WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     || 2 |
-- [ Страница 1 ] --

ФЕДЕРАЛЬНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ ЗДРАВООХРАНЕНИЯ СТАВРОПОЛЬСКИЙ НАУЧНО-ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКИЙ ПРОТИВОЧУМНЫЙ ИНСТИТУТ РОСПОТРЕБНАДЗОРА

На правах рукописи

СТАРЦЕВА ОЛЬГА ЛЕОНИДОВНА СОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ

БИОТЕХНОЛОГИИ ПРОИЗВОДСТВА ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕД ДЛЯ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ ЧУМНОГО МИКРОБА НА ОСНОВЕ СЫРЬЯ ЖИВОТНОГО И РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ 03.00.23 биотехнология ДИССЕРТАЦИЯ на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Научный консультант: доктор медицинских наук, с.н.с. Малецкая О.В.

Ставрополь - 2005 2 ОГЛАВЛЕНИЕ ВВЕДЕНИЕ…………………………………………………………………… 7 ГЛАВА 1 СОВРЕМЕННОЕ СОСТОЯНИЕ ПРОБЛЕМЫ ПРОИЗВОДСТВА ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕД ДЛЯ МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)…………….13 1.1 Среды на основе сырья животного происхождения и их использование при культивировании чумного микроба……………………15 1.2 Растительное сырье как основа питательных сред……………………...27 СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ………………..39 2.1 Материалы исследования ………………………………………………39 2.1.1 Штаммы микроорганизмов……………………………………………..39 2.1.2 Реактивы, сырье………………………………………………………….39 2.1.3 Питательные среды ……………………………………………………..39 2.1.4 Лабораторные животные………………………………………………..43 2.2 Методы исследования…………………………………………………....43 2.2.1 Получение питательных сред…………………………………………...43 2.2.2 Методы получения питательных основ …………………………….….43 2.2.3 Методы физико-химического контроля ……………………………..47 2.2.4 Методы биологического контроля …………………………………….48 2.3 Методы статистической обработки материала………………………...51 ГЛАВА 3 СОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ ТЕХНОЛОГИИ ПОЛУЧЕНИЯ ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕД НА ОСНОВЕ ЖИВОТНОГО СЫРЬЯ………………….……………………………………………………..52 3.1 Разработка ускоренного способа приготовления ферментативных мясных гидролизатов………………………………………………………….53 3.2 Сравнительная характеристика мясных основ, полученных ускоренным способом ферментации, в сравнении с классическим ферментативным и химическим видами гидролиза ……………………………………………… 3.2.1 Определение физико-химических свойств питательных основ………55 3.2.2 Аминокислотный состав кислотных, щелочных и ферментативных гидролизатов……………………………………………………………………57 3.3 Качественная оценка питательных сред, приготовленных на основе кислотных, щелочных и ферментативных гидролизатов мяса ………………62 3.3.1 Характеристика сред по биологическим показателям…………………62 3.3.2 Оценка качества сред по пигменто- и индолообразованию тест-штаммов …………………………………………………………..……...65 3.4 Сравнительная оценка качества полученных питательных сред с коммерческими аналогами…………………………………………………..67 ГЛАВА 4 ИЗУЧЕНИЕ ВОЗМОЖНОСТИ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ СОИ ДЛЯ КОНСТРУИРОВАНИЯ МИКРОБИОЛОГИЧСЕКИХ СРЕД…………74 4.1 Определение свойств соевых питательных основ……………………….75 4.1.1 Физико-химические показатели полученных гидролизатов…………..75 4.1.2 Аминокислотный состав соевых гидролизатов………………………..78 4.2 Разработка технологии приготовления питательных сред для культивирования чумного микроба на основе соевых гидролизатов ………………………………………………………….………84 4.2.1 Сравнительное изучение ростовых качеств питательных сред, приготовленных с использованием ферментативного гидролизата сои (бобов)……………………………………………………….85 4.2.2 Оценка ростовых качеств питательных сред, приготовленных из щелочных и кислотных гидролизатов сои (бобов)……………………….88 4.2.3 Оценка ростовых качеств питательных сред, приготовленных на ферментативной основе продуктов переработки сои……………………91 4.2.4 Оценка качества соевых сред по пигменто- и индолообразованию тест-штаммов…………………………………………………………………..95 4.3 Биохимические свойства чумного микроба при культивировании его на основе соевых питательных сред……………………………………... 4.4 Оценка сохранения качества плотных питательных сред при хранении соевых основ………………………………………………………..98 ГЛАВА 5 ИЗУЧЕНИЕ ВОЗМОЖНОСТИ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕД НА ОСНОВЕ ФЕРМЕНТАТИВНЫХ ГИДРОЛИЗАТОВ СОИ ПРИ ПРОИЗВОДСТВЕ ЧУМНОЙ ВАКЦИНЫ….103 5.1 Использование питательных сред, приготовленных на ферментативных основах сои (бобов), в качестве накопительных при культивировании вакцинного штамма чумного микроба………………103 5.2 Изучение иммуногенных свойств вакцинного штамма чумного микроба, выращенного на соевых средах…………………………..107 ЗАКЛЮЧЕНИЕ ……………………………………………………………111 ВЫВОДЫ ……………………………………………………………………...122 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ …………………………………………………....124 ПРИЛОЖЕНИЕ ………………………………………………………………. СОКРАЩЕНИЯ ПО ТЕКСТУ ДИССЕРТАЦИИ ГИСК – государственный институт стандартизации и контроля ГОСТ – государственный отраслевой стандарт дн – дни d – диаметр DCL – безусловно смертельная доза ЕД50 – количество живых микробов вакцинного штамма, вызывающих защиту 50 % животных ИП – индекс питательности КГМ – кислотный гидролизат мяса КГС – кислотный гидролизат сои М – среднеарифметическая величина m – стандартная ошибка м.