, полученных из ДНК высших эукариотических клеток, Рис. 5-80. Синтез кДНК. Обратная транскриптаза синтезирует ДНК-копию (кДНК) молекулы мРНК, образуя таким путем гибридную спираль ДНК/РНК. Под действием щелочи РНК-цепь этой гибридной спирали распадается на отдельные нуклеотиды, после чего оставшаяся одноцепочечная кДНК копируется ДНК-полимеразой с образованием двухцепочечной кДНК. Как видно из схемы, для начала синтеза обоим ферментам необходима затравка. Для обратной транскриптазы затравкой служит небольшой олигонуклеотид, в данном случае к длинной последовательности polyA, имеющейся на 3'-конце почти всех мРНК, присоединяется oligo(dT).

Отметим, что у образовавшейся здесь двухцепочечной молекулы кДНК отсутствуют липкие концы;

такие молекулы ДНК, с «тупыми» концами, можно клонировать при помощи нескольких процедур, сходных с той, какая представлена на рис. 5-78, хотя и менее эффективно. Можно, например, пришить к концам кДНК синтетические олигонуклеотиды, содержащие участки, в которых рестрицирующий фермент вызывает разрыв, или присоединить ферментативным путем к концам молекулы кДНК одноцепочечные «хвосты», чтобы облегчить включение этой молекулы в клонирующий вектор присутствует лишь некодирующая ДНК, составляющая, как известно, большую часть массы такого генома (см. разд. 9.1.3).

Альтернативный метод начинает процесс клонирования с отбора тех последовательностей ДНК, которые транскрибируются в РНК и, значит, предположительно соответствуют генам. Осуществляется это путем извлечения из клеток мРНК (или очищенной субфракции мРНК) и затем получения комплементарной ДНК-копии (кДНК) каждой наличной молекулы мРНК;

эта реакция катализируется обратной транскриптазой ферментом ретровирусов, синтезирующим цепь ДНК на РНК-матрице (см. разд. 5.5.8). Одноцепочечные молекулы ДНК, синтезированные обратной транскриптазой, превращаются в двухцепочечные молекулы ДНК под действием ДНК-полимеразы, а эти двухцепочечные молекулы включаются в плазмиды и образуют клоны (рис. 5-80). Каждый полученный таким путем клон называется клоном кДНК, а вся совокупность клонов, происходящих от одного препарата мРНК, составляет библиотеку кДНК.

Как видно из рис. 5-81, клоны геномной ДНК и клоны кДНК существенным образом различаются. Геномные клоны представляют собой случайную выборку из всех нуклеотидных последовательностей ДНК данного организма. Состав геномной библиотеки не зависит от того, какой тип клеток был выбран для ее получения. В отличие от этого клоны кДНК содержат лишь те участки генома, которые транскрибируются в мРНК, а так как в клетках разных тканей наборы синтезируемых молекул мРНК различны, то и библиотеки кДНК различны для разных типов клеток, используемых при их конструировании.

Рис. 5-81. Схема, иллюстрирующая различия между клонами кДНК и клонами геномной ДНК. В этом примере ген А транскрибируется редко, а ген В - часто. Оба типа РНК-транскриптов подвергаются процессингу путем сплайсинга, в результате чего при образовании мРНК удаляется единственный представленный здесь интрон. Большинство генов содержит много интронов (см. табл. 9-1).

Клонирование генов на основе библиотек кДНК имеет ряд преимуществ. Первое из них связано с тем, что многие белки вырабатываются специализированными клетками в очень больших количествах, а значит, в избытке синтезируется и мРНК, кодирующая подобный белок.

Библиотека кДНК для таких клеток, естественно, обогащена молекулами кДНК, кодирующей данный белок (рис. 5-81). Это обилие именно нужных молекул кДНК сильно облегчает задачу распознавания требуемого клона в библиотеке. Гемоглобин, например, синтезируется в больших количествах в развивающихся эритроцитах, и как раз по этой причине в числе первых подвергнутых клонированию генов были гены глобина.

Другое преимущество клонов кДНК заключается в том, что в них кодирующая нуклеотидная последовательность гена ничем не прерывается. Эукариотические гены, как известно, состоят из кодирующих последовательностей ДНК, разделенных некодирующими, так что синтез мРНК на таких генах должен сопровождаться удалением из исходного РНК-транскрипта некодирующих (интронных) участков и сплайсингом (сращиванием) остающихся фрагментов, т. е. кодирующих последовательностей. Ни бактериальные, ни дрожжевые клетки не способны осуществить такую модификацию РНК, образовавшейся путем транскрипции гена высшей эукариотической клетки. Поэтому, если цель клонирования состоит в определении аминокислотной последовательности белка по данной ДНК или в получении больших количеств белка путем экспрессии клонированного гена в бактериальной или дрожжевой клетке, то начинать предпочтительнее именно с кДНК.

Библиотеки геномной ДНК и к ДНК - неисчерпаемый источник для соответствующих работ и исследователи часто пользуются ими сообща;

неуклонно растет также и число таких библиотек, поставляемых специализированными фирмами.

Рис. 5-82. Применение субтрактивной гибридизации для очистки тех редких клонов кДНК, которые соответствуют молекулам мРНК, имеющимся в Т-лимфоцитах, но отсутствующих в В-лимфоцитах. Поскольку два этих типа клеток очень сходны, большая часть мРНК должна быть свойственна как тому, так и другому типу. Данная процедура, таким образом, представляет собой очень эффективный способ обогащения теми специализированными молекулами, по которым два этих типа клеток отличаются друг от друга.

10- 5.6.4. Библиотеки кДНК могут быть получены из отобранных популяций молекул мРНК [58] Если кДНК получают из клеток, в которых уровень экспрессии интересующего нас гена очень высок, то большинство клонов кДНК содержит нуклеотидную последовательность этого гена, и, значит, отбор его не представляет трудностей. Для генов, транскрибируемых не столь интенсивно, необходимы какие-то приемы, которые позволили бы обогатить имеющуюся смесь молекул мРНК нужным ее видом и лишь после этого приступать к получению библиотеки кДНК. Если, например, в нашем распоряжении имеются антитела к данному белку, то ими можно воспользоваться для избирательного осаждения тех изолированных полирибосом, которые содержат его растущие полипептидные цепи. В этих рибосомах будет находиться также и мРНК, кодирующая данный белок, вследствие чего преципитат может быть обогащен интересующей нас мРНК иногда в 1000 раз.

