WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     | 1 |   ...   | 4 | 5 || 7 | 8 |   ...   | 11 |

«1 Молекулярная биология клетки 2 Molecular Bruce Alberts, Dennis Bray, Biology Julian Lewis, Martin Raff, of the Cell Keith Roberts, James D. Watson SECOND EDITION Garland Publishing, Inc. ...»

-- [ Страница 6 ] --

5.1.1. РНК-полимераза «переписывает» заключенную в ДНК информацию в виде РНК: процесс транскрипции [1] Синтез РНК на ДНК-матрице называется транскрипцией. В результате транскрипции образуются молекулы мРНК, несущие информацию да Рис. 5-1. Синтез молекулы РНК, катализируемый РНК-полимеразой. Фермент начинает синтез у специального старт-сигнала в ДНК, называемого промотором, и заканчивает его у стоп-сигнала (сигнал терминации транскрипции), после чего полимераза и синтезированная готовая цепь РНК отделяются друг от друга. Скорость полимеризации при 37°С составляет примерно 30 нуклеотидов в 1 с, поэтому синтез цепи РНК длиной нуклеотидов длится около 3 мин.

Рис. 5-2. Реакция элонгации, катализируемая ферментом РНК-полимеразой. На каждом этапе из поступающих рибонуклеозидтрифосфатов отбирается один, способный к комплементарному спариванию с открытой матричной цепью ДНК, в результате к растущему 3'-ОН-концу цепи РНК добавляется рибонуклеозидмонофосфат (цветная стрелка), а пирофосфат (выделен цветом) высвобождается. Таким образом новая цепь РНК растет в направлении 5' 3' и оказывается комплементарной матричной цепи ДНК. Движущей силой реакции является термодинамически выгодное изменение свободной энергии, сопровождающее высвобождение пирофосфата, и гидролиз пирофосфата до неорганического фосфата. Перемещающаяся вдоль спирали ДНК РНК-полимераза непрерывно раскручивает спираль впереди той точки, где происходит полимеризация, и вновь закручивает ее позади этой точки, высвобождая новосинтезированную цепь РНК. Поэтому небольшой участок РНК-ДНК-спирали (для бактериального фермента - около 17 пар нуклеотидов) существует лишь короткое время. Готовый РНК-продукт высвобождается в виде одно-цепочечной копии одной из двух цепей ДНК.

синтеза белка, а также транспортные, рибосомные и другие виды молекул РНК, выполняющие структурные и каталитические функции. Синтез этих молекул РНК, т. е. синтез РНК-копий нуклеотидных последовательностей тех или иных участков молекулы ДНК, катализируется ферментами, которые называются РНК-полимеразами. У эукариот различные виды РНК синтезируются разными РНК-полимеразами, тогда как у прокариот весь синтез РНК осуществляется одним-единственным ферментом этого типа. Почти все, что мы знаем об РНК-полимерах, было выяснено на бактериях.

Бактериальная РНК-полимераза - это крупный, состоящий из нескольких субъединиц фермент, связанный с рядом вспомогательных белковых субъединиц, которые на разных этапах транскрипции присоединяются к комплексу полимераза-ДНК, а затем покидают его (см. разд.

9.4.1). Свободные молекулы РНК-полимеразы, сталкиваясь с хромосомой случайным образом, присоединяются к большинству участков ДНК весьма непрочно. Однако эта связь оказывается очень прочной, если РНК-полимераза присоединяется к специфической последовательности ДНК, к так называемому промотору, содержащему старт-сигнал для синтеза РНК, т. е. к сайту, с которого этот синтез должен начаться. Реакции, которые за этим следуют, показаны на рис. 5.1. Присоединившись к промотору, РНК-полимераза раскручивает определенный участок двойной спирали, обнажая таким образом нуклеотиды на коротком отрезке каждой из двух цепей ДНК. Одна из этих двух разделенных цепей должна теперь служить матрицей для Рис. 5-3. Перемещающаяся вдоль спирали ДНК РНК-полимераза непрерывно раскручивает спираль впереди той точки, где происходит полимеризация, и вновь закручивает ее позади этой точки, высвобождая новосинтезированную цепь РНК. Поэтому небольшой участок РНК-ДНК спирали (для бактериального фермента — около 17 пар нуклеотидов) существует лишь короткое время. Готовый РНК-продукт высвобождается в виде одноцепочечной копии одной из двух цепей ДНК.

комплементарного спаривания оснований ДНК с основаниями поступающих мономеров - рибонуклеозидтрифосфатов;

полимераза соединяет между собой два первых поступающих мономера и тем самым кладет начало синтезируемой цепи РНК. Затем РНК-полимераза, продвигаясь шаг за шагом вдоль ДНК, раскручивает перед собой спираль ДНК, обнажая всякий раз новый участок матрицы для комплементарного спаривания оснований. Таким путем, добавляя к растущей цепи РНК по одному нуклеотиду, она постепенно наращивает эту цепь в направлении 5' 3' (рис. 5 2). Процесс удлинения цепи РНК продолжается до тех пор, пока фермент не встретит на своем пути еще одну специфическую нуклеотидную последовательность в цепи ДНК, а именно сигнал терминации транскрипции (стоп-сигнал). Достигнув этой точки, полимераза отделяется и от матричной ДНК, и от новосинтезированной цепи РНК (см. также рис. 5-6, 6).

Во время продвижения фермента вдоль матричной цепи в его активном центре образуется двойная спираль РНК-ДНК. Она очень коротка, так как позади молекулы полимеразы немедленно восстанавливается спираль ДНК-ДНК, а РНК вытесняется (рис. 5-3). Поэтому каждая завершенная цепь РНК отделяется от ДНК-матрицы в виде свободной одноцепочечной молекулы, в которой число нуклеотидов колеблется обычно от 70 до 10000.

5.1.2. Промоторная последовательность определяет, какая именно цепь ДНК будет транскрибироваться [2] В принципе любой участок ДНК может быть транскрибирован с образованием двух различных молекул мРНК - по одному на каждую из двух цепей двойной спирали ДНК. В действительности же в любом участке ДНК транскрибируется только одна из двух цепей, так как образовавшаяся РНК соответствует по своей нуклеотидной последовательности другой, нематричной цепи ДНК. Какая из двух цепей будет транскрибироваться, определяется промотором, нуклеотидная последовательность которого ориентирована таким образом, чтобы направить РНК полимеразу на тот или иной путь. Поскольку цепи РНК растут лишь в направлении 5' 3', именно от промотора зависит выбор цепи ДНК для транскрипции (рис. 5-4). У двух соседних генов нередко транскрибируются разные цепи ДНК, как это можно видеть на рис. 5-5, где изображен небольшой участок хромосомы.

Анализ (см. разд. 4.6.6) показывает, что РНК-полимераза Е. coli, присоединяясь к промотору, охватывает довольно большой участок Рис. 5-4. Поскольку цепь ДНК, выполняющая функцию матрицы, должна считываться от 3'-конца к 5'-концу (см. рис. 5-2), выбор одной из двух цепей ДНК на роль матрицы для синтеза РНК определяется направлением движения РНК-полимеразы. В свою очередь направление движения РНК полимеразы задается ориентацией нуклеотидной последовательности промотора, с которого РНК-полимераза начинает считывание.

Рис. 5-5. Короткий участок типичной бактериальной хромосомы. Схема показывает, каким образом происходит транскрипция ДНК, связанная с экспрессией нескольких соседних генов.

ДНК: примерно 40 нуклеотидов «вверх» и 20 нуклеотидов «вниз» от старт-сигнала, т. е. от места начала транскрипции. Сравнение многих последовательностей ДНК, играющих роль сильных промоторов для этой полимеразы, показало, что она узнает в молекуле ДНК в первую очередь две строго определенные (консервативные) шестинуклеотидные последовательности, расположенные выше старт-сигнала и отделенные одна от другой приблизительно 17 нуклеотидами (рис. 5-6, Л). Такие консервативные последовательности, обнаруживаемые во всех образцах определенного типа регуляторных участков ДНК, носят название консенсусных последовательностей (consensus sequences). В результате сравнения многих промоторов Е. coli были выявлены две консенсусные шестинуклеотидные последовательности: T82T84G78A65C54A95 и Т80А95Т45А60А50Т (цифры показывают ожидаемую частоту (в процентах), с которой данный нуклеотид встречается в указанном положении последовательности: означает, что он присутствует здесь всегда, а 25, что из четырех промоторов он встречается в одном). Последовательности сильных промоторов, как правило, довольно близки к этим двум консенсусным последовательностям, у слабых же промоторов (связанных с генами, продуцирующими сравнительно мало мРНК) это сходство менее выражено.

Клетки эукариот содержат три разные РНК-полимеразы. Одна из них Рис. 5-6. Старт- и стоп-сигналы для РНК-полимеразы, осуществляющей синтез РНК у Е. coli, Обратите внимание, что матричной цепью служит нижняя цепь ДНК, верхняя же по своей нуклеотидной последовательности соответствует синтезированной РНК (за исключением того, что вместо Т, присутствующего в ДНК, в РНК стоит U). Принято указывать нуклеотидную последовательность применительно к нематричной цепи. А.

Полимераза начинает синтез у промоторной нуклеотидной последовательности. Считается, что прикрепление полимеразы определяют два коротких участка (выделены красным), отстоящие от начала синтеза РНК приблизительно на 35 и 10 нуклеотидов, вместе с точкой начала синтеза эти последовательности образуют промотор. Сколько-нибудь значительные модификации в любой из них ведут к утрате промоторной активности, изменения в других участках цепи ДНК такого эффекта не вызывают. Б. Полимераза прекращает синтез, после того как будет синтезирован участок из нескольких остатков U (что соответствует нескольким А на матрице) и самокомплементарная нуклеотидная последовательность (выделена серым). Соответствующее сочетание нуклеотидных последовательностей в ДНК служит стоп-сигналом. Порядок нуклеотидов в самокомплементарной последовательности может быть различным, решающим для прекращения транскрипции является быстрое образование в этом участке новосинтезированной РНК двойной спирали - так называемой шпильки.

катализирует синтез всех РНК, кодирующих белок (т.е. мРНК), тогда как две другие синтезируют молекулы РНК, выполняющие структурные или каталитические функции (например, рибосомные и транспортные РНК). Все три РНК-полимеразы представляют собой крупные мультимерные молекулы, напоминающие бактериальный фермент, но промоторы, которые они узнают, сложнее по своему строению и пока еще не столь хорошо изучены (см. разд. 9.4.3). Неясно, почему столь сложны молекулы и бактериальной РНК-полимеразы, и РНК-полимеразы эукариот. Эти молекулы состоят из нескольких субъединиц с общей массой свыше 500 000 дальтон. Между тем известно, что РНК-полимеразы некоторых бактериофагов, состоящие из одной цепи и имеющие впятеро меньшую массу, катализируют синтез РНК не менее эффективно, чем соответствующий фермент клетки-хозяина. Можно предположить, что мультимерное строение клеточных РНК-полимераз имеет какое-то отношение к регуляторным аспектам клеточного синтеза РНК, пока еще недостаточно хорошо выясненным.

В приведенном выше описании транскрипции ДНК опущены многие подробности;

обычно синтез молекулы мРНК включает и ряд других сложных этапов. Известно, например, что в определении того, какие участки ДНК будут транскрибироваться РНК-полимеразой, важную роль играют особые белки, регулирующие активность генов, а значит, именно от них в первую очередь и зависит, какие белки будет вырабатывать клетка. Далее, в то время как у прокариот молекулы мРНК образуются непосредственно путем транскрипции ДНК, в клетках высших эукариот большинство РНК-транскриптов, прежде чем покинуть клеточное ядро и перейти в цитоплазму в виде мРНК, претерпевает существенные изменения - подвергается сплайсингу. Все эти аспекты процесса образования мРНК мы обсудим в гл. 9 и 10, где речь пойдет о клеточном ядре и о регуляции экспрессии генов. Здесь же мы просто будем исходить из того, что в клетке так или иначе образуются функциональные молекулы мРНК, и познакомимся с тем, как они направляют белковый синтез.

5.1.3. Молекулы транспортных РНК служат адаптерами, переводящими нуклеотидные последовательности в аминокислотные [3] Во всех клетках имеется набор транспортных РНК (тРНК)- небольших молекул, размеры которых колеблются от 70 до 90 нуклеотидов.

Эти РНК, присоединяясь одним своим концом к специфическому кодону мРНК, а другим присоединяя аминокислоту, кодируемую данным триплетом, позволяют аминокислотам выстраиваться в порядке, диктуемом нуклеотидной последовательностью мРНК. Каждая тРНК может переносить только одну из 20 аминокислот, используемых в синтезе белка. Транспортную РНК, переносящую глицин, обозначают тРНКGly и т. д.

Для каждой из 20 аминокислот имеется по меньшей мере один тип тРНК, для большей же части аминокислот их имеется несколько. Прежде чем включиться в синтезируемую белковую цепь, аминокислота присоединяется своим карбоксильным концом к 3'-концу соответствующей молекулы тРНК. Этим достигаются две цели. Во-первых, и это наиболее важно, аминокислота ковалентно присоединяется к тРНК, содержащей правильный антикодон - трехнуклеотидную последовательность, комплементарную трехнуклеотидному кодону, определяющему эту аминокислоту в молекуле мРНК. Спаривание кодона с антикодоном позволяет каждой аминокислоте включиться в растущую белковую цепь в том порядке, который диктуется нуклеотидной последовательностью мРНК, так что генетический код используется для перевода (трансляции) Рис. 5-7. Строение типичной молекулы тРНК. Слева представлен механизм спаривания оснований в соответствующих участках молекулы (структура «клеверного листа»), а справа - общая трехмерная информация молекулы, установленная с помощью дифракции рентгеновских лучей.

Отметим, что молекула напоминает по форме букву L, один ее конец (акцепторный) предназначен для присоединения аминокислоты, а второй содержит антикодон, состоящий из трех нуклеотидов. Аминокислота присоединяется к остатку А последовательности ССА на 3'-конце молекулы (см. рис. 5-11).

нуклеотидных последовательностей нуклеиновых кислот в аминокислотные последовательности белков. В этом заключается важная «адапторная» функция тРНК: присоединяясь одним концом к аминокислоте, а другим спариваясь с кодоном, тРНК переводит последовательность нуклеотидов в последовательность аминокислот.

Вторая цель, достигаемая присоединением аминокислоты к тРНК, заключается в том, что аминокислота таким путем активируется - на ее карбоксильном конце возникает богатая энергией связь, что дает ей возможность реагировать с аминогруппой соседней аминокислоты в данной аминокислотной последовательности, т, е. возможность образовать пептидную связь. Этот процесс активации - необходимый этап белкового синтеза, поскольку неактивированные аминокислоты не могут прямо присоединяться к растущей полипептидной цепи. (Спонтанно способен идти лишь обратный процесс - гидролитический разрыв пептидных связей.) Функция тРНК зависит от трехмерной структуры ее молекулы. Несколько видов тРНК удалось получить в кристаллическом виде, что позволило определить их точную структуру методом рентгеноструктурного анализа. Для надлежащего свертывания молекулы тРНК требуется комплементарное спаривание оснований и взаимодействие необычных оснований (см. разд. 3.2.9, рис. 3-16). Изучение вторичной структуры молекулы тРНК из многих различных организмов показало, что она имеет вид «клеверного листа»;

полагают, что петли и прямолинейные отрезки этой структуры затем свертываются дополнительно, вследствие чего возникает обнаруживаемая кристаллографическим анализом L-кон-формация (рис. 5-7). К одному концу этой «буквы» присоединяется аминокислота, а на другом конце находится антикодон (рис. 5-8).

В готовой цепи нуклеиновой кислоты нуклеотиды (подобно аминокислотам в белках) могут претерпевать ковалентную модификацию, приводящую к изменению активности данной нуклеиновой кислоты. Такие посттранскрипционные модификации особенно свойственны молекулам тРНК, в которых обнаруживается много модифицированных нуклеотидов (рис. 5-9). Некоторые из них оказывают влияние на конформацию и на спаривание оснований антикодона, что облегчает узнавание соответствующего кодона мРНК молекулой тРНК.