к. – микробные клетки мл – миллилитры млн – миллион млрд – миллиард мм – миллиметры МПА – мясо-пептонный агар МПБ – мясо-пептонный бульон МУК – методические указания ОСО – отраслевой стандарт мутности РП - регламент производства СтавНИПЧИ – Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт СПА – сухой питательный агар СПБ – сухой питательный бульон сут – сутки ТУ – технические условия ФГМ(к) – ферментативный гидролизат мяса классический ФГМ(у) – ферментативный гидролизат мяса ускоренный ФГС – ферментативный гидролизат сои ФГСБМ – ферментативный гидролизат соевых бобов на соевом молоке ФГСМ – ферментативный гидролизат соевого молока ФГСО – ферментативный гидролизат соевого обогатителя ФС – фармакопейная статья ФСП – фармакопейная статья предприятия ч – часы ЩГС – щелочной гидролизат мяса ЩГС – щелочной гидролизат сои ЭПР – экспериментально-производственный регламент ВВЕДЕНИЕ Актуальность темы. Организация эффективного эпиднадзора и предупреждение заболеваемости людей чумой остаются актуальными в настоящее время и осуществляются путем контроля за активностью природных очагов и заболевания. Для проведения бактериологического исследования носителей и переносчиков возбудителя чумы при обследовании энзоотичных по данной инфекции территорий, а также производства специфических профилактических препаратов требуются качественные чувствительные питательные среды, обеспечивающие потребности роста чумного микроба. Эффективность диагностики чумы и качество бактерийных препаратов во многом определяются полноценностью состава микробиологических сред. Разработка белковых гидролизатов, как основы для производства питательных сред, до настоящего времени привлекает внимание исследователей. В подавляющем большинстве случаев для научных и коммерческих целей применяют традиционные среды на основе мясного сырья. Условия его переработки с помощью гидролиза оказывают влияние на степень расщепления азотистых веществ. Согласно существующим методикам [25] гидролиз целесообразно вести в течение 8-14 дней. В случае массового проведения анализов в период эпидемий или стихийных бедствий, а также при внеплановом увеличении производства бактерийных препаратов, когда требуется дополнительное расходование питательных основ, такой метод ведения гидролиза оказывается неэффективным и трудоемким. Зачастую возникает потребность в ускоренном получении гидролизатов как основ для бактериологических сред. Культивирование чумного микроба на мясных средах в целом удовлетворяет требования бактериологов. Среды обеспечивают хороший проведения специфической профилактики этого рост при сравнительно небольших посевных дозах, не изменяют основных культуральных и биологических свойств микроорганизмов [7, 187]. Однако использование мяса в традиционных технологиях приготовления питательных сред увеличивает себестоимость последних, а при производстве бактерийных препаратов – и себестоимость конечного продукта. Поэтому очевидна необходимость поиска более дешевых источников белкового сырья. В последние годы при производстве биопрепаратов возрос интерес к растительному белку, источником которого является доступное и недорогое сырье. Кроме того, использование гидролизатов растений, как основы питательных сред, позволяет устранить риск случайного введения животных или человеческих патогенов [216]. Таким сырьем может служить соя, применение которой, по нашему мнению, в питательных средах является перспективным и экономически обоснованным. Известен опыт использования соевых гидролизатов в качестве основы питательных сред, применяемых для культивирования и диагностики чумного микроба [64, 212, 213]. Но, несмотря на положительные результаты, такие среды не нашли практического использования. Усовершенствование технологического процесса приготовления соевых гидролизатов и производство на их основе полноценных питательных сред, имеющих низкую себестоимость, является актуальным для практической бактериологии и выполнения производственных задач. Цель исследования: изучение возможности использования мясных гидролизатов, приготовленных ускоренным способом, и соевых основ при конструировании питательных сред, оценка возможности их использования для культивирования чумного микроба в диагностических целях и при производстве чумной живой вакцины. Основные задачи исследования:

- изучить возможность проведения ускоренного ферментативного гидролиза мяса с целью использования его при приготовлении питательных сред для чумного микроба;

- разработать технологию получения гидролизатов сои (бобов) и продуктов ее переработки как белковой основы питательных сред для культивирования возбудителя чумы и других микроорганизмов;

- определить физико-химические и биологические свойства белковых гидролизатов, полученных различными видами гидролиза;

- провести сравнительное изучение качества питательных сред на основе мясных и соевых гидролизатов, а также их сочетаний;

- изучить возможность полной или частичной замены мясных гидролизатов соевыми в составе питательных производстве вакцины чумной живой сухой. Научная новизна. Впервые предложено при конструировании питательных сред для культивирования чумного микроба использовать гидролизаты мяса, приготовленные ускоренным способом ферментативного расщепления. Проведен сравнительный анализ соевых гидролизатов, приготовленных ферментативным, кислотным и щелочным способами, по аминокислотному составу, физико-химическим и биологическим свойствам. На основе сравнительного изучения культуральных, физикохимических свойств и аминокислотного состава предложена технология приготовления питательных сред для культивирования чумного микроба из гидролизатов сои (бобов) и продуктов ее переработки. Оригинальность технологии доказывает патент Российской Федерации на изобретение № 2245362 «Питательная среда для культивирования вакцинного штамма чумного микроба». На основании сравнительной оценки ростовых качеств различных питательных сред для накопления биомассы чумного микроба показано преимущество использования комбинированных мясных и соевых питательных основ для приготовления питательных сред, предназначенных для получения жизнеспособной биомассы чумного микроба. Оригинальность технологии доказывает патент Российской Федерации № 2241033 сред, используемых при «Питательная среда для накопления биомассы вакцинного штамма чумного микроба». Экспериментально доказана возможность и экономическая целесообразность дальнейшего изучения использования в производстве чумной живой вакцины комбинированных питательных сред на основе ферментативного гидролизата мяса и ферментативного гидролизата сои. Практическая значимость работы. На основании полученных результатов экспериментальных данных по возможности использования ускоренного типа гидролиза для промышленного изготовления питательных сред подготовлена и утверждена ГИСК им. Л.А. Тарасевича нормативнотехническая документация: ЭПР № 1087-01 и ФСП 42-0397-2610-02 «Питательный агар для культивирования микроорганизмов, готовый к применению (агар Хоттингера);