Субтрактивная гибридизация представляет собой еще один высокоэффективный метод для обогащения смеси молекул определенными нуклеотидными последовательностями перед клонированием кДНК. Эту процедуру отбора можно использовать, например, в том случае, если имеются два типа клеток от одного и того же вида организма, очень близких, но отличающихся тем, что лишь один из них продуцирует интересующий нас белок (или белки). Впервые этот метод был применен для идентификации рецепторных белков, имеющихся на поверхности у Т лимфоцитов, но отсутствующих у В-лимфоцитов. Его можно использовать и в том случае, если у клетки, вырабатывающей определенный белок, имеется мутантный двойник, лишенный такой способности. На первом этапе требуется осуществить синтез кДНК, используя для этого мРНК из того типа клеток, который вырабатывает нужный белок. Затем проводят гибридизацию этих кДНК с молекулами мРНК из клеток второго типа, добавленными в большом избытке. При этом небольшая часть нуклеотидных последовательностей кДНК не находит себе партнера, т.е.

комплементарной последовательности мРНК. Очевидно, что именно эти немногие последовательности кДНК соответствуют последовательностям мРНК, имеющимся только у клеток первого типа. Их можно подвергнуть очистке, воспользовавшись для этого простой биохимической процедурой, дающей возможность отделить одноцепочечные нуклеиновые кислоты от двухцепочечных (рис. 5-82). Библиотеки кДНК, полученные путем субтрактивной гибридизации, удобны не только для клонирования тех генов, продукты которых приурочены к определенному типу дифференцированных клеток;

они позволяют также определять различия в экспрессии генов между любыми двумя близкими типами клеток.

5- 5.6.5. Для выявления нужных клонов в генной библиотеке можно использовать гибридизацию с радиоактивным ДНК-зондом [59] При клонировании генов самой трудной задачей является распознавание в библиотеке тех редких колоний, которые содержат интересующий нас фрагмент ДНК. Это особенно справедливо в отношении геномной библиотеки, так как здесь, для того чтобы выделить нужный ген млекопитающего, приходится среди миллиона клеток разыскивать какую-нибудь одну. Чаще всего для этой цели пользуются особой формой гибридизации in situ, основанной на высокой специфичности Рис. 5-83. Эффективный метод, широко применяемый для выявления бактериальной колонии, содержащей определенный клон ДНК (см. также рис.

5-79). Каждая бактериальная клетка, несущая рекомбинантную плазмиду, дает начало колонии из идентичных клеток, которая на питательном агаре выглядит как белое пятнышко. Прижимая к поверхности чашки кружок из фильтровальной бумаги, получают реплику бактериальной культуры.

Эту реплику обрабатывают щелочью, чтобы разрушить прилипшие к бумаге клетки и денатурировать плазмидную ДНК, а затем проводят гибридизацию с высокорадиоактивным ДНК-зондом. Колонии бактерий, связавшие ДНК-зонд, выявляют методом радиоавтографии.

комплементарных взаимодействий между двумя комплементарными молекулами нуклеиновых кислот. Растущие на чашках колонии бактерий промакивают куском фильтровальной бумаги. При этом часть клеток от каждой колонии прилипает к бумаге. Это прилипшие колонии - их называют репликами - обрабатывают щелочью, а затем инкубируют с радиоактивным ДНК-зондом, содержащим часть нуклеотидной последовательности искомого гена (рис. 5-83). При необходимости такому Рис. 5-84. Выбор участков с известной аминокислотной последовательностью для приготовления синтетических олигонуклеотидных зондов. В действительности кодирует данный белок только одна какая-то нуклеотидная последовательность. Однако вследствие вырожденности генетического кода несколько разных нуклеотидных последовательностей могут дать одну и ту же аминокислотную последовательность, так что нельзя заранее сказать, какая из них окажется правильной. Желательно, чтобы в смеси олигонуклеотидов, используемых в качестве зонда, правильная нуклеотидная последовательность составляла наибольшую фракцию, поэтому выбирают участки, для которых число возможностей минимально, как это видно на рисунке. После того как смесь олигонуклеотидов будет синтезирована химическим путем, 5'-конец каждого олигонуклеотида метят радиоактивной меткой (см. рис. 4-65, Б).

скринингу можно подвергнуть миллионы бактериальных клонов, для того чтобы выявить тот клон, который способен к гибридизации с данным зондом.

Способ получения специфического ДНК-зонда зависит от той информации, которой мы располагаем в отношении клонируемого гена. Во многих случаях интересующий нас белок можно идентифицировать химическими методами и выделить хотя бы в малых количествах в очищенном виде. Нескольких микрограмм чистого белка достаточно для того, чтобы определить последовательность первых трех десятков аминокислот в его молекуле. Из этой аминокислотной последовательности на основе генетического кода можно вывести соответствующую нуклеотидную последовательность. Получив эти данные, синтезируют химическим путем два набора олигонуклеотидов ДНК, каждый длиной приблизительно нуклеотидов, и вводят в них радиоактивную метку. Два набора используют в расчете обеспечить соответствие двум разным участкам предсказанной нуклеотидной последовательности клонируемого гена (рис. 5-84). Колонии клеток, обнаружившие способность к гибридизации с обоими наборами ДНК-зондов, скорее всего содержат требуемый ген;

поэтому именно их сохраняют для дальнейшего исследования (см. ниже).

5.6.6. Выделение перекрывающихся клонов ДНК («прогулка по хромосоме») позволяет идентифицировать ген, находящийся по соседству с тем, который уже клонирован [60] Многие гены из числа тех, что представляют наибольший интерес (например гены, регулирующие развитие), известны нам только из генетического анализа мутантов у таких организмов, как плодовая мушка Drosophila или нематода С. elegans. Белковые продукты этих генов не выделены;

возможно, что они присутствуют лишь на какой-то определенной стадии развития. Тем не менее, изучая генетическое сцепление различных мутаций, можно составлять хромосомные карты, дающие представление об относительном расположении этих генов. Если один из картированных таким образом генов удалось клонировать, то клоны в библиотеке геномной ДНК, соответствующие соседним генам, можно идентифицировать при помощи методики, известной как «прогулка по хромосоме». Для этого используют две разные библиотеки геномной ДНК, полученные из одной и той же ДНК путем разделения ее на фрагменты двумя разными рестрицирующими нуклеазами. Рис. 5-85 показывает, как клон одной из библиотек может служить ДНК-зондом для выявления перекрывающегося клона другой библиотеки. Из этого нового клона получают затем ДНК-зонд, используемый для нахождения другого перекрывающегося клона в первой библиотеке, и т.д. Таким путем, отыскивая клон за клоном, можно продвигаться по хромосоме всякий раз на расстояние порядка 30000 пар нуклеотидов и более. Как узнать, однако, когда мы, наконец, дойдем до интересующего нас гена (идентифицированного изначально по какой-нибудь вредной мутации)? Обычный прием состоит в том, чтобы непрерывно сравнивать размеры рестрикционных фрагментов ДНК мутантных и нормальных хромосом посредством блот-анализа по Саузерну, используя в процессе «прогулки» в качестве зонда каждый новый клон. Некоторые из мутантов возникают вследствие небольших делеций или, наоборот, вставок последовательностей ДНК в соответствующем гене, и определить такие нарушения, как правило, бывает нетрудно.