Рис. 5-8. Пространственная модель молекулы тРНК с присоединенной аминокислотой. Существует много различных видов тРНК - не менее одного на каждую аминокислоту. Хотя эти молекулы тРНК различаются по своей нуклеотидной последовательности, все они свернуты сходным образом.

Изображенная здесь молекула тРНК связывает аминокислоту фенилаланин, поэтому ее условно обозначают тРНКРЬе. (С любезного разрешения Sung-Hou Kim.) Рис. 5-9. Некоторые необычные нуклеотиды, встречающиеся в молекулах тРНК. Они возникают в результате ковалентной модификации обычного нуклеотида уже после того, как он включился в полинуклеотидную цепь. В большинстве молекул тРНК подобным образом видоизменено приблизительно 10% нуклеотидов (см. рис. 5-7).

5.1.4. Каждая аминокислота присоединяется к соответствующей молекуле тРНК при помощи специфического фермента [4] В каком именно месте будет присоединена к растущей полипептидной цепи данная аминокислота, зависит не от самой аминокислоты, а от присоединившей ее молекулы тРНК. Выяснить это удалось при помощи изящного эксперимента, в котором аминокислоту, присоединенную к специфической тРНК, химическим путем превращали в другую аминокислоту (цистеин в аланин). Когда затем такие гибридные молекулы участвовали в синтезе белка в бесклеточной системе, неправильная аминокислота включалась в белковую цепь во всех тех положениях, которые «обслуживались» данной тРНК. Успешное декодирование, следовательно, решающим образом зависит от точности того механизма, который в норме обеспечивает связь между каждой активированной аминокислотой и соответствующей молекулой тРНК.

Почему молекула тРНК ковалентно присоединяется именно к той аминокислоте из всех двадцати стандартных аминокислот, которая и является ее настоящим партнером? Механизм этот связан с участием ферментов, называемых аминоацил-тРНК-синтетазами, которые присоединяют каждую аминокислоту к соответствующему набору молекул тРНК. Для каждой из аминокислот имеется своя особая синтетаза (всего таких синтетаз 20): одна присоединяет глицин к тРНКGlу, другая - аланин к тРНКА1а и т. д. Реакция присоединения протекает в два этапа, как это видно на рис. 5-10, и приводит к образованию молекулы аминоацил-тРНК. Характер связи аминоацил-тРНК ясен из рис. 5-11.

Молекулы тРНК играют роль конечных «адапторов», переводящих информацию, заключенную в нуклеотидной последовательности нуклеиновой кислоты, на язык белка. Не менее важную роль, однако, играет и второй набор молекул - ферментов аминоацил-тРНК-синтетаз. Таким образом, генетический код расшифровывается при помощи двух последовательно действующих посредников, каждый из которых осуществляет высокоспецифическую подгонку одной молекулярной поверхности к другой;

в результате совместного действия этих адап- Рис. 5-10. Двухэтапный процесс, в котором аминокислота под действием аминоацил-тРНК-синтетазы переводится в активированную форму, вовлекаемую в синтез белка. Для присоединения каждой аминокислоты к соответствующей молекуле тРНК используется, как здесь показано, энергия гидролиза АТР, поскольку возникающая связь принадлежит к числу богатых энергией. Сначала аминокислота активируется путем связывания ее карбоксильной группы непосредственно с AMP, т. е.

образуется аденилированная аминокислота;

источником энергии для реакции аденилирования, в обычных условиях невыгодной в термодинамическом смысле, служит гидролиз АТР (играющего роль донора AMP). Оставаясь связанной с аминоацил-тРНК синтетазой, аденилированная карбоксильная группа аминокислоты переносится затем на гидроксильную группу аминокислоты остатка сахара, находящуюся на 3'-конце молекулы тРНК. В результате этого переноса образуется молекула аминоацил-тРНК, в которой аминокислота присоединена к тРНК активированной сложноэфирной связью.

торных молекул каждая аминокислота может быть отождествлена с определенной последовательностью из трех нуклеотидов в молекуле мРНК, иными словами, со своим кодовом (рис. 5-12).

5- 5.1.5. Аминокислоты присоединяются к карбоксильному концу растущей полипептидной цепи Основная реакция в синтезе белка - это реакция, приводящая к образованию пептидной связи между карбоксильной группой на конце растущей полипептидной цепи и свободной аминогруппой аминокислоты. Белковая цепь синтезируется, следовательно, путем ее постепенного наращивания от аминного конца к карбоксильному. На протяжении всего процесса растущий карбоксильный конец полипептидной цепи остается Рис. 5-11. Связь между аминокислотой и тРНК. Карбоксильная группа аминокислоты присоединена сложноэфирной связью к рибозе. Поскольку гидролитический разрыв этой сложноэфирной связи сопровождается термодинамически выгодным изменением свободной энергии, аминокислота, удерживаемая подобной связью, активирована. А, Схематическое изображение. Б. Реальная структура области, выделенной в левой части рисунка в рамку. R в аминокислотной части молекулы, как и на рис. 5-10, означает одну из 20 возможных боковых цепей.

Рис. 5-12. Схема, показывающая, как осуществляется трансляция генетического кода при помощи двух совместно действующих «адапторов»:

одним из них является фермент аминоацил-тРНК-синтетаза, присоединяющий данную аминокислоту к соответствующей тРНК, а вторым - молекула тРНК, которая связывается затем с надлежащей нуклеотидной последовательностью в мРНК.

в активированном состоянии, будучи связан ковалентной связью с тРНК (в молекуле пептидил-тРНК). В каждом цикле синтеза происходит разрыв этой ковалентной связи, однако она тут же замещается точно такой же связью, образуемой следующей присоединенной к цепи аминокислотой (рис.

5-13). Таким образом, в процессе синтеза белка каждая добавляемая аминокислота несет с собой энергию активации, необходимую не для ее собственного присоединения, а для присоединения следующей аминокислоты. Это один из примеров «роста с головы», описанного в гл. 2 (рис. 2 34).

Рис. 5-13. Полипептидная цепь растет путем последовательного добавления новых аминокислот к ее карбоксильному концу. Образование каждой пептидной связи в энергетическом смысле выгодно, так как растущий карбоксильный конец цепи активирован благодаря тому, что он ковалентно связан с молекулой тРНК. Пептидил-тРНК-связь, поддерживающая растущий конец полипептидной цепи в активированном состоянии, восстанавливается заново в каждом цикле.

5- 5.1.6. Генетический код вырожден [5] В процессе синтеза белка нуклеотидная последовательность мРНК считывается группами по три нуклеотида, по мере того как считывающий «аппарат» перемещается вдоль молекулы мРНК в направлении 5' 3'. Каждая аминокислота соответствует определенному триплету нуклеотидов (кодону) в молекуле мРНК, который спаривается с последовательностью из трех комплементарных нуклеотидов в антикодоновой петле определенной молекулы тРНК. Поскольку спариваться с данным кодовом способен только один из многих различных видов молекул клеточной тРНК, выбор аминокислоты, присоединяемой в каждый данный момент к растущему концу полипептидной цепи, определяется кодовом (рис. 5-14).

Число возможных сочетаний трех нуклеотидов четырех типов равно 64 (4 х 4 х 4). Большинство этих сочетаний действительно встречается почти во всех молекулах мРНК. Три кодона из шестидесяти четырех не кодируют никаких аминокислот;

эти кодоны определяют собой прекращение (терминацию) синтеза полипептидной цепи, и потому их называют стоп-кодонами или терминирующими кодонами. Остается, таким образом, 61 кодон, тогда как число различных встречающихся в белках аминокислот равно только 20. Отсюда следует, что большая часть аминокислот представлена более чем одним кодоном. Поэтому генетический код называют вырожденным. Для двух аминокислот, метионина и триптофана, имеется лишь по одному кодону;

именно эти аминокислоты встречаются в белках реже всего.

Вырожденность генетического кода можно истолковывать двояко: 1) для каждой аминокислоты имеется более одной тРНК и 2) каждая молекула тРНК может спариваться более чем с одним кодоном. В действительности справедливо и то и другое. Для некоторых аминокислот существует более одной тРНК. Кроме того, некоторые тРНК таковы, что требуют точного спаривания только по первым двум положениям кодона;

в третьем же положении допускается и неверное спаривание (так называемое неоднозначное соответствие). Этим объясняется, почему многие альтернативные кодоны аминокислот различаются лишь по своему третьему нуклеотиду (рис. 5-15). Спаривание при неоднозначном соответствии позволяет «привязать» 20 аминокислот к 61 кодону при наличии всего 31 вида тРНК;

в митохондриях животных неоднозначное соответствие выражено еще более резко и здесь для синтеза белка оказывается достаточно 22 видов тРНК (см. разд. 7.5.5).

Рис. 5-14. Выбор каждой аминокислоты, добавляемой к растущему концу полипептидной цепи, определяется комплементарным спариванием оснований между антикодоном присоединившей аминокислоту тРНК и очередным кодоном цепи мРНК.

Рис. 5-15. Генетический код. Под трехбуквенным обозначением каждой аминокислоты дано общепринятое однобуквенное обозначение. При таком изображении кодонов 5'-концевой нуклеотид находится слева. Отметим, что почти все аминокислоты представлены более чем одним кодоном и что изменения затрагивают в основном третий кодон (см. также рис. 3-15).

5.1.7. Реакции синтеза белка протекают на рибосомах [6] Для осуществления реакций белкового синтеза, которые мы только что описали, требуется сложный каталитический аппарат. Растущий конец полипептидной цепи должен, например, определенным образом подстраиваться к молекуле мРНК, для того чтобы каждый последующий кодон мРНК мог точно соединиться с антикодоном тРНК, не проскочив ни на один нуклеотид, ибо это привело бы к сдвигу рамки считывания (см.

разд. 3.2.8). Эти и другие этапы белкового синтеза осуществляются рибосомами - крупными комплексами, состоящими из молекул белков и РНК.

Рибосомы эукариот и прокариот очень сходны по своей структуре и функции. Каждая из них состоит из двух субъединиц - большой и малой, образующих в совокупности комплекс с массой в Рис. 5-16. Трехмерная модель бактериальной рибосомы (вид с двух разных сторон). Положение многих рибосомных белков в этой структуре выявлено с помощью электронного микроскопа, позволяющего обнаружить места прикрепления специфических антител, а также по рассеянию нейтронов от рибосом, содержащих один или несколько дейтерированных белков. (По J. A. Lake, Ann. Rev. Biochem., 54, 507-530, 1985.) Рис. 5-17. Сложное расположение петель и спаренных прямых участков в трехмерной структуре 16S-pPHK E. coli ( А) и 18S-рРНК дрожжей (S.

cerevisiae) ( Б). В главных чертах такое строение характерно для всех видов рРНК, подобных 16S-pPHK, в том числе и для рРНК архебактерий.

Точки обозначают постулированные слабые взаимодействия между основаниями, например в парах G-U. (По R. R. Gutell, В. Weiser, С. R. Woese, Н.

F. Noller, Prog. Nucleic Acid Res. Моl. Biol., 32, 155-216, 1985.) Рис. 5- несколько миллионов дальтон (рис. 5-16). Малая субъединица удерживает мРНК и тРНК, а большая катализирует образование пептидной связи.

Более половины массы рибосомы составляет РНК, и накапливается все больше данных, указывающих, что именно рибосомная РНК (рРНК) играет ключевую роль в каталитической активности рибосомы. Размеры молекул рРНК в малой рибосомной субъединице у разных организмов варьируют, но сложная ее структура остается весьма постоянной (рис. 5-17);

между молекулами рРНК больших рибосомных субъединиц также выявляется у разных организмов высокая степень гомологии. В состав рибосомы входит значительное число белков (рис. 5-18), но их аминокислотные последовательности на протяжении эволюции довольно сильно менялись. Удивление вызывает тот факт, что многие из этих белков для функционирования рибосом, по-видимому, не являются необходимыми. Можно предположить (ниже мы останавливаемся на этом подробнее;

см. разд. 5.1.16), что рибосомные белки нужны в основном для усиления функции рРНК и что не белковые молекулы, а молекулы РНК катализируют многие из реакций, протекающих на рибосомах.

5.1.8. Рибосома продвигается шаг за шагом вдоль цепи мРНК [6, 7] В рибосоме имеются три различных участка, с которыми связывается РНК, - один для мРНК и два для тРНК. Из двух последних один участок удерживает молекулу тРНК, присоединенную к растущему концу полипептидной цепи (поэтому его называют пептидил-тРНК связывающим участком или Р-участком), а второй служит для удержания только Рис. 5-19. Три главных участка связывания, в которых молекулы РНК присоединяются к рибосоме. Слева представлена ненагруженная рибосома, справа - нагруженная. На этом рисунке так же, как и на трех следующих, рибосомы изображены схематично, более точное представление об их форме дают рис. 5-16 к 5-23.

что прибывшей молекулы тРНК, нагруженной аминокислотой;

называют аминоацил-тРНК-связывающим участком или А-участком. К обоим участкам молекула тРНК прочно прикрепляется лишь в случае, если ее антикодон спаривается с комплементарным ему ко, мРНК. А- и Р-участки располагаются очень близко друг к другу, так что две связанные с ними молекулы тРНК спариваются с двумя coceдними кодонами в молекуле мРНК (рис. 5-19).

Процесс наращивания (элонгации) полипептидной цепи на рибосомах может рассматриваться как цикл, слагающийся из трех отдельных этапов (рис. 5-20). На первом этапе молекула аминоацил-тРНК связывается со свободным участком рибосомы, примыкающим к занятому Р участку. Связывание осуществляется путем спаривания нуклеотидов антикодона с тремя нуклеотидами мРНК, находящимися в А-участке На втором этапе карбоксильный конец полипептидной цепи отделяется в Р-участке от молекулы тРНК и образует пептидную связь с аминокислотой, присоединенной к молекуле тРНК в А-участке. Эта реакция катализируется пептидилтрансферазой - ферментом, активность которой зависит от целостности рибосомы, а также, как полагают, от участка некоторой специфической области в главной молекуле рРНК большой субъединицы рибосомы. На третьем этапе новая пептидил-тРНК переносится в Р-участок рибосомы, в то время как рибосома продвигается вдоль молекулы мРНК ровно на три нуклеотида. Этот этап требует затраты энергии;

движущей силой служит для него ряд конформационных изменений, индуцируемых в одном из компонентов рибосом гидролизом связанной с ним молекулы GTP (см. разд. 3.4.11).

Процесс транслокации, составляющий третий этап, включает в себя и возвращение свободной молекулы тРНК, отделившейся от полипептидной цепи в Р-участке во время второго этапа, в цитоплазматический пул тРНК. Поэтому после завершения третьего этапа незаняты А участок может принять новую молекулу тРНК, нагруженную очередной аминокислотой, т. е. цикл может начаться снова. В бактериальной клетке продолжительность одного цикла элонгации полипептидной составляет при оптимальных условиях около 1/20 с, так что синтез среднего по размерам белка, состоящего из 400 аминокислот, занимает приблизительно 20 с. Рибосомы продвигаются вдоль молекулы мРНК в направлении 5' 3', т. е. в том же направлении, в каком идет синтез РНК (см. рис. 5-2).

В большей части клеток синтез белка - самый энергоемкий из всех биосинтетических процессов. Образование каждой новой пептидной связи сопровождается расщеплением по меньшей мере четырех высоко энергетических фосфатных связей. Две из них расходуются на то, чтобы нагрузить аминокислотой молекулу тРНК (см. рис. 5-10), а две - на сам синтез в цикле реакций, протекающих на рибосоме: при связывании аминоацил-тРНК на первом этапе цикла и при транслокации рибосомы на третьем этапе.

Рис. 5-20. Фаза элонгации в синтезе белка, протекающая на рибосоме. Представленный здесь трехэтапный цикл многократно повторяется во время синтеза белковой цепи. На первом этапе молекула аминоацил-тРНК присоединяется к А-участку рибосомы, второй этап характеризуется образованием новой пептидной связи, на третьем этапе рибосома продвигается вдоль цепи мРНК на расстояние, соответствующее трем нуклеотидам, высвобождая предыдущую молекулу тРНК, т.е. устанавливается в таком положении, чтобы цикл мог повториться сначала.