ЭПР № 1088-01 и ФСП 42-0397-2539-02 «Питательный бульон для культивирования микроорганизмов, готовый к применению (бульон Хоттингера);

на разработанные препараты получены сертификаты производства № 000049 и № 000050 и регистрационные удостоверения № 003503/01 и № 003504/01 с разрешением их медицинского применения и промышленного выпуска. Материалы диссертации вошли в «Методические рекомендации по приготовлению питательной среды для культивирования чумного микроба на основе ферментативного гидролизата сои (бобов), контроль ее физикохимических свойств и ростовых качеств», «Методические рекомендации по использованию ферментативных культивирования жидких и плотных сои микроба», питательных (бобов и одобренные сред на основе для советом гидролизатов чумного соевого молока) ученым СтавНИПЧИ (протоколы: № 7 от 16.07.2003;

№ 4 от 27.04.2005) и утвержденные директором СтавНИПЧИ. Питательные среды, сконструированные на основе ферментативных гидролизатов мяса, полученных ускоренным способом, прошли комплексные испытания в Ставропольской государственной медицинской академии, в ЦГСЭН Карачаево-Черкесской республике, на Элистинской противочумной станции, ЦГСЭН в Кабардино-Балкарской республике, ЦГСЭН в Краснодарском крае. Во всех случаях получены положительные заключения, свидетельствующие о возможности применения разработанных сред в диагностических целях. Питательные среды, приготовленные на соевых основах, прошли комиссионную проверку на ростовые качества в лаборатории-изготовителе (лаборатории питательных сред), в лаборатории диагностических препаратов, лаборатории биолого-технологического контроля СтавНИПЧИ и признаны пригодными для культивирования чумного микроба и других микроорганизмов. Диссертационная работа выполнена в рамках государственной темы НИР № ГР 01200109084 «Оптимизация технологии получения питательных основ и сред из животного и растительного сырья, используемых для культивирования возбудителей ООИ и других микроорганизмов». Основные положения, выносимые на защиту 1. Питательные биологическим среды, приготовленные равноценны средам на из основе мясных мясного основ, ферментативного гидролизата, полученного ускоренным способом, по показателям подвергшихся ферментативному гидролизу традиционным методом, а также коммерческим аналогам. 2. Жидкие и плотные питательные среды, сконструированные на основе гидролизатов сои, обеспечивают полноценный рост и биохимические реакции возбудителя чумы и микроорганизмов тест-штаммов. 3. Оптимальной по показателю эффективности производственных питательных сред для культивирования чумного микроба гидролизатов мяса и сои с добавлением сульфита натрия. Апробация работы. Материалы диссертации доложены на VIII итоговой научной конференции молодых ученых и студентов (Ставрополь, является питательная среда, приготовленная из равных частей ферментативных 2000);

3-й научно-практической конференции НПО «Питательные среды» МЗ РФ «Разработка и производство диагностических сухих питательных сред и микротест-систем» посвященной (Махачкала, 50-летию 2001);

научно-практической научно«Эпидемиологическая конференции, Ставропольского исследовательского противочумного института безопасность на Кавказе. Итоги и перспективы» (Ставрополь, 2002);

научнопрактической конференции «Карантинные и зоонозные инфекции в Казахстане» (Алматы, 2002);

научно-практической конференции, посвященной 50-летию НПО «Питательные среды МЗ РФ «Разработки и стандартизация микробиологических питательных сред и тест-систем» (Махачкала, 2003);

научно-практической конференции «Естествознание и гуманизм» в честь 170-летия со дня рождения Г.Н. Потанина (Томск, 2005). Публикации. Основное содержание диссертации, выполненной в рамках НИР, отражено в 17 опубликованных работах (депонированы - 2, в материалах межгосударственных, Всероссийских конференций – 13, в патентах РФ на изобретения - 2). Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 158 страницах и состоит из введения, обзора литературы, трех глав собственных исследований, заключения, выводов и списка литературы, включающего 294 источника, в том числе 249 работ отечественных и 45 - зарубежных авторов. Материалы исследований иллюстрированы 18 таблицами и 14 рисунками.