Известно, например, что среди вредных мутаций, затрагивающих типичный ген человека, примерно одна из десяти представляет собой делецию, легко обнаруживаемую блот-ана- Рис. 5-85. Использование перекрывающихся фрагментов для картирования интересующего нас гена путем «прогулки по хромосоме». Для того чтобы сократить время «прогулки», наиболее пригодны геномные библиотеки, содержащие очень крупные клонированные молекулы ДНК. Зондом для каждого следующего клона служит короткий 32Р-фрагмент ДНК одного из концов предыдущего идентифицированного клона. Если, например, используется «правый» конец, то и перемещение происходит «вправо», как в случае, представленном на этом рисунке. Короткий концевой фрагмент удобен в качестве зонда еще и потому, что это снижает вероятность присутствия в зонде повторяющейся последовательности ДНК, которая могла бы гибридизоваться со многими клонами из разных частей генома и тем самым прервать «прогулку».

лизом по Саузерну. Число выявленных таким путем молекулярных дефектов, ответственных за наследственные болезни человека, в последнее время непрерывно растет.

С помощью сходных методов можно расположить в правильном порядке (картировать) в хромосомах С. elegans почти весь набор крупных геномных клонов. Такие крупные клоны, каждый примерно по 30000 п.н., вводят в специальные векторы, приготовленные на основе фага, так называемые космиды, пригодные для включения больших вставок ДНК. Нескольких тысяч космидных клонов достаточно для того, чтобы охватить весь геном такого организма, как С. elegans или Drosophila, а чтобы картировать таким способом геном человека, необходимо более 100000 космидных клонов. Эта процедура заняла бы, конечно, очень много времени, но технически она выполнима. Кроме того, фрагменты ДНК человека, в 10 раз более крупные, чем космидные клоны (300000 п. н.), можно клонировать, как искусственные хромосомы в дрожжевых клетках;

в принципе геном человека можно было бы картировать с помощью 10000 клонов такого типа (см. рис. 9-5).

Рис. 5-86. Методика гибридизационной селекции. Молекулы очищенной мРНК элюируются с фильтра в условиях, вызывающих разделение РНК ДНК-спирали на одиночные цепи.

В недалеком будущем исследователи, несомненно, получат возможность приобретать систематизированные наборы геномных клонов в специальных центрах, располагающих библиотеками ДНК. Там можно будет получить полную библиотеку для всякого обычного объекта исследования с указанием в каталогах для каждой вставки ДНК как хромосомы, из которой она взята, так и ее порядкового номера относительно всех других фрагментов ДНК, происходящих из той же хромосомы. Тогда начать «прогулку по хромосоме» можно будет просто, получив из библиотеки все клоны, охватывающие тот ее участок, в котором содержится интересующий исследователя мутантный ген. Эти клоны послужат затем для приготовления ДНК-зондов, которые позволят точно локализовать измененный ген. В конце концов таким путем удастся выделить многие из мутантных генов, обусловливающих наследственные заболевания у человека.

5.6.7. Трансляция in vitro облегчает идентификацию надлежащего клона ДНК [61] Выделение клонов геномной ДНК и кДНК методом гибридизации in situ при всей своей эффективности не вполне удобно тем, что в таких экспериментах отбирается обычно немало и «псевдоположительных» клонов. Требуются дополнительные приемы для того, чтобы отличить их от подлинных. Задача облегчается, если требуемый клон кодирует какой-нибудь белок, ранее уже охарактеризованный иными методами. В этом случае каждый подлежащий проверке клонированный фрагмент ДНК используют для отбора комплементарных ему молекул мРНК из смеси клеточных мРНК посредством процесса, называемого гибридизационной селекцией;

при этом избыток данного фрагмента ДНК расщепляют на одиночные цепи, иммобилизуют на фильтре и наносят на этот фильтр смесь мРНК, чтобы отобрать комплементарные молекулы мРНК путем РНК ДНК-гибридизации (рис. 5-86). Очищенную таким способом мРНК используют затем для синтеза белка в бесклеточной системе, содержащей радиоактивные аминокислоты. Полученный радиоактивный белок исследуют и сравнивают с белковым продуктом, который, согласно ожиданиям, должен быть получен от данного клона. Совпадение их характеристик служит обычно в таком тесте основанием для вывода, что клонируемый фрагмент ДНК кодирует данный белок.

5.6.8. Экспрессирующие векторы могут быть использованы для сверхпродукции белков [62] Очень часто никаких биохимических данных относительно белка, кодируемого тем или иным клонированным фрагментом ДНК, не имеется. Именно так, например, обстоит дело в тех случаях, когда клон, о котором идет речь, был идентифицирован посредством субтрактивной гибридизации или же в результате «прогулки по хромосоме» до соответствующего мутантного гена. Более того, в таких случаях мРНК, кодирующая этот белок, часто присутствует в столь малых количествах или же в столь немногих клетках, что гибридизационная селекция комплементарной мРНК оказывается неосуществимой. При этом приходится прибегать к другим методам, которые дают возможность охарактеризовать белковый продукт клонированного гена. Один из методов состоит в том, чтобы синтезировать короткий фрагмент белка (олигопептид), соответствующий выведенной аминокислотной последовательности белкового продукта секвенированной молекулы кДНК, а затем получить антитела к этому олигопептиду. Эти антитела во многих случаях будут распознавать ту же аминокислотную последова- тельность в составе природного белка, что даст возможность обнаруживать, локализовать и подвергать очистке белок, кодируемый исходной кДНК.

Такой иммунологический подход в сочетании с клонированием путем субтрактивной гибридизации эффективен и как способ идентификации белков, специфичных для определенного типа клеток, и как путь к изучению характера дифференцировки, а также свойств и функций каждого типа клеток в многоклеточном организме.

Однако самый простой путь, позволяющий охарактеризовать белок, закодированный в какой-нибудь клонированной кДНК, заключается в том, чтобы заставить саму эту кДНК направлять синтез белка в клетке-хозяине. Плазмиды или вирусы выступают в таких случаях в качестве экспрессирующих векторов;

их конструируют с таким расчетом, чтобы присоединить клонированную кДНК к той последовательности, которая служит сильным промотором для транскрипции. Исследователи располагают достаточно широким набором экспрессирующих векторов - каждый из них приспособлен для функционирования в клетках того типа, в которых должен синтезироваться данный белок. С помощью этого генноинженерного подхода клетки бактерий, дрожжей и млекопитающих можно заставить вырабатывать большие количества различных ценных белков, таких, как гормон роста человека, интерферон или антитела к вирусам, используемые для приготовления вакцин. Особенно удобны для получения белка бактериальные клетки с плазмидными или вирусными векторами, сконструированными подобным образом;

встроенный чужеродный ген обеспечивает нередко свыше 10% от всего синтезируемого клеткой белка. Для клетки синтез такого большого количества какого нибудь белка оказывается часто непомерной метаболической нагрузкой;

поэтому предложены особые «индуцибельные» промоторы, с помощью которых запуск транскрипции можно осуществлять лишь за несколько часов до сбора клеток для выделения из них белка. Некоторые плазмидные экспрессирующие векторы содержат, например, промотор, полученный из бактериофага. Работа его регулируется температурочувствительным белковым продуктом генарепрессора;

повысив температуру бактериальных клеток до 42°С, можно в любой момент «включить» промотор и быстро получить большое количество требуемого белка.