5- 5- 5.1.9. Белковая цепь отделяется от рибосомы, как только она достигает одного из трех терминирующих кодонов [6, 8] Из 64 возможных кодонов мРНК три, а именно UAA, UAG и UGA, являются терминирующими или стоп-кодонами: они останавливают трансляцию. Особые цитоплазматические белки, называемые факторами освобождения, непосредственно связываются с любым стоп-кодоном, достигшим А-участка рибосомы. Это связывание изменяет активность пептидилтрансферазы. Фермент с измененной активностью присоединяет теперь к пептидил-тРНК не аминокислоту, а молекулу воды. Вследствие этого карбоксильный конец растущей полипептидной цепи отделяется от молекулы тРНК. А поскольку растущий полипептид удерживается на рибосоме только посредством его связи с молекулой тРНК, завершенная белковая цепь оказывается свободной и, отделившись от рибосомы, немедленно поступает в цитоплазму (рис. 5-21). После этого рибосома освобождает мРНК и распадается на две субъединицы;

эти субъединицы могут затем объединиться на другой молекуле мРНК и начать новый цикл белкового синтеза посредством процесса, который мы опишем ниже.

5- 5.1.10. Рамка считывания матрицы устанавливается в момент инициации синтеза полипептидной цепи [6, 9] Теоретически нуклеотидная последовательность РНК может быть декодирована с помощью любой из трех различных рамок считывания, причем образующиеся полипептидные цепи будут в этих трех случаях совершенно разными (см. рис. 3-14). Как в действительности пойдет считывание, определяется в тот момент, когда рибосома соединяется с молекулой мРНК. В фазе инициации белкового синтеза сборка рибосомы из двух ее субчастиц на молекуле мРНК происходит в том самом месте, с которого должен начаться синтез полипептидной цепи.

Процесс инициации сложен. Он слагается из ряда этапов, катализируемых белками, которые носят название факторов инициации (IF);

многие из них сами состоят из нескольких полипептидных цепей. В силу этой сложности инициации многие ее детали до сих пор не вполне выяснены. Известно, однако, что сборка каждой рибосомы на цепи мРНК проходит в два этапа: сначала нагруженная факторами инициации малая субъединица рибосомы находит на мРНК старт-кодон, а затем к ней присоединяется большая субъединица.

Прежде чем рибосома может начать синтез новой полипептидной цепи, к ее Р-участку, обычно удерживающему пептидил-тРНК, должна присоединиться молекула аминоацил-тРНК (рис. 5-22). Для этого требуется особая молекула тРНК, называемая инициаторной тРНК.

Инициаторная тРНК поставляет аминокислоту, с которой должен начаться синтез полипептидной цепи. Роль этой аминокислоты всегда играет метионин или (у прокариот) его аминоформилированное произ- Рис. 5.21. Последняя фаза синтеза белка. Присоединение фактора освобождения к стоп-кодону прекращает трансляцию, завершенный полипептид освобождается, а рибосома распадается на две отдельные субъединицы.

Рис. 5-22. Фаза инициации в синтезе белка. Здесь представлена последовательность событий, свойственная эукариотам, но очень сходный процесс протекает и у бактерий. Этапы 1 и 2 относятся к фазе элонгации (см. рис. 5-20).

водное. У эукариот малая субъединица рибосомы нагружается инициаторной тРНК, прежде чем присоединиться к мРНК. С инициаторш тРНК прочно связывается важный фактор инициации, называемый эукариотическим фактором инициации 2 (eIF-2);

он необходим для того, чтобы инициаторная тРНК заняла правильное положение на малой Рис. 5-23. Трехмерная модель функциональной рибосомы бактерий. Малая (красная) субъединица и большая (серая) образуют комплекс, сквозь который протянута нить мРНК. Точно траектория движения мРНК и наращиваемой полипептидной цепи неизвестны, однако участок, где происходит присоединение аминокислот, указан здесь правильно. (С изменениями по J. A. Lake, Annu. Rev. Biochem., Я 507-530, 1985.) субъединице рибосомы. В некоторых клетках от этого фактора зависит общая скорость белкового синтеза (см. ниже).

В следующем разделе мы расскажем, как малая субъединица рибосомы помогает присоединенной к ней инициаторной тРНК отыскать на молекуле мРНК среди всех встречающихся здесь кодонов AUG один особый кодон (старт-кодон). Как только это произойдет, несколько факторов инициации, связавшихся ранее с малой субъединицей, отделяются от нее, освобождая место для присоединения к ней большой субъединицы рибосомы. Поскольку молекула инициаторной тРНК связывается с Р-участком рибосомы, синтез полипептидной цепи может начаться прямо с присоединения второй молекулы аминоацил-тРНК к А-участку (рис. 5-22). Тем самым завершается сборка функциональной рибосомы с проходящей сквозь нее нитью мРНК (рис. 5-23). Далее следуют очередные этапы фазы элонгации белкового синтеза, описанные выше (см. второй этап на рис. 5-20). Поскольку инициаторная тРНК всегда несет аминокислоту метионин или (у прокариот) его аминоформилированное производное, у всех новосинтезированных белковых цепей на N-конце обнаруживается остаток метионина. Этот метионин часто вскоре после включения удаляется специфичной аминопептидазой, что весьма существенно, потому что аминокислота, стоящая на аминном конце, может определять время жизни клеточных белков, воздействуя на убиквитин - зависимый путь деградации (см. разд. 8.2.5).

Выбор правильной точки инициации синтеза на молекуле мРНК определяется, очевидно, малой субъединицей, действующей совместно с факторами инициации (но в отсутствие большой субъединицы);

вследствие этого, вероятно, все рибосомы и состоят из двух субъединиц. Теперь мы познакомимся с тем, как осуществляется этот выбор.

5- 5.1.11. У эукариот на каждой молекуле мРНК синтезируется только один вид полипептидных цепей [10] В молекуле мРНК имеется обычно много триплетов AUG, и каждый из них кодирует метионин. Однако у эукариот лишь один из этих триплетов AUG узнается инициаторной тРНК, т. е. выступает в качестве старт-кодона. Как рибосома узнает этот старт-кодон?

Механизм для выбора старт-кодона у эукариот и прокариот различен. Молекулы эукариотических мРНК (за вычетом тех, которые синтезируются в митохондриях и хлоропластах) сразу же по завершении транскрипции подвергаются в клеточном ядре весьма существенным модификациям (см. разд. 9.4.8). Два главных изменения такого рода состоят в добавлении к 5'-концу особой структуры, так называемого кэпа, состоящего из остатка 7-метилгуанозина, связанного с трифосфатом (рис. 5-24), а к 3'-концу - фрагмента, состоящего приблизительно из остатков адениловой кислоты (polyA). Играет ли polyA какую-нибудь роль в процессе трансляции, мы пока не знаем. Что же касается кэпа на 5' конце, то он для эффективного белкового синтеза необходим. Опыты с экстрактами эукариотических клеток показали, что малая рибосомная субъединица присоединяется к 5'-концу цепи мРНК, чему способствует узнавание ею 5'-кэпа (рис. 5.22). Затем эта малая субъединица, несущая связанную с нею инициаторную тРНК, перемещается вдоль цепи мРНК в поисках старт-кодона AUG. Требования к старт-кодону не являются, по видимому, слишком жесткими: необходимо всего несколько дополнительных нуклеотидов помимо самого триплета AUG. У большинства видов РНК используется первый подходящий кодон AUG поблизости от 5'-конца, при этом ни один из многих других триплетов AUG в цепи мРНК служить точкой инициации полипептид- Рис. 5-24. 5'-Кэп, имеющийся в молекулах мРНК у эукариот. Отметим необычную 5' 5'-связь с положительно заряженным остатком 7 метилгуанозина и метилирование 2'-гидроксила первого остатка рибозы в РНК. (Второй остаток рибозы метилирован не всегда.) ной цепи уже не может. Поэтому на данной молекуле мРНК синтезируется, как правило, лишь один какой-нибудь вид полипептидной цепи. По всем этим признакам прокариотические мРНК совершенно отличны от эукариотических (рис. 5-25). У бактериальных матриц 5'-кэп отсутствует.

Вместо этого они содержат специфические инициаторные последовательности примерно из шести нуклеотидов, встречающиеся на протяжении одной и той же цепи мРНК неоднократно в разных ее участках. Такие последовательности располагаются обычно перед очередным триплетом AUG, отделенные от него несколькими (от 4 до 7) нуклеотидами;

они спариваются со специфическим участком рРНК рибосомы и это служит сигналом для инициации синтеза белка у ближайшего старт-кодона. Более того, хотя бактериальные рибосомы и узнают терминирующие кодоны как сигналы для окончания синтеза одной полипептидной цепи, они могут «проскользнуть» дальше по матрице. Поэтому бактериальные мРНК обычно полицистронны, т.е. кодируют многие белки, синтезируемые на одной и той же молекуле Рис. 5-25. Сравнение структуры прокариотической и эукариотической мРНК. В момент завершения синтеза обе эти мРНК имеют на 5'-конце трифосфат, но эукариотическая мРНК немедленно вслед за тем приобретает 5'-кэп. У эукариот малая рибосомная субъединица узнает 5'-конец мРНК именно благодаря 5'-кэпу. Поэтому синтез белка начинается со старт-кодона, ближайшего к 5'-концу (см. рис. 5-22). В отличие от этого у прокариот 5'-конец не имеет особого значения и рибосомы могут присоединяться ко многим участкам нити мРНК, что всякий раз дает начало синтезу иного белка.

Рис. 5-26. Схематическое изображение полирибосомы, показывающее, как ряд рибосом одновременно осуществляет трансляцию на одной и той же молекуле мРНК. В эукариотических клетках синтез каждой полипептидной цепи начинается с присоединения малой рибосомной субъединицы к единственному подходящему для этого участку на молекуле мРНК и трансляция идет вдоль этой молекулы в направлении 5' 3'. По завершении данной полипептидной цепи обе субъединицы рибосомы отделяются от молекулы мРНК.

мРНК. В отличие от них эукариотические мРНК, как правило, моноцистронны, иными словами, на одной такой молекуле мРНК может идти синтез только одного вида полипептидной цепи (рис. 5.25).

5.1.12. Множество рибосом, присоединившихся к одной молекуле мРНК, образуют полисому [11] Синтез одного белка длится в среднем от 20 до 560 секунд. Однако даже за этот очень короткий период на каждой молекуле мРНК, где идет процесс трансляции, инициация синтеза обычно осуществляется многократно. Новая рибосома присоединяется к 5'-концу молекулы мРНК сразу же после того, как предыдущая свяжет между собой достаточное количество аминокислот, чтобы освободить ей место. Молекулы мРНК в этом случае входят в состав полирибосом (или полисом) - структур, в которых на одну молекулу мРНК нанизано много рибосом, отстоящих друг от друга на расстояние приблизительно в 80 нуклеотидов (рис. 5-26 и 5-27). У прокариот (в отличие от эукариот) рибосомы могут присоединяться к мРНК, как только она образовалась. Они начинают синтез белка на 5'-конце новой молекулы мРНК и движутся вслед за РНК-полимеразой, достраивающей цепь мРНК.

Полирибосомы весьма характерны для клеток. От находящихся в цитозоле свободных рибосом их отделяют ультрацентрифугированием Рис. 5-27. Электронные микрофотографии типичных полирибосом, осуществляющих синтез белка в эукариотической клетке. А. Глубокое травление. (С любезного разрешения John Heuser.) Б. Тонкий срез. Цитоплазма клетки обычно заполнена такими полирибосомами лежащими в цитозоле свободно или прикрепленными к мембранам. (С любезного разрешения George Palade.) Рис. 5-28. Отделение полирибосом от свободных рибосом (и от их субъединиц) с помощью центрифугирования. Метод основан на том, что крупные молекулярные агрегаты движутся в сильном гравитационном поле быстрее, нежели мелкие. Обычно седиментацию проводят в градиенте сахарозы, чтобы стабилизировать раствор - предотвратить его перемешивание за счет конвекции.

после лизиса клеток (рис. 5-28). Выделенную из полирибосомы мРНК можно использовать, чтобы убедиться в том, что белок, кодируемый данной последовательностью ДНК, активно синтезируется клетками, из которых были получены полирибосомы. Она может послужить также исходным материалом для создания специальных библиотек кДНК (см. разд. 5.6.3).

10- 5.1.13. Общая скорость белкового синтеза регулируется у эукариот факторами инициации [12] Известно (подробнее об этом см. гл. 13), что клетки многоклеточного организма размножаются только тогда, когда они находятся в соответствующем окружении и на них воздействуют специфические факторы роста. Механизм действия этих факторов роста не совсем ясен, но несомненно, что одним из главных эффектов должно быть увеличение общей скорости белкового синтеза (см. разд. 13.3.4). Чем определяется эта скорость? Прямые исследования на тканях крайне сложны, но если клетки в культуре не получают достаточного количества питательных веществ, то резко снижается скорость инициации синтеза полипептидных цепей, причем можно показать, что это торможение обусловливается инактивацией одного из факторов инициации белкового синтеза, а именно IF-2. Показано, что по крайней мере у одного типа клеток (в незрелых эритроцитах) активность IF-2 снижается контролируемым образом в результате фосфорилирования одной из трех его белковых субъединиц. Можно предположить поэтому, что скорость белкового синтеза у эукариот регулируется в известной степени специфическими протеинкиназами, которые в своей активной форме тормозят его инициацию. Возможно, что действие факторов роста осуществляется при посредстве каких-то регуляторных веществ, которые инактивируют эти протеинкиназы или нейтрализуют их эффект.

У эукариот факторы инициации, необходимые для синтеза белка, более многочисленны и более сложны, нежели у прокариот, хотя и у тех, и у других они выполняют одни и те же основные функции. Многочисленные дополнительные компоненты, возможно, представляют собой регуляторные белки, реагирующие на разные факторы роста и координирующие рост и размножение клеток в многоклеточных организмах. У бактерий нет потребности в такой регуляции: они растут с той скоростью, какую допускает наличие в среде питательных веществ.

5- 5.1.14. Точность белкового синтеза обеспечивается двумя различными механизмами [13] Судить о частоте ошибок в процессе белкового синтеза можно, определив, как часто включается в данный белок какая-нибудь аминокислота, в норме в нем отсутствующая. Наблюдения показывают, что в среднем на каждые 104 аминокислот включается одна «неправильная» аминокислота, и, значит, только одна ошибка приходится на каждые 25 синтезируемых белков среднего размера (400 аминокислот). Точность процесса декодирования зависит от надежности двух адапторных механизмов, о которых мы уже говорили выше: от связывания каждой аминокислоты с соответствующей молекулой тРНК и от спаривания кодонов в мРНК с антикодонами тРНК (см. рис. 5-12). Неудивительно, что в ходе эволюции в клетках возникли механизмы, которые обеспечивают снижение числа ошибок на этих двух ключевых этапах белкового синтеза.

Два механизма, действующие на этих двух этапах, совершено Рис. 5-29. Более подробное изображение первого этапа фазы элонгации белкового синтеза, позволяющее видеть, как отбирается на рибосоме правильная тРНК. На начальной стадии связывания молекула аминоацил-тРНК с присоединенным фактором элонгации временно спаривается с кодоном в А-участке. Спаривание служит сигналом для гидролиза GTP, вызываемого фактором элонгации, благодаря этому фактор элонгации получает возможность отделиться от молекулы аминоацил-тРНК, которая теперь стоит точно на своем месте в А-участке и может сыграть предназначенную ей роль в элонгации полипептидной цепи (см. рис. 5-20). Только тРНК с правильным антикодоном остаются спаренными с мРНК достаточно долго для того, чтобы участвовать в элонгации цепи. Фактор элонгации (имеющий белковую природу) у прокариот обозначается EF-Tu (ФЭ-Tu), а у эукариот-EF-1 (ФЭ-1).