ГЛАВА СОВРЕМЕННОЕ СОСТОЯНИЕ СРЕД ПРОБЛЕМЫ ДЛЯ ПРОИЗВОДСТВА ПИТАТЕЛЬНЫХ МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВНИЙ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ) Питательные среды являются основой исследовательской и производственной работы микробиологов и определяют ее успех. По мере развития микробиологической науки предложено множество вариантов сред. Плотные питательные среды, на которых при посеве удается распределить материал таким образом, что микробные клетки располагаются отдельно друг от друга, впервые в 1881 году применил Роберт Кох. Заслуга Коха заключается в глубоком научном подходе к проблеме, широком использовании питательных сред в собственных исследованиях. Им же предложен первый отвердитель – желатин, как компонент плотной среды. Привычный для современных микробиологов агар-агар еще в 1881 году предложила немецкая исследовательница Хессе, а в повседневную практику он был внедрен Фростом в 1919 году [167]. Агар-агар оказался более удобной твердой основой, которая универсальной. В производстве питательных сред в качестве белкового сырья применяют мясо, субпродукты, рыбу, казеин, кровяные сгустки, аминопептид, яичный белок, дрожжи, пептон. Используют и белки растительного происхождения - кукурузы, гороха, сои. Ферментацию проводят с помощью пепсина, панкреатина, а также поджелудочной железы [15, 16, 18, 25, 59, 75, 123, 165, 183, 204, 231, 289]. Белковое сырье, предназначенное для применения в производстве питательных основ, должно отвечать следующим требованиям: содержать максимальное количество полноценного белка, минимальное – жира, иметь высокую биологическую ценность, обладать хорошей растворимостью, отвечать требованиям соответствующих ГОСТов и обеспечивать экономическую эффективность применения. до настоящего времени является Особое внимание уделяется предварительной обработке белкового сырья, цель которой состоит в расщеплении белковых субстратов до аминокислот. Для этого применяют различные способы, в основе которых лежат физико-химические и биохимические реакции. Переработка белкового сырья осуществляется путем гидролиза химически и ферментативно. Полученные гидролизаты различных видов сырья, используемые в качестве питательных основ, имеют большое значение для производства питательных сред [85, 117, 178]. Химические способы обработки заключаются в воздействии на белки щелочей и кислот. Гидролиз кислотами приводит к разрыву всех связей, образующих структуру белка, и почти полностью превращает белок в смесь свободных аминокислот без эффекта рацемации. Однако в результате кислотного гидролиза почти полностью разлагается триптофан, частично серин, треонин, аспарагин, глютамин, а освободившийся аммиак образует соответствующую соль аммония. Щелочная обработка белков приводит к частичной рацемации аминокислот и разрушению цистина, метионина, цистеина. Однако треонин и триптофан при этом сохраняются полностью [6, 29, 33, 274]. Ферментативный высококачественных гидролиз гидролизатов по и сравнению мягкими с вышеупомянутыми созданием обработки, способами обладает рядом преимуществ, прежде всего, режимами максимально сохраняющими набор аминокислот нативных белков в доступной и активной форме [172, 199]. Питательные ферментативных факторов, среды, приготовленные с оптимальные на основе для белковых проявления гидролизатов добавлением ростостимулирующих обеспечивают условия физиологических особенностей микроорганизмов [43, 188, 269]. Для увеличения скорости роста микроорганизмов и большего выхода биомассы в питательные среды вводят стимуляторы роста. К их числу относятся аммоний молибденовокислый [90, 202], сульфит натрия, гемолизированная кровь [66, 86, 218], источники витаминов группы В – дрожжевые экстракты, аутолизаты, диализаты [9, 20, 233, 239, 244]. Улучшить условия культивирования бактерий можно путем добавления к питательным средам некоторых ионообменных смол [46]. 1.1 Среды на основе сырья животного происхождения и их существующих видом используемого приемлемого и разработка сырья, и его новых качеством, сырья использование при культивировании чумного микроба Совершенствование многом При определяется определении технологических процессов производства питательных основ и сред во химическим составом, биологическими свойствами. наиболее доступного животного и растительного происхождения тщательное внимание уделяют определению достаточно свидетельствует аминокислотному биологической ценности используемых продуктов. В высокой их степени о ценности и по отдельных содержанию субпродуктов состав. По незаменимых химический аминокислотный составу, особенно аминокислот, сердце, мозги, селезенка очень близки к мясу. По содержанию лизина, треонина, изолейцина, лейцина и фенилаланина сердце и селезенка практически не отличаются от мяса. Кроме того, в субпродуктах содержатся витамины группы В, пантотеновая кислота, биотин, ниацин [154]. В практике производства микробиологических питательных сред для культивирования различных микроорганизмов находят применение автолизаты и ферментолизаты селезенки [176, 237], ферментативные гидролизаты сердечной мышцы крупного рогатого скота [122]. Настой из сердца и мозга используется для выращивания стрептококков и гонококков [193]. Для выделения и культивирования патогенных грибов рекомендована, как наиболее подходящая, среда содержащая, кроме обычно используемых компонентов, еще и сердечно-мозговой экстракт [167].