Если библиотека кДНК создана в экспрессирующем векторе, то каждый клон будет продуцировать особый белок и тогда представляющие интерес клоны можно идентифицировать не по их нуклеотидной последовательности, а по их белковым продуктам. При этом в качестве зонда для клонов обычно применяют радиоактивно меченные антитела. Иногда вместо этого можно провести прямой тест, выявляющий биологическую активность продукта данного гена. Особенно эффективен этот метод при поисках эукариотических генов, ответственных за секретируемые факторы роста. Можно, например, клоны кДНК из клеток, вырабатывающих определенный фактор роста, ввести в экспрессирующий вектор, размножающийся в клетках млекопитающих. Смесь трансфицированных клеток, содержащих много таких различных клонов, выращивают на небольшой чашке, где каждая клетка, в которой экспрессируется данный ген, выделяет этот фактор роста в среду. Затем пробы среды испытывают на присутствие данного фактора роста, добавляя их к культурам других клеток, способных реагировать на этот фактор.

Тест отличается настолько высокой чувствительностью, что положительный ответ получают даже в том случае, когда в исходной культуре одна клетка из тысячи содержит ген, кодирующий данный фактор роста. Повторное тестирование позволяет отыскать в смеси тот единственный клон, который продуцирует этот фактор. Таким способом удалось открыть ранее неизвестные факторы роста и выделить их за срок, не превышавший нескольких месяцев;

если бы процедуру вели обычными биохимическими методами, то для очистки в миллион с лишним раз потребовалась бы чрезвычайно кропотливая работа, которая длилась бы годы.

5- 5.6.9. Гены можно «перестраивать» и таким путем получать белки с желаемой аминокислотной последовательностью [63] Перестраивая кодирующую последовательность и регуляторные участки гена, можно изменять функциональные свойства его белкового продукта, количество синтезируемого белка и, наконец, менять тип клеток, способных вырабатывать данный белок.

В кодирующую последовательность можно вносить весьма существенные изменения, например, можно «пришивать» какую-нибудь ее часть к другому гену, что даст в результате новый гибридный ген, кодирующий комбинированный (составной) белок (fusion protein). Подобные белки часто используются для выявления функций различных доменов белковой молекулы. Известно, например, что большинство ядерных белков содержит особые короткие аминокислотные последовательности, которые распознаются как сигнал для немедленного импорта этих белков в клеточное ядро. Присоединяя искусственно - методом слияния генов - к какому-нибудь цитоплазматическому белку различные части молекулы ядерных белков, можно идентифицировать эти «сигнальные пептиды», ответственные за импорт в ядро.

Для более тонкой структурной реорганизации гена (результатом которой является замена одной или нескольких аминокислот в кодируемом белке) требуются специальные методы. Сначала химическим путем синтезируют небольшую молекулу ДНК, содержащую измененную часть нуклеотидной последовательности данного гена. Затем этот синтетический олигонуклеотид гибридизуют с одноцепочечной плазмидой ДНК, в составе которой присутствует последовательность ДНК, подлежащая изменению;

гибридизацию ведут в условиях, допускающих спаривание не вполне подходящих партнеров (рис. 5-87). Синтетический олигонуклеотид становится затравкой для ДНК-полимеразы, осуществляющей синтез ДНК, в результате которого образуется молекула, содержащая ген с встроенной в него измененной последовательностью. После этого модифицированный ген включают в экспрессирующий вектор, что позволяет получить измененный белок в достаточном количестве для детального изучения. Заменяя таким путем те или иные аминокислоты в молекуле интересующего нас белка, можно выяснить, какие именно части полипептидной цепи ответственны за такие фундаментальные процессы, как свертывание белка, взаимодействие белка с лигандом или ферментативный катализ.

В тех случаях, когда требуется определить, какая именно часть эукариотического гена ответственна за регулирование его экспрессии, предполагаемые регуляторные последовательности ДНК этого гена можно присоединить к кодирующей последовательности другого гена, выбранного с таким расчетом, чтобы в нем был закодирован какой-нибудь легко обнаруживаемый фермент-маркер, в норме в эукариотических клетках отсутствующий. Чаще всего в качестве такого фермента-маркера используется бактериальный белок хлорамфеникол-ацетил-трансфераза (ХАТ). Полученную рекомбинантную молекулу ДНК вводят в эукариотическую клетку, чтобы выяснить, действительно ли предполагаемые регуляторные последовательности стимулируют экспрессию гена ХАТ. Проще всего сделать это, если трансфицировать Рис. 5-87. Использование синтетических олигонуклеотидов для изменения отдельных кодирующих участков гена. Здесь приведены лишь два примера из многих возможных типов таких изменений. С помощью подходящего олигонуклеотида можно, например, заменить одновременно не одну, а несколько аминокислот, можно также вызвать выпадение одной или нескольких аминокислот. Из схемы ясно, что при такой процедуре в исходной рекомбинантной плазмиде изменяется только одна из двух цепей ДНК, так что после репликации лишь половина всех трансфицированных клеток содержит плазмиду с нужным мутантным геном. Здесь указана лишь небольшая часть всей плазмидной последовательности.

клетки в культуре и затем после инкубации в течение ночи исследовать их на хлорамфеникол-ацетилтрансферазную активность. Среди трансфицированных клеток многие в течение некоторого времени экспрессируют чужеродный ген, но лишь очень небольшое число клеток удерживает этот ген надолго. Чтобы добиться устойчивой трансформации, надо произвести отбор тех редких клеточных клонов, у которых рекомбинантные молекулы ДНК включились в их хромосомы. Трансфицируя различные типы клеток такими рекомбинантными молекулами ДНК, удается определять те регуляторные последовательности ДНК, которые позволяют данному гену экспрессироваться в одних клетках и не экспрессироваться в других (разд. 10.2.8).

5.6.10. Сконструированные гены можно ввести в половые клетки мыши или плодовой мушки и получить трансгенные организмы [64] Для выявления функции измененного белка, необходимо ввести этот ген в организм и проследить, каков будет эффект. В идеале желательно заменить нормальный ген измененным, с тем чтобы действие мутантного белка можно было наблюдать в условиях, когда нормальный белок отсутствует. Единственный эукариотический организм, с которым такую процедуру можно проделать относительно легко, - это дрожжи.

Фрагменты ДНК, введенные в растущие дрожжевые клетки, достаточно эффективно включаются в виде одиночных копий в гомологичные участки хромосом путем общей рекомбинации, так что на место эндогенной копии данного гена становится сконструированный ген. Это открывает широкие возможности для изучения функций различных генов у дрожжей (см. разд. 4.6.15).