различны;

каждый из них отражает стратегию, используемую клеткой в других процессах. Оба механизма сопряжены, однако, с затратой свободной энергии, поскольку, как уже отмечалось в гл. 2 (см. разд. 2.2), за всякое возрастание упорядоченности приходится платить. Надежность связывания аминокислоты с тРНК обеспечивается сравнительно простым механизмом. У многих аминоацил-тРНК-синтетаз имеется два отдельных активных центра: один, ответственный за реакцию, в результате которой тРНК нагружается аминокислотой (рис. 5-10), и другой, распознающий неправильную аминокислоту, присоединившуюся к тРНК, и удаляющий ее путем гидролиза. Подобный процесс коррекции обходится дорого, поскольку работать эффективно он может лишь в том случае, если будет удалять заодно и довольно значительное число правильно присоединившихся аминокислот. Аналогичный дорогостоящий двухэтапный процесс коррекции используется и в репликации ДНК (см. разд. 5.3.3).

Точность спаривания кодона с антикодоном обеспечивается более тонким механизмом «кинетической коррекции». Ранее мы ограничивались лишь упрощенным описанием этого спаривания. В действительности, после того как молекулы тРНК присоединят соответствующую аминокислоту, они образуют комплекс с особым белком, так называемым фактором элонгации (ФЭ, EF), который прочно связывается с аминоацильным концом молекулы тРНК и с молекулой GTP. Именно этот комплекс, а не свободная молекула тРНК спаривается с надлежащим кодоном в молекуле мРНК. Связанный таким образом фактор элонгации обеспечивает возможность правильного спаривания антикодона с кодоном, но при этом препятствует включению данной аминокислоты в растущую полипептидную цепь. Однако начальное узнавание кодона служит для фактора элонгации сигналом к гидролизу связанного с ним GTP (до GDP и неорганического фосфата), после чего сам фактор отделяется от рибосомы без своей тРНК, так что синтез белка может продолжиться. Из рис. 5-29 видно, что благодаря фактору элонгации возникает короткий разрыв во времени между спариванием антикодона с кодовом и элонгацией полипептидной цепи, что позволяет присоединившейся молекуле тРНК отделиться от рибосомы. Неправильная молекула тРНК образует в паре кодон-антикодон меньше водородных связей, чем правильная;

поэтому она слабее удерживается на рибосоме и, значит, за данный промежуток времени имеет больше шансов отделиться. Поскольку из-за вызванной фактором элонгации задержки большая часть неправильно присоединившихся молекул тРНК удаляется с рибосомы и не используется в белковом синтезе, ясно, что этот фактор снижает долю неправильных аминокислот в синтезируемом белке.

5.1.15. Многие ингибиторы белкового синтеза прокариот-эффективные антибиотики [14] Многие из наиболее эффективных антибиотиков, применяемых в современной медицине, действуют, подавляя в бактериальных клетках синтез белка. Ряд таких лекарственных препаратов создан с учетом структурных и функциональных различий между рибосомами прокариот и эукариот, т. е. с расчетом на то, что они будут действовать преимущественно на прокариотические рибосомы. Именно в силу избирательности их действия эти соединения можно назначать человеку в относительно Таблица 5-1. Ингибиторы синтеза белка или РНК Ингибитор Специфический эффект Эффективен только для прокариот Тетрациклин Блокирует связывание аминоацил-тРНК с А-участком рибосомы Стрептомицин Препятствует переходу от инициаторного комплекса к рибосоме, осуществляющей удлинение цепи;

нарушает декодирование Хлорамфеникол Блокирует пептидил-трансферазную реакцию на рибосомах (2-й этап на рис. 5-20) Эритромицин Блокирует реакцию транслокации на рибосомах (3-й этап на рис. 5-20) Рифамицин Блокирует инициацию цепей РНК, присоединяясь к РНК-полимеразе (препятствует синтезу РНК) Эффективен и для прокариот, и для эукариот Пуромицин Актиномицин D Присоединяясь к растущему концу синтезируемой полипетидной цепи, вызывает ее преждевременное отделение от рибосомы Связывается с ДНК и блокирует перемещение РНК полимеразы (препятствует синтезу РНК) Эффективен только для эукариот Циклогексимид Блокирует реакцию транслокации на рибосомах (3-й этап на рис. 5-20) Анизомицин Блокирует пептидил-трансферазную реакцию на рибосомах (2-й этап на рис. 5-20) -Аманитин Блокирует синтез мРНК вследствие преимущественного связывания с РНК-полимеразой II 1) Рибосомы в митохондриях (и хлоропластах) эукариот по своей чувствительности к ингибиторам часто близки к рибосомам прокариот.

высоких концентрациях, не опасаясь токсических эффектов. Разные антибиотики связываются с различными участками бактериальных рибосом и поэтому часто ингибируют разные этапы процесса синтеза. В табл. 5-1 перечислены наиболее известные соединения этой группы и указано их специфическое действие. В таблицу включены также и некоторые другие часто применяемые ингибиторы белкового синтеза, в том числе и такие, которые действуют на эукариотические клетки;

эти последние, разумеется, в качестве антибиотиков применять нельзя.

Многие из соединений, перечисленных в табл. 5-1, блокируют совершенно определенные этапы передачи генетической информации от ДНК к белку, поэтому они находят широкое применение при изучении различных клеточных механизмов. Среди лекарственных препаратов, используемых для этой же цели, следует назвать хлорамфеникол, циклогексимид и пуромицин. Все они ингибируют белковый синтез специфическим образом. Хлорамфеникол, например, в эукариотических клетках ингибирует белковый синтез только на рибосомах в митохондриях (и в хлоропластах растений), что, возможно, отражает происхождение этих органелл от прокариот (см. разд. 7.5.16). Циклогексимид, наоборот, действует только на рибосомы в цитозоле. Различная чувствительность белкового синтеза к этим двум препаратам позволяет весьма надежно определять, в каком именно клеточном компартменте идет трансляция с образованием того или иного белка. Особенно интересен пуромицин, поскольку он по своей структуре весьма напоминает концевой аминоациладенилат в составе аминоацил-тРНК и потому реагирует на рибосоме с С концом растущей пептидил-тРНК, как это должно было бы произойти с соответствующей аминокислотой. Дальнейшая элонгация, однако, в результате этого становится невозможной - происходит преждевременный обрыв цепи и пептидилпуромицин покидает рибосому. Естественно поэтому, что пуромицин ингибирует все виды белкового синтеза.

5.1.16. Эволюция белкового синтеза [15] Молекулярные процессы, лежащие в основе синтеза белка, необъяснимо сложны. Хотя мы теперь в состоянии многие из них описать, смысл их остается для нас непонятным в отличие, например, от процессов транскрипции, репарации и репликации ДНК. Как мы уже знаем, синтез белка у современных организмов происходит на очень крупном рибонуклеопротеиновом комплексе - на рибосоме, состоящей из различных белков, группирующихся вокруг сердцевины из молекул рРНК. Зачем вообще нужны молекулы рРНК и как случилось, что они приобрели главенствующую роль в структуре и функции рибосом? Ответ на этот вопрос, несомненно, поможет нам лучше понять и сам белковый синтез. Ранее, до того как в начале 60-х годов была открыта мРНК, предполагалось, что значительные количества РНК в рибосомах несут информативную функцию - осуществляют передачу генетической информации от ДНК к белкам. Теперь, однако, мы знаем, что во всех рибосомах клетки имеется один и тот же набор молекул рРНК и что эти молекулы такой информативной роли не играют. В отношении бактериальных рибосом удалось выяснить, что отдельные небольшие участки рРНК выполняют каталитические функции в белковом синтезе;

установлено, например, что рРНК малой субъединицы прокариотических рибосом при спаривании с инициаторной последовательностью в молекуле мРНК образует короткую спираль, что помогает поместить соседний старт-кодон AUG в Р-участок. Аналогичные взаимодействия на основе спаривания возможны также между молекулами тРНК и рРНК, хотя убедительно продемонстрировать это пока не удалось.

В белковом синтезе важную роль играет также большое число различных белков, связанных с рРНК рибосом. Чрезвычайная сложность процесса, в который вовлечено столько компонентов, заставила многих биологов разувериться в том, что когда-нибудь будут поняты пути его эволюции. Однако недавнее открытие - обнаружение молекул РНК, способных действовать как ферменты (см. разд. 3.2. 11), - позволило по-новому взглянуть на данный предмет. Как уже отмечалось в гл. 1, в первых биологических реакциях катализаторами могли служить не белковые молекулы, а молекулы РНК. Возможно, что на ранних этапах. в первых клетках, молекулы тРНК сами, без участия аминоацилт РНК-синтетаз, формировали каталитические поверхности, которые позволяли им связывать и активировать аминокислоты. Не исключено, что в то время роль целой «рибосомы» выполняли молекулы рРНК, свертывавшиеся таким образом, что возникала сложная система поверхностей, обеспечивающая и направленное спаривание тРНК с кодонами мРНК, и катализ полимеризации связанных с тРНК аминокислот (см. рис. 1-7). В ходе эволюции к этому аппарату могли присоединяться отдельные белки, каждый из которых делал рассматриваемый процесс более надежным и эффективным.

Высокая доля РНК в современных рибосомах, вероятно, сохранилась от тех очень ранних этапов эволюции, когда белки еще не занимали главного места в биологическом катализе.

Заключение Для того чтобы мог начаться синтез какого-нибудь определенного белка, должна сначала образоваться соответствующая мРНК (путем транскрипции ДНК). К этой мРНК, к ее старт-кодону, присоединяется малая рибосомная субъединица;

узнает старт-кодон особая инициаторная тРНК. Присоединение большой субъединицы завершает сборку рибосомы, Далее следует фаза элонгации белкового синтеза. Во время этой фазы разные аминоацил-тРНК, нагруженные каждая своей аминокислотой, поочередно связываются с соответствующим кодоном на мРНК путем спаривания его оснований с основаниями антикодона тРНК. Каждая очередная аминокислота присоединяется к карбоксильному концу растущего полипептида в результате циклического процесса, состоящего из трех последовательных этапов: связывания аминоацил-тРНК, образования пептидной связи и транслокации рибосомы. Рибосома перемещается вдоль молекулы мРНК в направлении 5' 3' от одного кодона к другому до тех пор, пока не будет достигнут какой-либо из трех стоп-кодонов. К этому стоп-кодону присоединяется затем фактор освобождения, вызывающий отделение завершенного полипептида от рибосомы.

Рибосомам прокариот и эукариот свойственна высокая степень гомологии, несмотря на довольно существенные различия в числе и в размерах обоих видов компонентов - рРНК и белков. Преобладающая роль рРНК в структуре и функции рибосом, возможно, отражает происхождение белкового синтеза, на ранних этапах эволюционировавшего в среде, где катализ осуществляется с помощью РНК.

5.2. Механизмы репарации ДНК [16] В то время как шансы на долговременное существование вида могут возрастать вследствие изменений в его генетической конституции, выживание в каждый конкретный момент требует безусловного сохранения генетической информации. Для поддержания такого постоянства генетического материала требуется не только чрезвычайно точный механизм копирования нуклеотидных последовательностей ДНК в каждом новом клеточном поколении, но и механизм исправления повреждений, спонтанно возникающих в ДНК. Большая часть таких повреждений носит временный характер, поскольку они действительно устраняются с помощью особого механизма, который носит название репарации ДНК. Если этот обеспечивающий клеточное постоянство механизм не срабатывает, изменение закрепляется. Подобное изменение называют мутацией. Он может оказаться гибельным для организма, если затронет какую-нибудь жизненно важную последовательность ДНК.

Прежде чем говорить о механизмах репарации ДНК, коснемся вкратце вопроса о том, как воспроизводятся нуклеотидные последовательности ДНК из поколения в поколение.

5.2.1. Высокая надежность сохранения нуклеотидных последовательностей ДНК [17] Частоту изменений в нуклеотидных последовательностях ДНК (частота возникновения мутаций или скорость мутирования) удается определять только косвенным путем. Один из способов состоит в сравнении аминокислотных последовательностей одного и того же белка у нескольких биологических видов. Долю аминокислот, которые окажутся при этом различными, сопоставляют затем с числом лет, прошедших с того момента, как два данных вида дивергировали в процессе эволюции от общего предка (этот срок оценивают на основе данных палеонтологической летописи). Исходя из этого можно вычислить среднее число лет, необходимое для того, чтобы какое-либо стойкое изменение затронуло одну из аминокислот данного белка. Поскольку каждое такое изменение отражает, как правило, одиночное изменение в нуклеотидной последовательности гена, кодирующего этот белок, мы тем самым узнаем и среднее число лет, требующееся для возникновения в данном гене одной стабильной мутации.

Такого рода определения дают нам всегда сильно заниженные оценки скорости мутирования, так как большая часть мутаций нарушает функцию данного белка и исчезает из популяции под давлением отбора. Есть, однако, среди изученных белков одно семейство, для которого это возражение почти не имеет силы. Это так называемые фибринопептиды - фрагменты из 20 аминокислотных остатков, отщепляемые от белка фибриногена, когда он при свертывании крови, активируясь, превращается в фибрин. Фибринопептиды не выполняют никакой прямой функции, а потому они толерантны почти ко всем возможным аминокислотным заменам. Анализ фибринопептидов показывает, что белок среднего размера, состоящий из 400 аминокислот, изменяется случайным образом в результате одной аминокислотной замены приблизительно каждые 200000 лет.

Позже с разработкой методов определения нуклеотидных последовательностей ДНК (см. разд. 4,6.6), появилась возможность выявить степень сходства нуклеотидных последовательностей ДНК в гомологичных некодирующих участках генома у разных видов млекопитающих. Полученные таким путем оценки частоты мутаций прекрасно согласуются с теми, какие дает анализ фибронопептидов.

5.2.2. Скорость мутирования в растущих клетках совпадает с оценками, полученными на основе эволюционных исследований [18] Скорость мутирования можно оценить прямым способом, подсчитывая количество генетических изменений, спонтанно возникающих в большой популяции клеток за относительно короткий промежуток времени. Для этого определяют частоту возникновения новых мутантов в очень больших популяциях животных (например, у плодовой мушки или в колониях мышей), либо проводят скрининг с целью выявить изменения в активности определенных ферментов у клеток, растущих в культуре. Хотя такие оценки носят лишь приближенный характер, они в обоих случаях согласуются с представлением о том, что при репликации на 109 пар оснований (в среднем) происходит одна ошибка, т. е. одна замена пары оснований. Следовательно, для того чтобы в гене, кодирующем средний по размерам белок и насчитывающем примерно 103 кодирующих пар оснований, могла возникнуть мутация, требуется около 106 клеточных поколений. Эта величина достаточно удовлетворительно согласуется с оценкой, полученной на основе эволюционных исследований, согласно которой мутация в среднем гене зародышевой линии возникает один раз каждые 200000 лет.

5- 5.2.3. Большинство мутаций, изменяющих белки, вредны и элиминируются естественным отбором [17] Если число различий в аминокислотном составе одного и того же белка у двух разных биологических видов представить как функцию времени, прошедшего с момента дивергенции этих видов, то мы получим прямую линию. Иными словами, чем длиннее период, прошедший с момента дивергенции, тем больше число таких различий. Для удобства наклон прямой может быть охарактеризован через единицу эволюционного времени для данного белка (среднее время, необходимое для того, чтобы в последовательности из 100 аминокислот появилась одна аминокислотная замена). Сделав это для разных белков, мы убедимся в том, что каждый из них характеризуется своей особой скоростью эволюции (рис. 5-30).

Поскольку все пары оснований в ДНК подвержены случайным изменениям в равной мере, эти разные скорости отражают различия в вероятности для тех или иных организмов со случайной Рис. 5-30. Сравнение частот аминокислотных замен в гемоглобине и цитохроме с с соответствующей величиной для фибринопептидов. Гемоглобин и цитохром с изменяются в процессе эволюции гораздо медленнее, чем фибринопептиды. Определяя частоты замен (табл. 5-2) в расчете на год, важно помнить, что два организма, дивергировавшие от общего предка 100 млн. лет назад, отделены друг от друга 200 млн. лет эволюционного времени.

мутацией в данном белке выжить и сохранить способность к размножению. Ясно, что изменения в аминокислотной последовательности нарушают функцию у одних белков гораздо сильнее, чем у других. Данные, приведенные в табл. 5-2, позволяют считать, что в гемоглобине вредными оказываются примерно 6 из каждых 7 случайных аминокислотных замен, в цитохроме с - 29 из каждых 30, тогда как в гистоне Н4 почти все аминокислотные замены вредны. Можно думать, что носители таких вредных мутаций элиминируются из популяции под действием естественного отбора.