Еще в 1926 году K.F Meyer и A.P. Batchelder [272] для диагностики чумы у грызунов предложили гормонную среду бычьего сердца, приготовленную с добавлением генцианвиолета и сульфита натрия. Ф.Б. Самсонов [180] занимался изучением характера роста чумного микроба на среде, приготовленной из гидролизатов печени и селезенки, взятых от теленка и собаки. В результате работы автор сделал вывод, что добавление лизатов этих органов значительно улучшает качество агара. Для получения вакцинных штаммов чумного микроба с повышенной устойчивостью к лиофилизации Н.В. Лопатина, Л.А. Наталич [120] использовали агар на основе селезенки с добавлением солей. При изучении выживаемости вакцинного штамма Yersinia pestis EV (Y. pestis EV), лиофилизированного в разных средах высушивания, суспензии микробных клеток готовили путем смыва микроорганизмов с поверхности селезеночного агара с добавлением белка пшеничных отрубей [119]. Перспективным микробиологической сырьевым практике источником является кровь для использования в сельскохозяйственных животных. Добавление крови и ее сыворотки широко используется при выращивании ряда микроорганизмов [116, 206, 208, 209]. Роль и значение их в составе питательных сред довольно разнообразно. Они обладают способностью адсорбировать и ингибиторные продукты метаболизма, и являются источником гемина, жирных кислот, необходимых для роста ряда микроорганизмов обеспечивают выявление протеолитических гемолитических свойств микробов. В данных, характеризующих аминокислотный состав крови крупного рогатого скота (КРС), можно отметить хорошую сбалансированность белков крови по фенилаланину, треонину, лизину, лейцину, валину, и недостаточную по метионину и изолейцину. Кроме того, кровь является богатым источником микроэлементов, особенно железа [154] и минеральных солей, так же содержит витамины группы В, витамины А, С, Д, Е, К [45].