Иначе обстоит дело с клетками млекопитающих. Здесь мы пока не в состоянии установить, как и куда включилась в хромосому введенная в клетку ДНК. В среднем лишь один акт интеграции на тысячу приводит к замене одного гена другим. Вместо этого клеточные ферменты быстро сшивают линейные фрагменты ДНК конец-в-конец и такой длинный тандем обычно включается в хромосому в каких-то, по-видимому, случайных, участках. Оплодотворенные яйца млекопитающих ведут себя в этом отношении так же, как и прочие клетки млекопитающих. Если ввести в яйцо мыши 200 копий линейной молекулы ДНК, то часто из него развивается мышь, у которой в одну из ее хромосом в случайном участке интегрированы эти тандемно повторяющиеся копии введенного гена (рис. 5-88). В том случае, когда модифицированная хромосома присутствует и в половых клетках (яйцеклетках или сперматозоидах), мышь передаст эти новые полученные ею гены своему потомству;

животные с таким устойчивым изменением называются трансгенными. Поскольку нормальный ген у них, как правило, сохраняется, трансгенные животные по большей части непригодны для столь убедительной, как у дрожжей, демонстрации эффектов, связанных с изменением гена;

однако с их помощью были уже получены важные сведения о том, как осуществляется регуляция генов млекопитающих (см. стр. 10.3.11) и каким образом некоторые гены (их называют онкогенами) обусловливают возникновение рака (см. разд. 21.2.5).

Сходные эксперименты можно проводить с плодовой мушкой Drosophila, используя для этого методику, дающую возможность включать в геном мухи в каком-либо случайном его участке одну копию любого интересующего нас гена. Главная задача состоит здесь в том, чтобы встроить фрагмент ДНК, о котором идет речь, между двумя концевыми последовательностями определенного мобильного элемента Drosophila, так называемого Р-элемента. Эти концевые последовательности позволяют Р-элементу включаться в хромосомы Drosophila, если в клетке присутствует также особый фермент, катализирующий это включение (Р-элемент-транспозаза;

см. разд. 5.5.10). Поэтому, для того чтобы получить трансгенных плодовых мушек, требуется инъецировать соответствующим образом модифицированный фрагмент ДНК в эмбрион мухи на одной из очень ранних стадий развития и одновременно ввести туда же отдельную плазмиду, содержащую ген транспозазы. В этом случае инъецированный ген в виде одиночной копии часто попадает (вследствие транспозиции) в клетки зародышевого пути (рис. 5-88).

Недавно у мышей удалось осуществить замену гена косвенным, достаточно трудоемким путем. Процедура сводится к следующему.

Сначала фрагмент ДНК, содержащий нужный мутантный ген, вводят путем трансфекции в специальную линию плюрипотентных стволовых клеток, выделенных из эмбриона и выращиваемых в культуре. Клеткам дают возможность размножаться в течение некоторого времени, после чего методом блот-анализа по Саузерну выявляют редкие колонии, в которых общая рекомбинация привела к замене гена, и отдельные клетки из этих колоний имплантируют в ранний эмбрион мыши. В этой новой для них среде выделенные из эмбриона стволовые клетки часто пролиферируют, образуя крупные участки в теле нормальной мыши. Мышей, у которых произошла замена гена в клетках зародышевого пути, скрещивают, чтобы получить самца и самку, которые окажутся гетерозиготными по этому признаку (т. е. будут иметь одну нормальную и одну мутантную копию данного гена). Если теперь скрестить этих животных, то одна четвертая часть их потомства будет гомозиготной по Рис. 5-88. Сравнение стандартных процедур, используемых для получения трансгенной мыши и трансгенной плодовой мушки. В этих примерах ген, введенный в яйцо мыши, вызывает изменение окраски шерсти, а ген, введенный в эмбрион плодовой мушки, - изменение цвета глаз. В обоих случаях у части трансгенных организмов вставки ДНК обнаружены не в одном, а в нескольких участках хромосомы.

измененному гену. Изучение таких гомозигот позволит наблюдать функцию измененного гена в отсутствие его нормального аллеля.

Возможность получения трансгенных мышей и дрозофил дает в руки исследователей новый мощный инструмент для изучения функции генов в интактном организме.

5.6.11. Отобранные сегменты ДНК можно клонировать in vitro посредством полимеразной цепной реакции [65] Доступность очищенных ДНК-полимераз и химически синтезированных ДНК-олигонуклеотидов сделала возможным быстрое клонирование специфических последовательностей ДНК вне живой клетки. Методика, известная под названием полимеразной цепной реакции (ПЦР), позволяет амплифицировать ДНК из какого-нибудь выбранного участка генома более чем в миллион раз, при условии, что нам известна хотя бы часть его нуклеотидной последовательности. Участки этой последовательности, окружающие выбранную для амплификации область, используют для того, чтобы приготовить по ним два синтетических ДНК-олигонуклеотида, каждый из которых комплементарен одной из двух цепей молекулы ДНК. Эти олигонуклеотиды служат затравками при синтезе ДНК in vitro катализируемом ДНК-полимеразой;

они определяют концы получаемого фрагмента ДНК (рис. 5-89, А).

Принцип методики ПЦР ясен из рис. 5-89, Б. В каждом цикле реакции необходимо сначала кратковременное нагревание ДНК для разделения двух цепей двойной спирали (1-й этап). Последующее охлаждение ДНК в присутствии большого избытка двух упомянутых ДНК олигонуклеотидов приводит к специфической гибридизации этих олигонуклеотидов с комплементарными последовательностями ДНК (2-й этап).

После отжига смесь инкубируют с ДНК-полимеразой и четырьмя дезоксинуклеозидтрифосфатами, в результате чего избирательно синтезируются те участки ДНК, которые располагаются «книзу» от затравки (3-й этап). Для эффективной амплификации ДНК требуется от 20 до 30 циклов реакции. В каждом последующем цикле количество ДНК по сравнению с предыдущим циклом удваивается. Отдельный цикл занимает около 5 мин, поэтому при автоматизации всей процедуры для «бесклеточного молекулярного клонирования» какого-либо фрагмента ДНК требуется несколько часов, тогда как обычные процедуры клонирования растягиваются на несколько дней.

Метод ПЦР отличается чрезвычайно высокой чувствительностью: он позволяет обнаружить в пробе всего одну присутствующую в ней молекулу ДНК. Тот же способ пригоден и для анализа следовых Рис. 5-89. Полимеразная цепная реакция (ПЦР), используемая для амплификации специфических нуклеотидных последовательностей in vitro А.