5.2.4. Наблюдаемые низкие частоты мутаций необходимы для сохранения вида в целом и каждого индивидуума [19] Поскольку мутации по большей части вредны, ни один биологический вид не может позволить себе быстро накапливать их в своих половых клетках. Позже мы обсудим (см. разд. 9.1.3), почему при наблюдаемой частоте мутаций, хотя она и невысока, число необходимых белков, которые могут быть закодированы в клетках зародышевого пути любого организма, не должно превышать 60000. Если бы частота мутаций была в 10 раз выше, в силу той же причины организм должен был бы довольствоваться 6000 белков. В этом случае эволюция, очевидно, не пошла бы дальше организмов, стоящих по степени сложности примерно на уровне плодовой мушки.

Итак, сохранение вида требует, чтобы половые клетки организмов были защищены от быстрых генетических изменений, но сохранение каждого конкретного индивидуума требует такой же защиты и для всех прочих клеток многоклеточного организма (соматических клеток).

Нуклеотидные замены в соматических клетках могут способствовать естественному отбору в пользу тех или иных лучше приспособленных клеток и привести к их неконтролируемому размножению, т. е. развитию рака, на долю которого в Западном полушарии приходится около 20% всех преждевременных смертей. Убедительные данные подтверждают, что гибель людей в данном случае вызвана главным образом накоплением изменений в нуклеотидных последовательностях ДНК соматических клеток. Десятикратное повышение частоты мутаций привело бы, вероятно, к катастрофическому росту раковых заболеваний вследствие того, что чаще возникали бы различные вариантные формы соматических клеток. Таким образом и сохранение того или иного вида с его 60000 белков (стабильность половых клеток), и предотвращение рака, возникающего как следствие мутаций в соматических клетках (стабильность соматических клеток), зависят у эукариот от чрезвычайно высокой надежности сохранения нуклеотидных последовательностей ДНК.

5.2.5. Низкие частоты мутаций означают, что родственные организмы построены практически из одних и тех же белков [17] Человек как род, отличный от крупных человекообразных обезьян, возник всего несколько миллионов лет назад. В каждом гене, следовательно, могло произойти за это время лишь сравнительно немного нуклеотидных замен, причем большинство из них естественный отбор должен был элиминировать. Сравнение человека и обезьян показывает, например, что их цитохромы с различаются лишь по 1% аминокислотных остатков, а их гемоглобины - приблизительно по 4%. Значительная часть нашего генетического наследия сформировалась, несомненно, задолго до появления Homo sapiens, в процессе эволюции млекопитающих (начавшейся приблизительно 3 • 108 лет назад) и даже ранее.

Таблица 5-2. Наблюдаемые скорости изменения аминокислотных последовательностей в различных белках на протяжении эволюционного времени Белок Единица эволюционного времени 1), млн. лет Фибринопептид 0, Гемоглобин Цитохром с Гистон Н4 1) Единица эволюционного времени - среднее время, необходимое для того, чтобы в данном белке на каждые 100 содержащихся в нем аминокислот могла появиться одна приемлемая аминокислотная замена.

Неудивительно поэтому, что у таких филогенетически далеких млекопитающих, как кит и человек, белки очень сходны. Эволюционный процесс, породивший резкие морфологические различия между млекопитающими, «добился» этих различий при поразительно малых изменениях в том материале, из которого мы все построены. Предполагается, что эти морфологические различия в значительной мере определяются неодинаковым временным и пространственным характером экспрессии генов во время эмбрионального развития. В гл. 10 мы обсудим, как подобные изменения в экспрессии генов могли возникнуть (см. разд. 10.5.8).

5- 5- 5.2.6. Без коррекции спонтанные повреждения в ДНК быстро ] изменили бы ее нуклеотидные последовательности [20] Физик Эрвин Шрёдингер в 1945 г. высказал мнение, что ген независимо от его химической природы (а она в то время еще не была известна) должен быть крайне мал - не более нескольких атомов. В противном случае, полагал Шрёдингер, огромное число генов, необходимое, как считалось, каждому организму, не могло бы уместиться в клеточном ядре. Было ясно, однако, что при столь малых размерах ген должен быть подвержен значительным изменениям вследствие спонтанных реакций, обусловленных беспорядочными тепловыми соударениями с окружающими молекулами. Возникала, таким образом, серьезная дилемма, поскольку генетические данные свидетельствуют о том, что вещество генов весьма стабильно и спонтанные изменения (мутации) происходят в нем чрезвычайно редко.

Эта шрёдингеровская дилемма вполне реальна. ДНК действительно претерпевает значительные изменения, связанные с тепловыми флуктуациями. Мы знаем, например, что ДНК каждой клетки человеческого организма теряет за сутки около 5000 пуриновых оснований (остатков аденина и гуанина) вследствие термального разрыва М-гликозидных связей между пурином и дезоксирибозой (процесс апуринизации).

Аналогичный пример составляют спонтанно происходящие в ДНК реакции Рис. 5-31. Дезаминирование и апуринизация две часто встречающиеся спонтанные химические реакции, вызывающие в клетках серьезное повреждение ДНК. Здесь приведено лишь по одному примеру реакций этих двух типов.

дезаминирования цитозина в урацил, частота которых, согласно оценкам, достигает 100 на один геном в сутки (рис. 5-31). Содержащиеся в ДНК основания изменяются также под влиянием реакционноснособных метаболитов, нарушающих их нормальное спаривание, а также под действием ультрафиолетовой радиации Солнца, которая может вызвать образование ковалентной связи между двумя соседними остатками пиримидиновых оснований в ДНК (образование димеров тимина;

рис. 5-32). Все перечисленное выше - это лишь небольшая часть тех многочисленных изменений, которые происходят спонтанно в нашей ДНК. Большинство из них должно было бы привести либо к выпадению одной или нескольких пар оснований в дочерней цепи ДНК после цикла репликации, либо к замене пары оснований (например, каждое дезаминирование С U должно было бы вызвать в конце концов замену пары C-G на пару Т-А, поскольку U ведет себя сходно с Т и образует комплементарную пару с А). Как мы уже знаем, такие изменения, если бы они происходили достаточно часто, имели бы роковые последствия для живых организмов.

5- 5.2.7. Стабильность генов обеспечивается репарацией ДНК [21] Хотя в ДНК любой клетки человека под влиянием тепловой энергии происходят ежедневно тысячи случайных изменений, за год в каждой клетке накапливается (если только вообще накапливается) лишь очень небольшое число стабильных изменений нуклеотидной последовательности ДНК. Мы знаем теперь, что среди множества случайных замен оснований в ДНК лишь одна на тысячу приводит к возникновению мутации, все же остальные повреждения очень эффективно ликвидируются в процессе репарации ДНК. Все репарационные механизмы основаны на том, что в клетке имеются две копии генетической информации - по одной в каждой из двух цепей молекулы ДНК. Если нуклеотидная последовательность одной из цепей случайно оказывается измененной, информация не утрачивается, поскольку вторая ее копия хранится в нуклеотидной последовательности другой цепи ДНК. Из схемы на рис. 5-33 видно, что основной путь репарации ДНК включает три этапа.

1. Измененный участок поврежденной цепи ДНК распознается и удаляется при помощи специфических ферментов, носящих название ДНК-репарирующих нуклеаз;

они осуществляют гидролиз фосфодиэфирных связей между поврежденными нуклеотидами и остальной частью молекулы ДНК, в результате чего в спирали ДНК в этом месте возникает брешь.

2. Другой фермент, ДНК-полимераза, связывается с 3'-концом поврежденной цепи ДНК и заполняет эту брешь путем присоединения одного нуклеотида за другим, копируя информацию, содержащуюся в «хорошей» (матричной) цепи.

3. В заключение фермент, называемый ДНК-лигазой, «сшивает» ДНК и тем самым завершает восстановление интактной молекулы.

Рис. 5-32. Образование тиминового димера распространенный тип повреждения ДНК под действием ультрафиолетовых лучей (в частности, пол действием солнечного света). Подобный димер способны образовать два любых соседних пиримидиновых основания (С или Т).

Рис. 5-33. Три этапа репарации ДНК. На первом этапе вырезается поврежденный участок, на втором и третьем этапах происходит восстановление исходной нуклеотидной последовательности ДНК.

ДНК-полимераза заполняет брешь, возникшую вследствие удаления поврежденной части цепи (2-й этап), а ДНК-лигаза сшивает разрыв, оставшийся в «исправленной» цепи (3-й этап). Сшивание осуществляется путем восстановления разорванной фосфодиэфирной связи (см. рис. 5-35).

Рис. 5-34. Фермент ДНК-полимераза. А. Реакция, катализируемая ДНК-полимеразой. Этот фермент катализирует поэтапное присоединение дезоксирибонуклеотидов к 3'-концу полинуклеотидной (затравочной) цепи, спаренной с другой (матричной) полинуклеотидной цепью. Таким образом, новая цепь ДНК растет в направлении 5' 3'. Поскольку каждый прибывающий дезоксирибонуклеозидтрифосфат должен спариться с матричной цепью, для того чтобы его могла узнать ДНК-полимераза, именно матричная цепь определяет, какой из четырех возможных дезоксирибонуклеотидов (А, С, G или Т) присоединится к 3'-концу синтезируемой цепи. Как и в случае РНК-полимеразы, движущей силой реакции служит значительное выгодное изменение свободной энергии (см. рис. 5-2). Б. Структура ДНК-полимеразы Е. coli, определенная методом рентгеноструктурного анализа. ДНК-полимераза изображена здесь в момент участия в синтезе ДНК. (С любезного разрешения Тот Steitz.) Рис. 5-35. Фермент ДНК-лигаза восстанавливает разорванную фосфодиэфирную связь. Из схемы видно, что ДНК-лигаза использует сначала молекулу АТР, для того чтобы активировать в точке разрыва 5'-конец поврежденной цепи (1-й этап), и лишь после этого образует новую связь (2-й этап). Энергетически невыгодная реакция сшивания разрыва осуществляется, таким образом, благодаря сопряжению с энергетически выгодным процессом гидролиза АТР. У больных синдромом Блума (одно из наследственных заболеваний) обнаружена частичная недостаточность ДНК лигазы. В связи с этим у них нарушена репарация повреждений ДНК и как следствие повышена частота заболевания раком.

Ферменты ДНК-полимераза и ДНК-лигаза играют важную роль в метаболизме ДНК: оба этих фермента участвуют не только в репарации, но и в репликации ДНК. Катализируемые ими реакции иллюстрируют соответственно рис. 5-34 и 5-35.

5- 5- 5.2.8. Различные типы повреждений в ДНК распознаются разными ферментами [22] Способ, каким в процессе репарации осуществляется удаление поврежденного участка, зависит от типа повреждения. Например, при апуринизации (наиболее часто встречающемся повреждении ДНК) один из остатков дезоксирибозы лишается ранее находившегося при нем основания (см. рис. 5-31). Фермент АП-эндонуклеаза быстро распознает данный остаток дезоксирибозы и разрывает в этом измененном участке цепи фосфодиэфирную связь. После этого поврежденный нуклеотид удаляется и правильная последовательность нуклеотидов восстанавливается при помощи механизма, представленного на рис. 5-33.

Другой, близкий к этому, путь репарации связан с участием особого набора ферментов, называемых ДНК-гликозилазами. Каждый из этих ферментов узнает какой-либо один определенный тип измененных оснований в ДНК и катализирует гидролитическое отщепление такого основания. Существует, как полагают, не менее шести типов ферментов, входящих в эту группу. Среди них имеются ферменты, удаляющие дезаминированный цитозин, дезаминированный аденин, алкилированные основания разных типов, основания с разомкнутым кольцом и основания, в которых двойная углерод-углеродная связь заменена простой. Общий для всех случаев механизм проиллюстрирован на рис. 5-36 конкретным примером. Здесь представлено удаление дезаминированного цитозина. Сначала фермент урацил-ДНК-гликозилаза удаляет измененное основание (урацил). Дезоксирибозу, утратившую бывшее при ней основание, узнает другой фермент-АП-эндонуклеаза. Поскольку это тот самый фермент, который узнает апуринизированные участки ДНК, восстановление правильной последовательности идет далее тем же путем, который мы уже описали для случая апуринизации. В итоге U, возникший вследствие случайного дезаминирования, вновь замещается на С. Важность процесса удаления из ДНК случайно дезаминированных оснований удалось продемонстрировать непосредственно на конкретных примерах. Один из них касается бактериальных штаммов, у которых вследствие мутации отсутствует фермент урацил-ДНК-гликозилаза. Выяснилось, что у таких мутантов частота спонтанных замен C-G на Т-А (в норме низкая) возрастает приблизительно в 20 раз.

В клетках имеется особый путь для удаления почти любого типа повреждения в ДНК, затрагивающего очень большой ее участок. Такие обширные повреждения возникают, например, при ковалентных взаимо- действиях между основаниями ДНК и объемистыми углеводородами, в частности бензпиреном, обладающим канцерогенными свойствами. К ним же относятся и различные пиримидиновые димеры (Т-Т, Т-С и С-С), возникающие под действием солнечных лучей (см. рис. 5-32). В подобных случаях крупный мультиферментный комплекс узнает не какое-либо одно специфическое изменение основания, а обширное повреждение двойной спирали ДНК. Фосфодиэфирные связи поврежденной цепи по обе стороны от повреждения разрываются и измененный участок удаляется весь целиком. После этого восстановление нормальной последовательности происходит как обычно.

О роли репарационных процессов свидетельствует тот факт, что клетки затрачивают большую часть своих ресурсов на производство репарационных ферментов. Обширные исследования, проведенные на дрожжах, выявили у них свыше 50 различных генов, кодирующих такие ферменты. Не менее сложны пути репарации ДНК у человека. Выяснилось, что у больных с пигментной ксеродермой нарушен процесс репарации обширных повреждений, в котором, как показывает генетический анализ, участвует не менее 7 различных генных продуктов. У таких больных в клетках накапливаются пиримидиновые димеры, что приводит к тяжелому поражению кожи, включая рак.

5- 5.2.9. Клетки синтезируют репарирующие ферменты в ответ на повреждение ДНК [23] В процессе эволюции клетки выработали много различных механизмов, обеспечивающих их выживание в этом мире, полном всевозможных опасностей. Часто какое-нибудь резкое воздействие среды активирует целый набор именно тех генов, продукты которых способны защитить клетки от этого воздействия. Всем клеткам присущ, например, такой механизм, как реакция на тепловой шок;

ее можно наблюдать в клетках, подвергшихся действию чрезмерно высоких температур. При этом индуцируется синтез особых «шоковых» белков;

часть из них, по видимому, помогает стабилизировать и репарировать другие клеточные белки, частично денатурированные тепловым шоком.

Во многих клетках существуют также механизмы, дающие им возможность синтезировать ферменты для репарации ДНК, так сказать, в аварийных ситуациях, в ответ на серьезные повреждения ДНК. Среди примеров такого рода лучше всего изучен SOS-ответ (SOS-репарация) у Е.

со/г. У этой бактерии любое нарушение репликации ДНК, вызванное ее повреждением, ведет к появлению сигнала (таким сигналом служит, по видимому, избыток одноцепочечной ДНК), усиливающего транскрипцию более чем 15 различных генов, многие из которых кодируют белки, участвующие в репарации ДНК. Сигнал активирует у Е. coli белок (см. разд. 5.4.4), который затем разрушает другой белок - отрицательный регулятор активности генов (репрессор). Действие этого репрессора заключается в подавлении у Е. coli транскрипции всего набора генов, участвующих в SOS-ответе. Изучение бактериальных мутантов с различными нарушениями SOS-репарации показало, что новосинтезированные белки обусловливают два эффекта. Во-первых, их индукция повышает выживаемость клеток: если мутанты, у которых синтез таких ферментов нарушен, подвергнуть действию тех или иных агентов, вызывающих повреждение ДНК (например, ультрафиолетовых лучей), то процент погибших клеток окажется необычно высоким. Во-вторых, некоторые из индуцированных белков вызывают временное повышение частоты мутаций, вследствие чего генетическая изменчивость бактериальной популяции возрастает. Выгода здесь, видимо, заключается в том, что таким путем увеличивается шансы на появление мутантной клетки с повышенной приспособленностью.