Разработан метод получения бактериологического пептона с применением цельной крови КРС, и изучена возможность его использования в качестве питательной основы при выращивании микроорганизмов в различных питательных средах [70]. В качестве добавок, обеспечивающих рост нейссерий, предложены дефибринированная кровь (5 %) и растворимый гемоглобин (1 %) [167]. Комплексные среды, содержащие кровь, применяют при выращивании Helicobacter pylori [288]. Разработан новый способ приготовления жидкой питательной среды для культивирования лептоспир на основе дефибринированной крови кролика [42]. В микробиологической практике цельная кровь широко применяется в качестве питательной основы [101, 143, 230], а так же как стимулятор роста [107, 218]. Стимулирующее действие крови на рост чумного микроба при культивировании его на искусственных питательных средах изучено А.А. Безсоновой [17], Е.И. Коробковой [102], А.П. Ящук [249], M. Rochenmacher [284] и др. Авторами доказано, что добавление крови к питательным средам позволяет выращивать чумной микроб при малых посевных дозах без дополнительных стимуляторов роста. D. Herbert [265] рассматривает гемин не только как фактор роста, но и как вещество, способствующее процессу дыхания;

заметное улучшение роста чумного микроба наступает при добавлении к питательной среде даже очень незначительных концентраций крови. При выращивании чумного микроба на питательных средах с добавлением крови несколько лучше, чем на обычных средах, сохраняется его вирулентность. S. Sokhey [291] выращивал и хранил культуру возбудителя чумы на 5 % кровяном агаре, при этом вирулентность микроба сохранялась более 3 лет. Для культивирования чумного микроба предложены сухие среды из ферментативного гидролизата кровяного альбумина [190, 217] и сухой питательный бульон из белков крови [65, 155]. По данным авторов сухие препараты оказывают стимулирующее влияние на ростовые качества питательной среды для выделения чумного микроба и не уступают средам с добавлением свежей крови. Использование питательных сред на основе гидролизатов крови испытано и в производстве чумной вакцины. Однако данные среды не применяются в практике, т.к. по ростовым качествам все же уступают агару Хоттингера [211]. Поэтому внесение веществ-стимуляторов в питательные среды на основе гидролизатов крови обосновано и целесообразно. Состав этих комплексов должен подбираться и уточняться при культивировании конкретных микроорганизмов [45]. В качестве азотистого субстрата для изготовления питательных сред также могут служить рыба и морепродукты. Белки рыбы по своему строению и аминокислотному составу наиболее сходны с белками мяса. Концентраты рыбного белка меньше кальций. В 1964 году Л.А. Мартенс [126] предложила питательные среды из кислотного гидролизата рыбо-костной муки, деминирализованного анионитом ЭДЭ-10П. Исследования показали, что бульон из кислотного гидролизата рыбо-костной муки может с успехом заменять мясные и казеиновые среды для выращивания чумного микроба. Позднее Е.Э. Бахрах с соавт. [15] отмечали, что кислотные гидролизаты рыбо-костной муки могут быть использованы в качестве основы питательных сред при производстве чумной вакцины и диагностических препаратов. М.М. Меджидов с соавт. [130] в качестве питательных основ испытывали гидролизаты и автолизаты криля и светящегося анчоуса. Гидролизаты кильки и рыбной муки широко применяются при производстве сухих питательных сред [12]. З.З. Султанов с соавт. [196] разработали технологию получения сухого пептона из рыбы и рыбной муки. Гидролизаты содержат до 15 % растворимых фракций. Мясо рыбы содержит витамины В6 и РР. Из минеральных веществ преобладает калий, каспийской кильки являются диагностики сибирской язвы [160].