Выделенную из клеток ДНК нагревают, чтобы разделить ее комплементарные цепи. Затем проводят отжиг этих цепей, добавив к ним избыток двух ДНК-олигонуклеотидов (по 15-20 нуклеотидов каждый), синтезированных химически с таким расчетом, чтобы они были комплементарны последовательностям, отделенным друг от друга расстоянием в X нуклеотидов (значение X варьирует от 50 до 2000). Эти два олигонуклеотида служат специфическими затравками для синтеза ДНК in vitro, катализируемого ДНК-полимеразой, которая копирует ДНК между соответствующими последовательностями. Б. Многократное повторение циклов реакции дает в итоге большое количество копий одного фрагмента ДНК (длиной X нуклеотидов).

Рис. 5-90. Выявление полиморфизма длины рестрикционных фрагментов (ПДРФ) блот-анализом по Саузерну. Для простоты в хромосомах показано лишь несколько сайтов рестрикции, хотя в действительности их многие тысячи. Если до воздействия рестрицирующей нуклеазой провести амплификацию соответствующего участка методом ПЦР, этот же тест можно провести без радиоизотопов и от блот-анализа отказаться.

количеств РНК;

для этого РНК переводят в последовательности ДНК с помощью обратной транскриптазы (см. разд. 5.6.3). Клонирование методом ПЦР быстро вытесняет блот-анализ по Саузерну в таких областях, как пренатальная диагностика наследственных болезней и выявление вирусных инфекций. Большие перспективы открывает этот метод также и в судебной медицине, поскольку он дает возможность однозначно определить принадлежность одной-единственной клетки данному человеку.

10- 5.6.12. Применение рекомбинантных ДНК сильно облегчает картирование и анализ крупных геномов [66] Появившиеся в последнее время методы позволяют составлять подробные карты очень больших геномов. Есть две категории карт: 1.

Физические карты, основывающиеся на строении молекул ДНК, составляющих каждую хромосому. Сюда относятся рестрикционные карты и систематизированные библиотеки клонов геномной ДНК. 2. Карты генетического сцепления;

их строят, основываясь на частоте совместной передачи потомству двух или нескольких признаков - генетических маркеров, различных у отца и матери и приписываемых определенному участку хромосомы. В качестве маркеров издавна принято использовать те гены, экспрессия которых обнаруживается по их эффекту (таковы, в частности, гены, вызывающие генетические болезни, например мышечную дистрофию). Разработанные сравнительно недавно новые методы с применением рекомбинантной ДНК дали возможность использовать в качестве генетических маркеров короткие последовательности ДНК, содержащие один из сайтов рестрикции и различающиеся у отдельных индивидуумов;

такие последовательности особенно удобны для генетического картирования, потому что под действием рестрикционной нуклеазы возникают фрагменты, различающиеся по своей длине, и этот полиморфизм длины рестрикционных фрагментов (ПДРФ) легко может быть выявлен блот-анализом по Саузерну с помощью подходящего ДНК-зонда (рис. 5-90).

Если два генетических маркера находятся в разных хромосомах, то сцепление между ними отсутствует, т. е. шансы на их совместную передачу потомству равны 50:50. То же справедливо и в отношении маркеров, локализующихся на противоположных концах одной и той же хромосомы, из-за большой вероятности их разделения в результате кроссинговера, частота которого в процессе мейоза, при образовании яйцеклеток и сперматозоидов, весьма высока (см. разд. 15.2.3). Чем ближе друг к другу два маркера в пределах одной хромосомы, тем больше вероятность того, что они не будут разделены кроссинговером, а значит, будут переданы потомству совместно. Проведя скрининг больших семейных групп на совместное наследование интересующего нас гена (например, гена, ответственного за какую-нибудь болезнь) и большого числа отдельных ПДРФ-маркеров, можно идентифицировать несколько ПДРФ-маркеров, окружающих данный ген. Таким путем удается локализовать последовательности ДНК, находящиеся поблизости от этого гена, а в конце концов и ДНК, соответствующую самому этому гену (рис. 5-91). Этот метод используется для локализации многих генов, ответственных за болезни человека. После выделения такого гена можно подвергнуть детальному анализу его белковый продукт (см. разд. 4.6.12).

Чтобы облегчить эти и некоторые другие исследования, в настоящее время ведется усиленная работа по созданию детальной ПДРФ карты генома человека, на которой будут отмечены тысячи маркеров, от- Рис. 5-91. Анализ генетического сцепления выявляет совместную передачу потомству какого-либо гена, обусловливающего у человека специфический фенотип (в данном случае - определенную болезнь), и соседнего ПДРФ-маркера. Такой анализ дает возможность клонировать многие гены человека и исследовать продукты этих генов.

стоящих друг от друга в среднем на 106 п. н. (два маркера, разделенные таким расстоянием, наследуются совместно в 99 случаях из 100). Получив в свое распоряжение такую карту, можно будет - на основе данных о генетическом сцеплении - гены, идентифицированные ранее лишь по их эффекту у человека, локализовать в пределах одного или нескольких больших клонов в систематизированной библиотеке геномной ДНК. После этого на выделение данного гена потребуется в большинстве случаев уже не более нескольких месяцев.

Быстрые успехи технологии рекомбинантной ДНК позволят в ближайшее время секвенировать длинные отрезки ДНК при сравнительно небольших затратах. Это значит, что станет возможным секвенирование целых геномов бактерий, дрожжей, нематод и Drosophila, а также обширных участков генома различных высших растений и позвоночных животных, в том числе и человека.

Заключение При клонированш ДНК фрагмент, содержащий изучаемый ген, выявляют обычно с помощью радиоактивного ДНК-зонда или, после экспрессии гена в клетке-хозяине, - с помощью антител, обнаруживающих кодируемый этим геном белок. Затем клеткам, несущим данный фрагмент ДНК, предоставляют возможность размножаться и нарабатывать большое количество копий как самого гена, так и молекул его продукта. Для генноинженерных задач нуклеотидную последовательность такого клонированного фрагмента ДНК изменяют, присоединяют к другой последовательности ДНК, а затем снова вводят в клетки. Сочетание клонирования ДНК с генной инженерией вооружает клеточного биолога очень мощным инструментом исследования. В принципе возможно сконструировать ген, кодирующий белок с любой желательной аминокислотной последовательностью, и присоединить его к такой промоторной последовательности ДНК, которая позволит контролировать время и тип экспрессии гена. Этот новый ген можно ввести либо в клетки, выращиваемые в культуре, либо в клетки зародышевого пути мыши или плодовой мушки. У трансгенных животных эффект экспрессии включенного гена можно наблюдать на многих различных клетках и тканях.

Литература Общая Judson И. F. The Eighth Day of Creation: Makers of the Revolution in Biology, New York, Simon and Schuster, 1979. (History derived from personal interviews.) Lewin B. Genes, 3rd ed. New York, Wiley, 1987.

Stent G.S. Molecular Genetics: An Introductory Narrative, San Francisco, Freeman, 1971. (Clear descriptions of the classical experiments.) Watson J. D., Hopkins N. H., Roberts J. W., Weiner A. M. Molecular Biology of the Gene, 4th ed.Menlo Park, CA, Benjamin-Cummings 1987.