Существуют и другие индуцируемые системы репарации ДНК. Известно, например, что одна из них у бактерий активируется присутствием в ДНК метилированных нуклеотидов. Аналогичная система функционирует в клетках дрожжей. Есть сведения, что и некоторые высшие эукариотические клетки адаптируются к повреждениям ДНК аналогичным путем.

5.2.10. Особенности структуры и химические свойства двойной спирали ДНК облегчают ее репарацию Молекула ДНК имеет структуру, по-видимому, наилучшим образом приспособленную для репарации. Если гипотеза о том, что РНК появилась в процессе эволюции раньше, чем ДНК верна (см. разд. 1.1.7), возникает вопрос, почему присутствующий в РНК урацил (U) был в ДНК заменен на тимин (Т). Очевидно, это можно объяснить тем, что механизм, осуществляющий удаление дезаминированных остатков цитозина (рис. 5 36), не смог бы функционировать, если бы четвертым нуклеотидом в ДНК был урацил, а не тимин (т. е. не 5-метилурацил). Спонтанное дезаминирование С дает U, и потому фермент, узнающий и удаляющий такие случайно возникшие остатки U, наряду с ними удалял бы и остатки U, которые были бы нормальными компонентами этой ДНК.

Аналогичным образом обстоит дело и в другом случае, а именно в выборе гуанина вместо гипоксантина. Простейший пурин, специфически спаривающийся с С, - это гипоксантин. Но гипоксантин является непосредственным продуктом дезаминирования А (рис. 5-37).

Добавив к гипоксантину вторую аминогруппу, эволюция создала гуанин, который не может образоваться из А в результате его спонтанного дезаминирования. Таким образом, любое возможное дезаминирование в ДНК ведет к появлению необычного основания, которое именно в силу своей необычности может быть сразу же распознано и удалено специальной ДНК-гликозилазой (рис. 5-37).

Итак, сама химическая природа оснований гарантирует, что дезаминирование не останется незамеченным. Однако точная репарация (а вместе с тем и радикальное решение шрёдингеровской дилеммы) возможна благодаря существованию двух копий генетической информации, каждая из которых представлена одной из двух цепей двойной спирали ДНК. Лишь в случае крайне маловероятного события, а именно одновременного повреждения обоих членов одной и той же пары оснований, в клетке не окажется ни одной правильной копии, которая могла бы служить матрицей для репарации ДНК.

Генетическая информация может также храниться в одноцепочечной ДНК или РНК, и некоторые очень мелкие вирусы обладают одно цепочечными геномами, содержащими лишь несколько тысяч нуклеотидов. Описанные выше механизмы не в состоянии осуществлять репарацию таких нуклеиновых кислот, и потому частота мутаций у этих вирусов весьма велика. Лишь организмы с совсем крошечными геномами могут позволить себе хранить генетическую информацию не в двойной спирали ДНК, а в иных структурах.

Рис. 5-36. Путь репарации ДНК с участием урацил-ДНК-гликозилазы, восстанавливающий в цепи ДНК цитозин после его случайного дезаминирования. После действия ДНК-гликозилазы сахарофосфат, утративший бывшее при нем основание, удаляется из цепи АП-эндонуклеазой, тем же ферментом, который участвует и в репарации апуринизированных участков. Далее следуют этапы, показанные на рис. 5-33. В названии «АП-эндонуклеаза» отражен тот факт, что данный фермент распознает в спирали ДНК любой участок, содержащий остаток дезоксирибозы, утративший бывшее при нем основание. Утраченное основание может быть либо пурином (апуринизированные участки), либо пиримидином (апиримидинизированные участки).

Рис. 5-37. Продукты спонтанного дезаминирования различных оснований ДНК. Все эти продукты дезаминирования необычны в составе ДНК и распознаются именно по этой причине.

Заключение Судить о надежности сохранения нуклеотидных последовательностей ДНК у высших эукариот можно, исходя из скорости изменения аминокислотных последовательностей второстепенных белков и нуклеотидных последовательностей ДНК на протяжении эволюционного времени. Эта надежность столь велика, что за год в геноме млекопитающего, насчитывающем 3 • 109 пар оснований, в среднем происходит всего лишь 10-20 замен оснований, затрагивающих клетки зародышевой линии. В то же время в геноме такого размера из-за неизбежных процессов химического распада ежедневно повреждаются тысячи нуклеотидов ДНК. Генетическая информация может надежно храниться в нуклеотидных последовательностях ДНК лишь потому, что широкий набор различных репарирующих ферментов осуществляет непрерывный «осмотр» ДНК и удаляет из нее поврежденные нуклеотиды.

Процесс репарации ДНК основан на том, что генетическая информация представлена в этой молекуле двумя копиями - по одной в каждой из двух цепей двойной спирали ДНК. Благодаря этому случайное повреждение в одной из цепей может быть удалено репарирующим ферментом и данный участок цепи ресинтезирован в своем нормальном виде за счет информации, содержащейся в неповрежденной цепи.

5.3. Механизмы репликации ДНК [24] Живые организмы должны не только поддерживать целостность нуклеотидных последовательностей ДНК путем ее репарации, но еще и очень точно воспроизводить свою ДНК перед каждым клеточным делением. При репликации ДНК скорость полимеризации колеблется в пределах от 500 нуклеотидов в 1 с у бактерий приблизительно до 50 нуклеотидов у млекопитающих. Ясно, что ферменты, катализирующие процесс репликации, должны работать и точно, и быстро. Быстрота и точность достигаются с помощью особого мультиферментного комплекса, направляющего процесс репликации. Этот комплекс, состоящий из нескольких различных белков, представляет собой сложный и совершенный «аппарат репликации».

5.3.1. Репликация ДНК, как и ее репарация, основана на комплементарном спаривании оснований [25] Матричная активность ДНК проявляется в том, что ее нуклеотидная последовательность копируется (целиком или частично) путем комплементарного спаривания оснований (А с Т или G с С) в виде комплементарной последовательности нуклеотидов ДНК или РНК. Этот процесс предполагает узнавание каждого нуклеотида в ДНК свободным (неполимеризованным) комплементарным нуклеотидом и обязательное разделение (хотя бы на время) двух цепей ДНК, с тем чтобы в каждом основании группы, играющие роль доноров и акцепторов при образовании водородных связей, оказались доступными для комплементарного спаривания. Таким образом поступающие одиночные нуклеотиды выстраиваются в определенном порядке вдоль матричной цепи ДНК для ферментативной полимеризации, продуктом которой является новая полинуклеотидная цепь. В 1957 г. был открыт первый фермент, катализирующий процесс полимеризации нуклеотидов;

он был назван ДНК-полимеразой. Было показано, что субстратами ДНК-полимеразы служат дезоксирибонуклеозидтрифосфаты, полимеризующиеся на одно-цепочечной ДНК-матрице (двухступенчатый механизм этой полимеризации представлен на рис. 5-34 в связи с обсуждением процесса репарации ДНК). Позже была выделена и РНК-полимераза, для которой субстратами служат рибонуклеозидтрифосфаты.

Во время репликации ДНК каждая из двух ее старых цепей служит матрицей для образования новой цепи. Поэтому чрезвычайно длинная нуклеотидная последовательность клеточной ДНК реплицируется, как это принято называть, «полуконсервативно» и каждая из двух дочерних клеток получает при клеточном делении новую двойную спираль ДНК, состоящую из одной старой и одной новой цепи (см. рис. 3-11).

5- 5.3.2. Репликационная вилка асимметрична [26] Исследования, проведенные в начале 1960-х годов на реплицирующихся хромосомах, в которые в качестве импульсной метки вводили радиоактивный предшественник ДНК Н-тимидин, выявили особую четко ограниченную область репликации, перемещающуюся вдоль родительской спирали ДНК. Эта активная область из-за своей Y-образной формы была названа репликационной вилкой. Именно в ней с помощью мультиферментного комплекса, содержащего ДНК-полимеразу, синтезируются дочерние молекулы ДНК.

В то время казалось вполне вероятным, что простейший механизм репликации ДНК заключается в непрерывном росте обеих новых цепей Рис. 5-38. На первый взгляд простейшим механизмом репликации ДНК представляется механизм, изображенный на этой (неверной!) схеме. Обе дочерние цепи должны были бы при этом расти непрерывно за счет присоединения нуклеотидов соответственно в 5' 3' - направлении (на рисунке - внизу) и 3' 5' - направлении (на рисунке - вверху). Однако фермента, который бы катализировал присоединение нуклеотидов в направлении 3' 5', не существует.

нуклеотид за нуклеотидом по мере перемещения репликационной вилки от одного конца молекулы ДНК к другому. Однако, поскольку две цепи в спирали ДНК антипараллельны, одна из дочерних цепей должна расти в направлении 5' 3', а другая - в направлении 3' 5'. В таком случае репликационной вилке потребовалось бы две разные ДНК-полимеразы. Одна из них наращивала бы цепь в направлении 5' 3' (рис. 5-34);

при этом каждый поступающий мономер (дезоксирибонуклеозидтрифосфат) приносит с собой необходимую для его присоединения к цепи энергию (ее носителем является трифосфатная группа). Другая ДНК-полимераза, перемещающаяся в направлении 3' 5', должна катализировать «рост с головы»;

в этом случае энергию, необходимую для присоединения каждого очередного нуклеотида, должен нести конец растущей цепи ДНК. В действительности такой (3' 5') ДНК-полимеразы не существует (рис. 5-38), хотя биохимикам известны некоторые другие процессы полимеризации, протекающие по типу «роста с головы» (см. рис. 2-34), Каким же образом происходит рост цепи в направлении 3' 5'?

Возможный ответ на этот вопрос подсказали в конце 1960-х годов эксперименты с радиоактивно меченными предшественниками ДНК. Если растущие клетки получают всего на несколько секунд высокорадиоактивный 3Н-тимидин, то метка включается лишь в ДНК, синтезированную в самый последний момент, т. е. в ту ее часть, которая следует непосредственно за репликационной вилкой. Этим методом избирательного введения метки было выявлено, что при репликации бактериальной ДНК в области репликационной вилки образуются и какое-то время существуют фрагменты, насчитывающие от 1000 до 2000 нуклеотидов (впоследствии за ними закрепилось название «фраг- Рис. 5-39. Строение репликационной вилки. Обе дочерние цепи строятся в направлении 5' 3'. Для этого отстающая цепь ДНК должна синтезироваться в виде ряда коротких фрагментов (фрагменты Оказаки).

менты Оказаки»;

у эукариот они гораздо короче: от 100 до 200 нуклеотидов). Несколько позже было показано, что синтез этих фрагментов ДНК идет только в направлении 5' 3';

синтезированные фрагменты соединяются затем в длинные цепи ДНК под действием того же фермента, который сшивает разрывы в спирали ДНК во время ее репарации, т.е. под действием ДНК-лигазы (см. рис. 5-35).

Репликационная вилка асимметрична (рис. 5-39). Из двух синтезируемых дочерних цепей ДНК одна строится непрерывной, а другая прерывистой. Первую называют ведущей (или лидирующей), а вторую - отстающей. Наращивание второй цепи отстает, потому что образование каждого фрагмента Оказаки оказывается возможным лишь после того, как продвижение ведущей цепи откроет соответствующий участок матрицы.

Хотя в целом вся эта цепь строится в направлении 3' 5', каждый из ее фрагментов синтезируется в направлении 5' 3'. Благодаря тому что ДНК на отстающей части вилки строится при помощи механизма, работающего прерывисто по типу «шитья назад иголкой» (backstitching), в репликационной вилке не требуется никакого другого фермента, кроме (5' 3')-ДНК-полимеразы.

5- 5.3.3. Высокая точность репликации ДНК предполагает наличие механизма, осуществляющего коррекцию [27] Точность копирования при репликации ДНК столь велика, что в среднем на каждые 1-109 комплементарных пар, образующихся в процессе воспроизведения генома млекопитающих, насчитывающего 3-104 пар оснований (см. разд. 9.1.3), приходится приблизительно одна ошибка. Точность эта значительно превосходит ту, какую следует ожидать, учитывая, что во время репликации образуются не только обычные комплементарные пары оснований. В нормальной ДНК возникают на короткое время с частотой 10-4-10-5 редкие таутомерные формы всех четырех ее оснований. Эти формы образуют неправильные пары. Так, редкая таутомерная форма С спаривается с А вместо G, в результате чего возникает мутация (рис. 5-40). Таким образом высокая точность Рис. 5-40. Пример возникновения при репликации ДНК неправильной пары оснований: находясь в термодинамически невыгодной таутомерной форме, цитозин легко образует водородные связи с аденином.

репликации ДНК определяется наличием механизмов, осуществляющих коррекцию, т. е. устраняющих подобные ошибки.

Один из важных механизмов коррекции зависит от особых свойств ДНК-полимеразы. В отличие от РНК-полимераз ДНК-полимеразы не могут начать синтез новой полинуклеотидной цепи, просто связав друг с другом 3'-ОН конец какой-либо полинуклеотидной цепи, которая должна быть спарена с матричной цепью ДНК;

ДНК-полимеразы способны только добавлять новые нуклеотиды к уже имеющемуся 3'-ОН-концу полинуклеотидной цепи (см. рис. 5 34). Эту предобразованную цепь, к которой добавляются нуклеотиды, называют затравкой или праймером. Молекулы ДНК с затравкой, у которой 3'-ОН-конец не спарен, не могут служить матрицами. Бактериальные ДНК-полимеразы способны, однако, с ними работать. Вступив в контакт с такими молекулами ДНК, они используют присущую им (3' 5')-экзонуклеазную активность и отщепляют (путем гидролиза) любые неспаренные нуклеотиды на затравочном конце. Отщепляется ровно столько нуклеотидов, сколько требуется для того, чтобы у затравки появился спаренный конец и образовалась активная матрица.

Действуя таким образом, ДНК-полимераза выступает в роли «самокорректирующего» фермента: она устраняет свои собственные ошибки, возникающие в процессе полимеризации. Рис. 5-41 поясняет, как этот тип коррекции может использоваться для удаления неправильных пар С—А, образуемых редкой таутомерной формой цитозина.

Потребность в правильно спаренном конце как раз и наделяет ДНК полимеразу способностью исправлять свои собственные ошибки. Такой фермент, очевидно, мог бы начать синтез ДНК при полном отсутствии затравки, только утратив способность различать спаренный и неспаренный концы. В то же время РНК-полимеразы, участвующие в транскрипции генов (см. разд. 5.1.1), судя по всему не нуждаются в самокоррекции, потому что ошибки транскрипции не передаются следующему поколению и случайно возникшие дефектные молекулы особой роли не играют. РНК-полимеразы могут начинать синтез новых полинуклеотидных цепей в отсутствие затравки, причем ошибки встречаются с частотой 10-4 как при синтезе РНК, так и при трансляции, т.е. при переводе нуклеотидных последовательностей мРНК в аминокислотные последовательности белков.

5- 5.3.4. Репликация ДНК в направлении 5' 3' обеспечивает эффективную коррекцию Весьма вероятно, что однонаправленность репликации ДНК (5' 3') объясняется высокими требованиями к точности процесса. Если бы существовала ДНК-полимераза, присоединяющая дезоксирибонуклеозидтрифосфаты к синтезируемой полинуклеотидной цепи таким образом, что эта цепь росла в направлении 3' 5', то активирующую трифосфатную группировку нес бы растущий 5'-конец цепи, а не поступающий мононуклеотид. В этом случае ошибки полимеризации не могли бы устраняться простым гидролизом, потому что появление свободного 5'-конца немедленно обрывало бы синтез ДНК. Ясно, что основание, только что неправильно спарившееся на 3'-конце, устранить гораздо легче, чем такое же основание, присоединившееся к 5'-концу Рис. 5-41. Схема, поясняющая, как протекает процесс коррекции (устранение ошибок) при синтезе ДНК, катализируемом ДНК-полимеразами у бактерий.

Предполагается, что аналогичный механизм коррекции действует и в эукариотических клетках.