Цитируемая 1. Chamberlin M. Bacterial DNA-dependent RNA polymerases. In: The Enzymes, 3rd ed., Vol. 15B (P. Boyer ed.), pp. 61-108. New York, Academic Press, 1982.

McClure W. Mechanism and control of transcription initiation in prokaryotes.

Annu. Rev. Biochem., 54, 171-204, 1985.

Yager Т.D., Hippel P.H. Transcript elongation and termination in E. coll In: Escherichia coli and Salmonella typhimurium: Cellular and Molecular Biology (F.C. Niedhardt ed.), pp. 1241-1275. Washington DC, American Society for Microbiology, 1987.

2. Hawley D. K., McClure W.R. Compilation and Analysis of Escherichia coli promoter DNA sequences. Nucleic Acids Res., 11, 2237-2255, 1983.

Siebenlist U., Simpson R., Gilbert W. E. coli RNA polymerase interacts homologously with two different promoters. Cell, 20, 269-281, 1980.

3. Rich A., Kim S. H. The three-dimensional structure of transfer RNA. Sci. Am, 238(1), 52-62, 1978.

Schimmel P. R., Soll D., Abelson J. N., eds. Transfer RNA: Structure, Properties and Recognition, and Biological Aspects (2 volumes). Cold Spring Harbor. NY, Cold Spring Harbor Laboratory, 1980.

4. Schimmel P. Aminoacyl tRNA synthetase: general scheme of structure-function relationships in the polypeptides and recognition of transfer RNAs. Annu. Rev. Biochem., 56, 125-158, 1987.

5. Crick F.H.C. The genetic code. III. Sci. Am., 21(4), 55-62, 1966. The Genetic Code. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., Vol. 31, 1966.

(The original experiments that defined the code.) 6. Moore P. B. The ribosome returns. Nature, 331, 223-227, 1988.

Noller H.F. Structure of ribosomal RNA. Annu. Rev. Biochem., 53, 119-162, 1984.

Spirin A. S. Ribosome Structure and Protein Synthesis. Menlo Park CA, Benjamin-Cummings, 1986.

7. Clark B. The elongation step of protein biosynthesis. Trends Biochem. Sci., 5, 207-210, 1980.

Watson J. D. The involvement of RNA in the synthesis of proteins. Science, 140, 17-26, 1963. (A description of how ribosome function was initially deciphered.) 8. Caskey С. Т. Peptide chain termination. Trends Biochem. Sci., 5, 234-237, 1980. Cragien W.J., Caskey С. Т. The function, structure and regulation of E. coli peptide chain release factors. Biochemie, 69, 1031-1041, 1987.

9. Gold L. Posttranscriptional regulatory mechanisms in Escherichia coli. Annu. Rev. Biochem., 57, 199-233, 1988.

Hunt T. The initiation of protein synthesis. Trends Biochem. Sci., 5, 178-181, 1980. Pain V.M. Initiation of protein synthesis in mammalian cells Biochem. J., 235, 625-637, 1986.

10. Kozak M. Comparison of initiation of protein synthesis in procaryotes, eucaryotes, and organelles. Microbiol. Rev., 47, 1-45, 1983.

Kozak M. An analysis of 5' noncoding sequences from 699 vertebrate messenger RNAs. Nucleic Acids Res., 15, 8125-8147, 1987.

Steitz J. A. Genetic signals and nucleotide sequences in messenger RNA. In: Biological Regulation and Development (R. Goldberg ed.), Vol.

1, pp. 349-399. New York, Plenum, 1979.

11. Rich A. Polyribisomes. Sci. Am., 209(6), 44-53, 1963.

12. Hunt T. Phosphorylation and the control of protein synthesis. Philos. Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 302, 127-134, 1983.

Jagus R., Anderson W. F., Safer B. The regulation of initiation of mammalian protein synthesis. Prog. Nucleic Acid Res. Моl. Biol., 25, 127 185, 1981.

13. Kirkwood T.B., Rosenberger R.F., Galas D. J., eds. Accuracy in Molecular Processes: Its Control and Relevance to Living Systems. London, Chapman and Hall, 1986. (Chapters 4, 5, 6 and 11.) Thompson R. C. EFTu provides an internal kinetic standard for translational accurancy. Trends Biochem. Sci., 13, 91-93, 1988.

14. Jimenez A. Inhibibitors of translation. Trends Biochem. Sci., 1, 28-30, 1976.

15. Alberts B.M. The function of the hereditary materials: biological catalyses reflect the cell's evolutionary history. Am. Zool., 26, 781-796, 1986.

Orgel L.E. RNA catalysis and the origin of life. J. Theor. Biol. 123, 127-149, 1983.

Weiner A. M., Maizels N. tRNA-like structures tag the 3' ends of genomic RNA molecules for replication: implications for the origin of protein synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 7383-7387, 1987.

16. Friedberg Е. С. DNA Repa ir. San Francisco, Freeman, 1985.

Lindahl T. DNA repair enzymes. Annu. Rev. Biochem., 51, 61-88, 1982.

17. Dickerson R., Geis 1. The Structure and Action of Proteins, pp. 59-66. New York, Harper and Row, 1969.

Wilson A. C., Carbon S. S., White T. J. Biochemical evolution. Annu. Rev. Biochem., 46, 573-639, 1977.

Wilson A. C., Ochman H., Prager Е. М. Molecular time scale for evolution. Trends Genet., 3, 241-247, 1987.

18. Drake J. M. Comparative rates of spontaneous mutation. Nature, 221, 1132, 1969.

19. Cairns J. Cancer: Science and Society. San Francisco. Freeman, 1978. (Chapter 7 discusses the role of mutation in the development of cancer.) Ohta Т., Kimura M. Functional organization of genetic material as a product molecular evolution. Nature, 233, 118-119, 1971. (The mutation rate limits the maximum number of genes in an organism.) 20. Schrodinger E. What is Life? Cambridge UK, Cambridge University Press, 1945.

21. Kornberg A. DNA Replication. San Francisco, Freeman, 1980. (Chapter 4 describes DNA polymerase. Chapter 8 describes DNA ligase, and Chapter 16 covers the general enzymol ogy of DNA repair.) 22. Cleaver J. E., Karentz D. DNA repair in man: regulation by a multigene family and association with human disease. Bioessays, 6, 122-127, 1987.

Coulondre C., Miller J. H., Farabaugh P. J., Giobert W. Molecular basis of base substitution hotspots in E. соli. Nature, 274, 775-780, 1978.

Lindahl T. New class of enzymes acting on damaged DNA. Nature, 259, 64-66, 1976.

Sancar A.Z., Sancar G.B. DNA repair enzymes. Annu. Rev. Biochem. 57, 29-67, 1988.

23. Lindahl Т., Sedgwick В., Sekiguchi M., Nakabeppu Y. Regulation and expression of the adaptive response to alkylating agents. Annu. Rev.

Biochem., 57, 133-157, 1988.

Ossanna N.. Peterson K. R., Mount D. W. Genetics of DNA repair in bacteria. Trends Genet., 2, 55-58, 1986.

Walker G. C. Inducible DNA repair systems. Annu. Rev. Biochem., 54, 425-457, 1985.

24. Alberts B.M. Prokaryotic DNA replication mechanisms. Philos. Trans. R. Soc. bond. (Biol.), 317, 395-420, 1987.

Kornberg A. DNA Replication. San Francisco, Freeman, 1980.

McMacken R., Silver L., Georgopoulos C. DNA replication. In: Escherichia coli and Salmonella typhimurium: Cellular and Molecular Biology (F. C. Neidhardt ed.), pp. 564-612. Washington DC. American Society for Microbiology, 1987.

25. Joyce C.M., Steitz T.A. DNA polymerase I: from crystal structure to function via genetics. Trends Biocem. Sci., 12, 288-292, 1987.

Kornberg A. Biologic synthesis of deoxyribonuclear acid. Science, 131, 1503-1508. (Nobel prize address.) Meselson M., Stahl F. W. The replication of DNA in E. coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 44, 671-682, 1958.

26. Cairns J. The bacterial chromosome and its manner of replication as seen by autoradiography. J. Моl. Biol., 6, 208-213, 1963.

Imman R. В., Schnos M. Structure of branch points in replicating DNA: presence of single-stranded connections in lambda DNA branch parts.

J. Моl. Biol., 56, 319-325, 1971. (Electron microscopy demonstrates that the replication fork is asymmetric.) Ogawa Т., Okazaki T. Discontinuous DNA replication. Annu. Rev. Biochem., 49, 421-457, 1980.

27. Brutlag D., Kornberg A. Enzymatic synthesis of deoxyribonucleic acid: a proofreading function for the 3' to 5' exonuclease activity in DNA polymerases. J. Biol. Chem., 247, 241-248, 1972.

Fersht A. R. Enzymatic editing mechanisms in protein synthesis and DNA replication. Trends Biochem. Sci., 5, 262-265, 1980.

Topal M., Fresco J. R. Complementary base pairing and the origin substitution mutations. Nature, 263, 285-289, 1976.

28. Rowen L., Kornberg A. Primase, the dnaG protein of Escherichia coli: an enzyme which starts DNA chains. J. Biol. Chem., 253, 758-764, 1978.

29. Abdel-Monem M., Hoffmann-Berling H. DNA unwinding enzymes. Trends Biochem. Sci., 5, 128-130, 1980.

Alberts В. М., Frey L. T4 bacteriophage gene 32: a structural protein in the replication and recombination of DNA, Nature, 227, 1313-1318, 1970.

Lohman T. M., Bujalowski W., Overman L. В. Е. coli single strand binding protein: a new look at helix-destabilizing proteins. Trends Biochem. Sci., 13, 250-254, 1988.

30. Alberts В. М. Protein machines mediate the basis genetic processes. Trends Genet., 1, 26-30, 1985.

Kornberg A. DNA replication. J. Biol. Chem., 263, 1-4, 1988.

LeBowitz J., McMacken R. The E. coli dnaB replication protein is a DNA helicase. J. Biol. Chem., 261, 4738-4748, 1986.

31. Modrich P. DNA mismatch correction. Annu. Rev. Biochem., 56, 435-466, 1987.

Radman M., Wagner R. The high fidelity of DNA duplication. Sci. Am., 259(2), 40-47, 1988.

32. Bramhill D., Kornberg A. Duplex opening by dnaA protein at novel sequences in initiation of replication at the origin of the E. coli chromosome. Cell, 52, 743-755, 1988.

Dodson M. et al. Specialized nucleoprotein structures at the origin of replication of bacteriophage lambda: localized unwinding of duplex DNA by a six-protein reaction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 83, 7638-7642, 1986.

Zyskind J. W., Smith D. W. The bacterial origin of replication, ori C. Cell, 46, 489-490, 1986.

33. DiNardo S., Voelkel K., Sternglanz R. RNA topoisomerase II mutant of Saccharomyces cerevisiae: topoisomerase II is required for segregation of daughter molecules at the termination of DNA replication. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 81, 2616-2620, 1984.

Wang J.C. DNA topoisomerases. Annu. Rev. Biochem., 54, 665-698, 1985.

34. Campbell J. L. Eucaryotic DNA replication. Annu. Rev. Biochem., 55, 733-771, 1986.

35. Low К. В. ed. The Recombination of Genetic Material. San Diego, Academic Press, 1988.

Stahl F. W. Genetic recombination. Sci. Am., 256(2), 90-101, 1987.

Whitehouse H.L.K. Genetic Recombination: Understanding the Mechanisms. New York, Wiley, 1982.

36. Dressier D., Potter H. Molecular mechanisms of genetic recombination. Annu. Rev. Biochem., 51, 727-762, 1982.

Smith G. R. Mechanism and control of homologous recombination in Escherichia coli. Annu. Rev. Genet, 21, 179-201, 1987.

37. Wetmur J. G., Davidson N. Kinetics of renaturation of DNA. J. Моl. Biol., 31, 349-370, 1968.

38. Cox M. M., Lehman I. R. Enzymes of general recombination. Annu. Rev. Biochem., 56, 229-262, 1987.

Kowalczykowski S. C. Mechanistic aspects of the DNA strand exchange activity of E. coli recA protein. Trends Biochem. Sci., 12, 141-145, 1987.

Radding C. M. Recombination activities of E. coli recA protein. Cell, 25, 3-4, 1981.

39. Holliday R. A mechanism for gene conversion in fungi. Genet. Res., 5, 282-304, 1964.

Meselson M. S., Radding С. М. A general model for genetic recombination. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 72, 358-361, 1975.

Sigal N., Alberts B. Genetic recombination: the nature of a cross-strand exchange between two homologous DNA molecules. J. Моl. Biol., 71, 789-793, 1972.

40. Fincham J. R. S., Day P. R., Radford A. Fungal Genetics, 4th ed. Berkeley, University of California Press, 1979.

Kourilsky P. Molecular mechanisms of gene conversion in higher cells. Trends Genet, 2, 60-62, 1986.

41. Campbell A. Some general questions about movable elements and their implications. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 45, 1-9, 1980.

Craig N. The mechanism of conservative site-specific recombination. Annu. Rev. Genet, 22, 77-105, 1988.

Grindley N. D., Reed R. R. Transpositional recombination in prokaryotes. Annu. Rev. Biochem., 54, 863-896, 1985.

Mizuuchi K., Craigie R. Mechanism of bacteriophage mu transposition. Annu. Rev. Genet, 20, 385-429, 1986.

Pages:     | 1 |   ...   | 5 | 6 || 8 | 9 |   ...   | 11 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.