цепи ДНК. Поэтому, хотя механизм репликации ДНК, изображенный на рис. 5-39, кажется на первый взгляд значительно более сложным и громоздким, чем неверный гипотетический механизм, представленный на рис. 5-38, этот реально функционирующий механизм способен обеспечить гораздо большую точность именно в силу того, что синтез ДНК идет здесь только в направлении 5' 3'.

5- 5.3.5. Для синтеза коротких затравочных молекул на матрице отстающей цепи требуется особый фермент [28] С того момента, как возникла репликационная вилка, для ДНК-полимеразы, синтезирующей ведущую цепь, всегда есть спаренный 3' конец, необходимый ей для того, чтобы начать синтез новой цепи. Иначе обстоит дело с ДНК-полимеразой, ответственной за синтез отстающей цепи. Ей требуется всего каких-нибудь 4 с для того, чтобы синтезировать один короткий фрагмент ДНК, после чего она должна переключиться на синтез совсем другого фермента на новом участке матричной цепи, расположенной на некотором расстоянии от первого (см. рис. 5-39). Для этого ей всякий раз нужна затравка со спаренным 3'-концом, а следовательно, нужен и механизм, способный производить такие затравки. В этот механизм входит фермент, называемый ДНК-праймазой. Она синтезирует из рибонуклеозидтрифосфатов короткие РНК-затравки (праймеры), состоящие у эукариот примерно из 10 нуклеотидов (рис. 5-42). Эти затравки синтезируются с определенными интервалами на матрице для отстающей цепи;

здесь их наращивает ДНК-полимераза, начиная, таким образом, всякий раз новый фрагмент Оказаки. Молекула ДНК-полимеразы продолжает это наращивание до тех пор, пока она не достигнет РНК-затравки, присоединенной к 5'-концу предыдущего фрагмента ДНК. Чтобы обеспечить образование непрерывной цепи ДНК из многих таких фрагментов, в действие вступает особая система репарации ДНК, быстро удаляющая РНК-затравку и заменяющая ее на ДНК. Завершает процесс ДНК-лигаза, соединяющая 3'-конец нового фрагмента ДНК с 5'-концом предыдущего фрагмента (рис. 5-43).

Почему предпочтение отдается удаляемой РНК-затравке, а не ДНК-затравке, которую не требовалось бы удалять? Выше мы отмечали, что самокорректирующая полимераза не способна начинать синтез полинуклеотидных цепей de novo;

это предполагает и обратное утверждение:

тот фермент, который начинает синтез цепей de novo, к эффективной самокоррекции не способен. Значит, любой фермент, катализирующий инициацию синтеза фрагментов Оказаки, неизбежно создал бы не слишком точную копию (не менее 1 ошибки на 105). Это означало бы колоссальное увеличение частоты мутаций даже при том, что количество Рис. 5-42. Схема реакции, катализируемой праймазой - ферментом, синтезирующим короткие РНК-затравки в отстающей цепи ДНК. В отличие от ДНК-полимеразы этот фермент способен начинать синтез новой полинуклеотидной цепи с соединения двух нуклеозидтрифосфатов. Образовав короткий полинуклеотид, праймаза прекращает работу. Теперь к свободному 3'-концу может добавлять нуклеотиды ДНК-полимераза.

таких копий, сохранившееся в конечном продукте, составляло бы не более 5% всего генома (например, 10 нуклеотидов во фрагменте, состоящем из 200 нуклеотидов). Естественно думать поэтому, что выдвижение РНК, а не ДНК на роль затравки обеспечивало важное преимущество, поскольку рибонуклеотиды автоматически метят такие последовательности, как «плохие копии», которые должны быть удалены.

5- 5- 5.3.6. Особые белки способствуют расплетанию двойной спирали ДНК перед репликационной вилкой [29] Двойная спираль ДНК должна расплетаться по ходу продвижения репликационной вилки, для того чтобы поступающие дезоксирибонуклеозидтрифосфаты могли спариваться с родительской матричной цепью, Однако в обычных условиях двойная спираль ДНК весьма стабильна;

спаренные основания соединены столь прочно, что для разделения двух цепей ДНК в пробирке требуются температуры, приближающиеся к точке кипения воды (90°С). По этой причине большинство ДНК-полимераз может копировать лишь ту молекулу ДНК, у которой матричная цепь уже отделилась от другой цепи. Для того чтобы двойная спираль ДНК раскрылась и соответствующая матричная цепь стала доступной для ДНК-полимеразы, необходимы особые белки. Они бывают двух типов.

ДНК-геликазы были впервые выделены как белки, которые, присоединяясь к одиночной цепи ДНК, катализируют гидролиз АТР. Как уже отмечалось в гл. 3, гидролиз АТР может циклическим образом изменять форму молекулы белка, вследствие чего белок будет производить механическую работу (см. разд. 3.4.11). Именно этот принцип лежит в основе быстрого перемещения ДНК-геликаз по одиночной цепи ДНК.

Встречая на своем пути участок двойной спирали, эти ферменты продолжают двигаться вдоль своей цепи и тем самым расплетают двойную спираль (рис. 5-44). Расплетание ДНК-спирали в области репликационной вилки, вероятно, осуществляется двумя совместно действующими ДНК геликазами, одна из которых перемещается по ведущей цепи, а другая - по отстающей. Ясно, что две эти геликазы должны двигаться вдоль одиночных цепей ДНК в противоположных направлениях, т. е. это должны быть разные ферменты. Действительно, оба указанных типа ДНК геликаз удалось обнаружить. При этом исследования на бактериях показали, что главную роль играет ДНК-геликаза отстающей цепи. Причины этого мы обсудим ниже.

Белки, дестабилизирующие спираль (их называют также белками, связывающими одноцепочечную ДНК или SSB-белками), связываются с одиночными цепями ДНК, не закрывая оснований, т. е. оставляя их доступными для спаривания. Сами они не способны расплетать длинные молекулы ДНК, но, присоединяясь к одиночным цепям ДНК, они тем самым способствуют любому процессу расплетания спирали;

они, например, помогают ДНК-геликазе расплетать двойную спираль в репликационной вилке. На матрице отстающей цепи SSB-белки кооперативным образом связываются с одноцепочечными участками ДНК и предотвращают здесь образование «шпилек», небольших двухспиральных структур, которые могли бы помешать синтезу ДНК, осуществляемому ДНК-полимеразой (рис. 5-45).

Рис. 5-43. Отдельные этапы синтеза каждого из фрагментов отстающей цепи ДНК. У эукариот РНК-затравки синтезируются в отстающей цепи с интервалами приблизительно в 200 нуклеотидов и каждая из них состоит из 10 нуклеотидов.

5.3.7. Белки в репликационной вилке действуют кооперативно, образуя «репликационную машину» [30] До сих пор мы говорили о репликации ДНК так, как если бы она осуществлялась смесью репликационных белков, действующих независимо друг от друга. Между тем в действительности большая часть этих белков объединена в крупный мультиферментный комплекс, быстро движущийся вдоль ДНК. Этот комплекс - нечто вроде крошечной «швейной машины»: «деталями» его служат отдельные белки, а источником энергии - реакция гидролиза нуклеозидтрифосфата. Комплекс изучен достаточно хорошо только у бактерий Е. coli и у некоторых вирусов, но есть все основания считать, что очень похожий механизм действует и у эукариот (см. разд. 9.3.3).

Схема на рис. 5-46, где подробно изображена репликационная вилка, позволяет судить о том, как работают отдельные части такой «репликационной машины». В области вилки действуют две идентичные ДНК-полимеразы - на ведущей и на отстающей цепи. Спираль ДНК расплетается в результате совместного действия ДНК-полимеразы, работающей на ведущей цепи, и ДНК-геликазы, движущейся вдоль отстающей цепи;

этому процессу способствуют кооперативно связывающиеся молекулы дестабилизирующегося белка. В то время как на ведущей цепи ДНК полимераза работает непрерывно, на отстающей цепи фермент через определенные интервалы прерывает и вновь возобновляет свою работу, используя для полимеризации короткие РНК-затравки, синтезируемые ДНК-праймазой.

Эффективность репликации сильно возрастает вследствие тесного объединения всех этих белковых компонентов. Молекула праймазы непосредственно сцеплена с ДНК-геликазой, образуя вместе с нею на отстающей цепи структуру, называемую праймосомой, которая движется с репликационной вилкой и по ходу своего движения синтезирует РНК-затравки. Молекула ДНК-полимеразы, работающая на отстающей цепи, также движется совместно с остальными белками, синтезируя ряд новых фрагментов Оказаки;

ради этого, как полагают, цепь ДНК, которая служит для нее матрицей, складывается сама на себя, как это показано на рис. 5-47. Репликационные вилки оказываются, таким образом, объединены в одну крупную структуру (с общей массой > 106 дальтон), быстро перемещающуюся вдоль ДНК и обеспечивающую Рис. 5-44. Действие ДНК-геликаз. Небольшой фрагмент ДНК присоединен путем отжига к длинной одноцепочечной ДНК, так что образовался короткий участок двойной спирали. Эта спираль расплетается по мере того, как геликаза движется вдоль одиночной цепи ДНК, катализируя реакцию, для которой требуется наряду с ферментом и АТР. Источником энергии для движения геликазы служит гидролиз АТР (см. рис. 3-63).

Рис. 5-45. Влияние дестабилизирующих белков на структуру одно-цепочечной ДНК. Поскольку каждая белковая молекула предпочитает связываться с другой, уже связавшейся ранее молекулой (так называемое кооперативное связывание), эти белки образуют длинные кластеры, выпрямляющие матричные пени ДНК и облегчающие процесс полимеризации. Структуры в форме «шпильки», возникающие в свободной одноцепочечной ДНК, образуются путем случайного спаривания оснований в коротких участках, содержащих взаимно комплементарные последовательности нуклеотидов, они напоминают короткие спирали, возникающие во всех молекулах РНК.

Рис. 5-46. Главные типы белков, действующих в области репликационной вилки (схема показывает их локализацию на ДНК). Комплекс ДНК праймазы и ДНК-геликазы на отстающей цепи ДНК известен под названием праймосомы.

возможность координированного и эффективного синтеза ДНК на обет ветвях вилки.

Позади «репликационной машины» по ходу ее движения остается на отстающей цепи ряд несшитых фрагментов Оказаки, все еще содержащих на своем 5'-конце РНК-затравки, необходимые для инициации на синтеза. Эти РНК-затравки должны быть удалены, а фрагменты сшиты при помощи репарирующих ферментов, работающих позади репликационной вилки (см. рис. 5-43).

Рис. 5-47. Схема, иллюстрирующая современные представления о расположении репликационных белков в движущейся репликационной вилке.

Вместо двумерной структуры, изображенной на рис. 5-46, здесь показано, как ДНК на отстающей цепи складывается, в результате чего возникает комплекс из двух ДНК-полимераз - ведущей и отстающей цепи. Кроме того, благодаря складыванию 3'-конец каждого завершенного фрагмента Оказаки оказывается рядом со стартовым участком следующего такого фрагмента (ср. с рис. 5-46). Находясь в тесном контакте с остальными репликационными белками, молекула ДНК-полимеразы отстающей цепи может непрерывно работать на одной и той же репликационной вилке, отделяясь от готового фрагмента ДНК, она переходит к ближайшей новой РНК-затравке, чтобы начать синтез следующего фрагмента. Обратите внимание, что на этой схеме одна из дочерних спиралей ДНК направлена вправо и вниз, а вторая влево и вверх.

5.3.8. Ошибки при репликации ДНК в бактериальных клетках устраняются особой корректирующей системой, распознающей неправильное спаривание оснований У таких бактерий, как Е. coli, деление происходит каждые 30 мин, поэтому у них сравнительно легко выявить в большой популяции клеток редкие экземпляры с измененными признаками. Выделен, например, класс мутантов, характеризующихся резким повышением частоты спонтанных мутаций, что связано с присутствием в его клетках специфических генов-мутаторов. Известен ген-мутатор, кодирующий дефектную форму 3' 5'-корректирующей экзонуклеазы, представляющей собой субъединицу ДНК-полимеразы (см. разд. 5.3.3). Если дефект затрагивает этот белок, то ДНК-полимераза утрачивает способность эффективно осуществлять коррекцию и в ДНК накапливается много ошибок, которые при нормальной репликации были бы устранены.

Изучение тех мутантов Е. соlі, у которых имеются гены-мутаторы, выявило еще одну систему, в норме устраняющую ошибки репликации, не улавливаемые корректирующей экзонуклеазой. Эта система коррекции неправильного спаривания (mismatch proofreading sistem), называемая также системой исправления ошибок спаривания (mismatch repair system), отличается от ранее рассмотренных систем репарации ДНК тем, что она не зависит от присутствия в ДНК аномальных нуклеотидов, которые должны быть распознаны и удалены («вырезаны»). Она выявляет деформации на внешней стороне спирали, вызванные плохой пригонкой обычных, но некомплементарных оснований. Если бы эта корректирующая система просто распознавала ошибки спаривания в реплицировавшейся ДНК и удаляла без выбора один из двух неправильно спарившихся нуклеотидов, то в половине случаев она бы сама совершала ошибку, «исправляя» не новосинтезированную, а матричную цепь, так что в среднем частота ошибок оставалась бы прежней. Для эффективной коррекции система должна уметь различать неправильно спаривающиеся нуклеотиды и избирательно удалять такие нуклеотиды только из новой цепи (т.е. устранять именно ошибки репликации).

В клетках Е. coli процесс распознавания связан с метилированием определенных остатков аденина в ДНК. Метальные группы присоеди- Рис. 5-48. Схема эксперимента, иллюстрирующего работу системы коррекции неправильного спаривания, устраняющей у бактерий ошибки репликации ДНК. Особый белковый комплекс удаляет неспаренные нуклеотиды из вновь синтезируемой цепи ДНК позади репликационной вилки, этот репарирующий комплекс узнает новую цепь ДНК по обнаруживаемым в ней неметилированным последовательностям GATC. На схеме представлены три молекулы ДНК с одной и той же «неправильной» парой нуклеотидов, но при этом в одной молекуле (А) метилированные последовательности GATC встречаются в обеих цепях, в другой молекуле (Б) таких метилированных последовательностей нет совсем, а в третьей (В) они присутствуют только в одной из цепей. Если воздействовать на эти молекулы ДНК клеточным экстрактом, содержащим корректирующий комплекс, то мы получим представленный здесь результат. Молекула ДНК в правой части рисунка воспроизводит картину, обнаруживаемую непосредственно за репликационной вилкой: нижняя цепь соответствует новой цепи, где метилирование еще не произошло.

няются ко всем остаткам А в последовательности GATC, но лишь спустя некоторое время после того, как А включится в новосинтезированную цепь ДНК. Новые цепи отличаются от старых тем, что только в них сразу же за репликационной вилкой могут находиться еще не метилированные последовательности GATC. Коррекция неправильного спаривания осуществляется крупным мультиферментным комплексом, сканирующим каждую из двух цепей двойной спирали ДНК. Этот комплекс удаляет только неправильно присоединенные нуклеотиды, но делает это лишь после того, как на той же цепи обнаружится и неметилированная последовательность GATC. Поэтому нуклеотиды удаляются только из новой цепи, т. е.

устраняются ошибки репликации (рис. 5-48).

В эукариотических клетках не удалось пока выявить ни одного из этих двух механизмов коррекции, обнаруженных у бактерий. Однако степень точности репликации у млекопитающих и у Е. coli приблизительно одинакова, и потому можно думать, что оба описанных типа коррекции существуют и у эукариот. Следует, впрочем, отметить, что в ДНК млекопитающих нет метилированных остатков А, поэтому механизм, который используется системой репарации ошибок спаривания для узнавания новосинтезированной цепи, должен быть в данном случае иным.

5- 5.3.9. Репликационные вилки возникают в точках начала репликации [32] И у бактерий, и у млекопитающих образование репликационных вилок начинается с возникновения особой структуры, называемой репликационным глазком (replication bubble). Это небольшой участок, в котором две цепи родительской спирали ДНК отделились одна от другой и были использованы в качестве матриц для синтеза ДНК (рис. 5-49). Для бактерий и некоторых вирусов, размножающихся в эукариотических клетках, удалось показать, что репликационный глазок образуется в тех местах молекулы ДНК, где находятся специфические нуклеотидные последовательности, получившие название точек начала репликации. Эти последовательности состоят приблизительно из 300 нуклеотидов.

Предполагают, что аналогичные точки начала репликации существуют и в эукариотических хромосомах, однако надежных доказательств этого пока нет (см. разд. 9.3.2).

Процесс возникновения репликационных вилок удалось в некоторых случаях воспроизвести in vitro. Эти опыты показали, что у бактерий и бактериофагов инициация репликационных вилок начинается так, как это представлено на рис. 5-50. Множество копий инициаторного белка связываются с особыми участками в точке начала репликации, образуя крупный белковый комплекс. Этот комплекс присоединяет затем ДНК геликазу и помещает ее на свободную одиночную цепь ДНК в прилегающем участке спирали. Присоединяется также ДНК-праймаза, т. е.

образуется праймосома, которая, двигаясь от точки начала репликации, синтезирует РНК-затравку, что дает возможность начать синтез первой цепи ДНК. Остальные белки быстро объединяются после этого в два репликационных белковых комплекса, которые теперь движутся от точки начала репликации в противоположных направлениях (см. рис. 5-49);

они продолжают синтезировать ДНК до тех пор, пока обе вилки не пройдут путь по матрице до самого конца.

Некоторые дополнительные данные, касающиеся инициации репликационных вилок в хромосомах эукариот, мы обсудим в гл. 9, там, где речь пойдет о клеточном ядре.

Рис. 5-49. Гипотетический механизм образования репликационных вилок в точках начала репликации (см. также рис. 5-50).

Рис. 5-50. Упрощенная схема, иллюстрирующая начальные этапы образования репликационных вилок в точках начала репликации у Е. соlі и бактериофага. Для обнаружения данного механизма потребовались опыты in vitro с использованием смеси высокоочищенных белков.

Последующие этапы приводят (пока не ясным путем) к инициации еще трех цепей ДНК (рис. 5-49). У Е. соlі в репликации ДНК роль инициаторного белка играет белок dnaA;

а праймосома состоит из белков dnaB (ДНК-геликаза) и dnaG (ДНК-праймаза).

5.3.10. ДНК-топоизомеразы предотвращают спутывание ДНК во время репликации [33] Изображая спираль ДНК так, как мы это делали до сих пор, т.е. неправильно, в виде плоской «лестницы», мы игнорировали «проблему закручивания» (winding problem). Между тем на каждые 10 пар оснований, образующихся в репликационной вилке, родительская двойная спираль должна совершить один полный оборот вокруг своей оси. Следовательно, для того чтобы репликационная вилка могла продвигаться вперед, вся хромосома впереди нее должна быстро вращаться (рис. 5-51), что для длинных хромосом потребовало бы большой затраты энергии. При репликации ДНК эта проблема решается иначе: путем образования в спирали своего рода «шарнира», особого класса белков, называемых ДНК топоизомеразами.

ДНК-топоизомераза представляет собой нечто вроде «обратимой нуклеазы». Сначала она разрывает цепь ДНК, а затем ковалентно присоединяется к разорванному концу. Ковалентная связь белок — ДНК обладает довольно значительной энергией, потому что в ней сохраняется энергия разорванной фосфодиэфирной связи. Вследствие этого реакция, приводящая к разрыву цепи, обратима и не требует дополнительной затраты энергии. В этом отношении данный механизм существенно отличается от механизма действия ДНК-лигазы, о котором мы говорили выше (см. рис. 5-35).

Существуют различные типы ДНК-топоизомераз. Топоизомераза типа I разрывает только одну из двух цепей двойной спирали ДНК, что дает возможность двум участкам ДНК по обе стороны от разрыва Рис. 5-51. «Проблема кручения», возникающая при репликации ДНК. Для того чтобы репликационная вилка (у бактерий) могла продвигаться вперед со скоростью 500 нуклеотидов в 1 с, родительская спираль ДНК перед вилкой должна вращаться со скоростью 50 об/с.

Рис. 5-52. Обратимая реакция, приводящая к появлению разрыва в одной из цепей ДНК. Реакция у эукариот катализируется ДНК-топоизомеразой типа I Ферменты этой группы образуют временную ковалентную связь с ДНК.

свободно вращаться относительно друг друга вокруг фосфодиэфирной связи, находящейся напротив разрыва, которая в этом случае выполняет роль упомянутого выше «шарнира» (рис. 5-52). Всякое напряжение в спирали ДНК заставляет ее вращаться в таком направлении, чтобы ослабить это напряжение. Поэтому вращение во время Рис. 5-53. Пример реакции разделения двух сцепленных кольцевых молекул ДНК, катализируемой ДНК-топоизомеразой типа II. Действие этих ферментов (в отличие от реакций, катализируемых ДНК-топоизомеразами типа I) сопряжено с гидролизом АТР и некоторые из них способны сообщать спирали ДНК дополнительное напряжение. ДНК-топоизомеразы типа II обнаруживаются и у прокариот, и у эукариот, по всей вероятности, они участвуют во многих реакциях, имеющих отношение к ДНК.

репликации ДНК происходит лишь на коротком отрезке спирали - в той части, которая находится непосредственно перед репликационной вилкой.

Аналогичная проблема, возникшая в процессе транскрипции ДНК, решается таким же путем.

Топоизомераза типа II ковалентно связывается с обеими цепями двойной спирали ДНК и вносит в нее на время двухцепочечный разрыв.

Ферменты этого типа активируются под действием тех участков на хромосомах, где перекрестились спирали. Присоединившись к такому перекресту, топоизомераза: 1) обратимо разрывает одну из двух двойных спиралей, создавая тем самым для другой своего рода «ворота», 2) вынуждает вторую двойную спираль пройти через этот разрыв и 3) сшивает обе разорванные цепи, а затем отделяется от ДНК. Действуя подобным образом, топоизомеразы типа II очень быстро разделяют две сцепленные кольцевые молекулы ДНК (рис. 5-53). Точно так же предотвращают они и спутывание молекул ДНК, которое в противном случае неизбежно создавало бы при репликации серьезную проблему. Известны температурочувствительные мутанты дрожжей, вырабатывающие топоизомеразу II, которая при 37°С инактивируется. Если нагреть эти дрожжевые клетки до такой температуры, то их хромосомы в процессе митоза остаются спутанными и не могут разойтись. Насколько необходим для распутывания хромосом такой «инструмент», как топоизомераза II, поймет каждый, кто хоть раз пытался распутать безнадежно запутавшуюся леску, не имея под рукой ножниц.

5- 5.3.11. Репликация ДНК у эукариот и прокариот в основных чертах сходна [24] Почти все, что мы знаем о репликации ДНК, удалось выяснить в опытах с очищенными мультиферментными системами бактерий и бактериофагов, способными осуществлять репликацию ДНК in vitro. Получение таких систем в 1970-х годах заметно облегчилось после того, как удалось выделить мутанты по целому ряду различных генов, ответственных за репликацию, которые можно было использовать для идентификации и очистки соответствующих белков (рис. 5-54).

У эукариот энзимология репликации ДНК пока еще детально не изучена, главным образом потому, что получать здесь необходимые мутантные формы гораздо труднее. Однако схема репликации у прокариот и эукариот в основных чертах, включая геометрию репликационной вилки и потребность в РНК-затравке, по-видимому, одинакова. Главное различие заключается в том, что у эукариот ДНК реплицируется не как таковая, а в виде хроматина, в котором она прочно связана с белками, принадлежащими к классу гистонов. В гл. 8 мы узнаем, что гистоны образуют комплексы в форме дисков, вокруг которых обвивается эукариотическая ДНК, в результате чего возникают регулярно повторяющиеся структуры, называемые нуклеосомами. Нуклеосомы располагаются вдоль молекулы ДНК с интервалами 200 пар оснований. Быть может, именно этим объясняется тот факт, что новые фрагменты отстающей цепи ДНК закладываются у эукариот с интервалами в 10 раз более короткими (от до 200 нуклеотидов), чем у бактерий (от 1000 до 2000 нуклеотидов). Кроме того, если нуклеотиды служат барьерами, на время останавливающими продвижение ДНК-полимеразы, присутствие хроматина (а не голой ДНК) может, вероятно, объяснить и то, что репликационные вилки движутся у эукариот приблизительно в 10 раз медленнее, чем у бактерий.

Рис. 5-54. Получение у бактерий и бактериофагов мутантов с различными нарушениями репликации ДНК открыло возможности для выявления и очистки ферментов, выполняющих какую-либо еще не известную функцию, необходимую для репликации ДНК у прокариот. Использованные здесь температурочувствительные мутанты принадлежат к так называемым условным мутантам, обычно их фермент нормально функционирует при низкой температуре и не работает при высокой. У «безусловных» мутантов с нарушениями репликации синтез ДНК не идет ни при низкой, ни при высокой температуре, и потому эти мутанты обречены на гибель. В модифицированной форме такие «тесты на комплементацию in vitro» полезны также при биохимическом изучении многих других процессов.

Заключение Самокорректирующая ДНК-полимераза катализирует полимеризацию нуклеотидов на обеих цепях спирали ДНК в направлении 5' 3', копируя матрицу с высокой степенью точности. Поскольку две цепи двойной спирали ДНК аптипараллелъны, в направлении 5' 3' может непрерывно синтезироваться лишь одна из двух цепей (ее называют ведущей). Другая, отстающая цепь синтезируется в виде коротких фрагментов по принципу «шитья назад иголкой». Самокорректирующая ДНК-полимераза не способна начинать синтез новой цепи. Поэтому для закладки фрагментов отстающей цепи ДНК используются короткие молекулы РНК-затравки, которые позже удаляются - их заменяет ДНК.

Процесс репликации ДНК требует совместного действия многих белков. В нем участвуют: 1) ДНК-полимераза и ДНК-праймаза, катали- зирующие полимеризацию нуклеозидтрифосфатов;

2) ДНК-геликазы и дестабилизирующие белки, помогающие расплести спираль ДНК, которую предстоит копировать;

3) ДНК-лигаза и фермент, разрушающий молекулы РНК-затравки;

они нужны для сшивания прерывисто синтезируемых фрагментов отстающей цепи ДНК;

4) ДНК-топоизомеразы, помогающие решить проблемы кручения и спутывания спирали ДНК;

5) инициаторные белки, присоединившиеся к специфическим последовательностям ДНК в точке начала репликации и способствующие образованию здесь новой репликационной вилки. В точке начала репликации к ДНК-матрице сначала присоединяется белковый комплекс, состоящий из ДНК геликазы и ДНК-праймазы (его называют праймосомой);

затем к этому комплексу добавляются другие белки и возникает мультиферментный комплекс —«репликационная машина», которая и осуществляет синтез ДНК.

5.4. Механизмы генетической рекомбинации [35] В двух предыдущих разделах этой главы мы рассмотрели механизмы, благодаря которым нуклеотидные последовательности ДНК передаются в ряду клеточных поколений почти неизменными. Генетическая стабильность крайне важна для выживания, когда речь идет о сравнительно коротких сроках, но для длительного существования вида необходима генетическая изменчивость, которая позволяла бы приспосабливаться к изменяющейся среде. Следовательно, важным свойством ДНК следует считать ее способность к перестройкам, которые могут изменять и комбинацию генов в данном геноме, и их экспрессию (ее время и степень). Перестройки в ДНК представляют собой результат генетической рекомбинации. События, из которых слагается генетическая рекомбинация, могут быть подразделены на два больших класса: общая рекомбинация и сайт-специфическая рекомбинация. В процессе общей рекомбинации генетический обмен происходит между гомологичными нуклеотидными последовательностями ДНК, по большей части между двумя копиями одной и той же хромосомы. Одним из самых известных примеров такого рода служит обмен участками гомологичных хромосом (гомологов) в процессе мейоза. Этот обмен (кроссинговер), происходящий между плотно конъюгированными хромосомами на ранних стадиях развития яйца или сперматозоида (см. разд. 15.2.3), создает возможность для опробования разных вариантов (аллелей) одного и того же гена в новых комбинациях с другими генами и тем самым повышает шансы на выживание в изменяющейся среде (по крайней мере для некоторых членов скрещивающейся популяции (см. разд. 15.2.2). Мейоз свойствен только эукариотам, но преимущества подобного комбинирования генов настолько велики, что и у прокариотических организмов развились в ходе эволюции такие процессы, как скрещивание и перегруппировка генов путем общей генетической рекомбинации. Сайт-специфическая рекомбинация отличается от общей рекомбинации тем, что для ее осуществления не требуется гомологии ДНК. В обмен вступают короткие специфические нуклеотидные последовательности одной и той же или обеих спиралей ДНК, участвующих в этом процессе, распознаваемые особым сайт-специфическим рекомбинационным ферментом. Таким образом, сайт-специфическая рекомбинация изменяет распределение нуклеотидных последовательностей в геноме. Иногда эти изменения приурочены к каким-то этапам и определенным образом организованы, как, например, при исключении интегрированного бактериофага из бактериальной хромосомы. Однако они могут носить и совершенно случайный характер, например при включении в геном подвижных (мобильных) элементов.

Что касается биохимии генетической рекомбинации, то как и в случае репликации ДНК, большую часть того, что мы знаем об этих процесса, удалось выяснить в исследованиях на простых организмах, в частности на Е. coli и ее вирусах.

5- 5.4.1. Процессы общей рекомбинации направляются взаимодействиями, обусловленными спариванием основа™ между комплементарными цепями гомологичных спиралей ДНК [36] Общая рекомбинация включает ряд промежуточных этапов, для понимания которых необходимо затратить определенные усилия.

Кроме того механизм обмена между цепями ДНК, по-видимому, несколько различается у разных организмов. Однако детальный генетический анализ скрещивания у бактерий, вирусов и грибов дает основания считать, что в целом результаты общей рекомбинации всегда одинаковы:

1. Две гомологичные двойные спирали ДНК разрываются и разорванные концы одного гомолога соединяются с соответствующими концами другого, так что вновь получаются две целые спирали ДНК но теперь уже каждая из них состоит из частей двух исходных молекул ДНК (рис. 5-55).

2. Точка обмена (т.е. то место, где на рис. 5-55 красная спираль соединяется с черной) может прийтись на любой участок гомологичных нуклеотидных последовательностей хромосом.

3. В точке обмена каждая полинуклеотидная цепь одной из спиралей соединяется путем спаривания оснований с цепью другой спирали, и между двумя разными спиралями ДНК возникает ступенчатое (гетеродуплексное) соединение (рис. 5-56). Такие соединения могут состоять из нескольких тысяч пар оснований. Как именно они возникают, мы объясним позже.

4. В точке обмена не происходит изменения нуклеотидных последовательностей. Точность разрыва и воссоединения настолько велика, что ни один нуклеотид не утрачивается, не добавляется и не превращается в какой-нибудь другой.

Механизм общей рекомбинации таков, что в обмен могут вступать только два участка спирали ДНК, нуклеотидные последовательности которых обладают высокой степенью гомологии. Обеспечивается это наличием гетеродуплексного соединения в точке обмена, поскольку такое соединение может образоваться лишь в том случае, если комплементарные взаимодействия между цепями, принадлежавшими двум исходным спиралям, происходят на достаточно длинном участке. Но как именно возникает это ступенчатое соединение и как две гомологичные спирали ДНК, которые должны спариться, распознают гомологию своих нуклеотидных последовательностей? Как мы увидим, гомологичные участки сначала узнают друг друга непосредственно путем комплементарного спаривания. В дальнейшем образование пар оснований между комплементарными цепями, принадлежащими двум спиралям ДНК, направляет общую рекомбинацию таким образом, что она происходит лишь в пределах достаточно протяженной области гомологии двух нуклеотидных последовательностей ДНК. Однако и при соблюдении этого условия общая рекомбинация нередко ведет к перераспределению нуклеотидных последовательностей ДНК;

гетеродуплексное соединение может заключать в себе небольшое число неправильных пар оснований и, что еще более важно, две спирали ДНК, претерпевающие кроссинговер, бывают обычно не вполне одинаковыми по обе стороны от этого соединения.

Pages:     | 1 |   ...   | 4 | 5 || 7 | 8 |   ...   | 11 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.