основой сухих питательных сред для В качестве дополнительного или основного сырья для приготовления микробиологических питательных сред возможно использование отходов морепродуктов [27]. Биохимический анализ состава ферментативных гидролизатов креветки, камчатского краба, исландского гребешка, кукумарии показал значительное количество незаменимых аминокислот, витаминов, микроэлементов, ценности. Белок ракообразных по питательной ценности не уступает белкам мяса животных. В процессе комплексной переработки ракообразных (креветки, криль, гаммарус и др.) возможно получение белкового гидролизата, выдерживающего сравнение с казеином и альбумином [157]. Использование рыбного сырья при получении основ питательных сред решает вопрос о замене мяса животных более дешевым сырьем. Молочные белки являются хорошими питательными субстратами для выращивания многих микроорганизмов. В частности широко используются пищевой казеин, казеинаты, сыворотка. Пищевой кислотный казеин в виде сухого желтоватого порошка является отходом молочной промышленности, характеризуется питательностью. Казеиновый перевар получают путем гидролиза казеина панкреатином. Такой гидролизат используют в составе бактериологических питательных сред широкого назначения [60, 78, 94, 95, 137, 138, 139]. Особенно много работ посвящено изучению возможности использования кислотных и щелочных гидролизатов казеина, которые полностью удовлетворяют потребностям чумного микроба [56, 63, 96, 145, 247, 248, 253, 266]. Авторы отмечали, что прибавление 1-5 % аутолизата дрожжей к средам из кислотного гидролизата казеина позволяет получить рост чумного микроба при посеве единичных клеток. И.И. Николаев с соавт. полноценным составом аминокислот и высокой свидетельствующих об их высокой биологической [153] применил бульон из кислотного гидролизата казеина для выращивания вакцинного штамма чумного микроба в производственных условиях. Д.А. Мохов, И.В. Маракулин [142] использовали питательные среды на основе панкреатического гидролизата казеина в качестве контрольных при выращивании штаммов продуцентов Ф1-анигена чумного микроба. Для идентификации чумного и псевдотуберкулезного микробов была предложена цветная дифференциальная среда (ЦДС) на основе гидролизата казеина с добавлением лактозы и метабисульфита натрия [37]. Данная среда по ростовым и дифференциальным свойствам не уступала средам на гидролизате Хоттингера, но была значительно дешевле и экономичнее. В Иркутском противочумном институте четыре из пяти коммерческих сред, выпускаемых ранее на казеиновых и мясных основах переведены на казеиново-дрожжевую основу, что значительно снизило их себестоимость [110]. Наиболее продуктивным и технологичным методом культивирования бактерий считается глубинное аппаратное выращивание в ферментерах с жидкими питательными средами на основе гидролизатов казеина [195]. По данным Р.М. Нечецкой с соавт. [150, 151] чумной микроб хорошо растет в условиях глубинного аэрирования на средах из сухого питательного бульона казеина. Применение глубинного метода выращивания в производстве вакцины позволило получить более высокий сбор микробной массы, при этом гидролизат казеина оказался очень подходящей средой культивирования чумного микроба в условиях аэрации в виду слабого пенообразования. Известно, что питательная ценность белковых основ во многом определяется количеством входящих в их состав пептидов. Клетки чумного микроба в первую очередь отсутствие свободные используют ди- и трипептиды и лишь в их Кроме того, использование аминокислоты.

питательных сред с большим содержанием низкомолекулярных пептидов позволило увеличить выход биомассы чумного микроба. Элюционные профили гидролизатов казеина показали наличие широкого спектра пептидов, в т.ч. пептидов, обладающих ростостимулирующей активностью [113]. В.И. Кузнецов, О.Г. Татарникова, Л.С. Липаева [156] получили гидролизат казеина при помощи иммобилизованного протосубтилина (сухого ферментного препарата) и апробировали его в качестве питательной основы в средах для диагностики чумы. Гидролиз 1 % раствора казеина проводили реакторным методом и в проточной колонке, заполненной ферментом. При оценке качества гидролизата казеина и питательных сред на его основе выход микробных клеток штамма Y.pestis EV НИИЭГ с 1 мл среды составил (1,3±0,1)х109 микробных клеток (м.к.) (в качестве контроля использован триптический гидролизат казеина, при этом выход микробных клеток – (1,5± 0,1)х109 м.к.). Пищевые и кормовые дрожжи находят широкое применение при изготовлении питательных сред как основной полуфабрикат для плотных агаровых сред, как в комплекс средах витаминов группы состава В, для в качестве биостимуляторов различного повышения эффективности роста некоторых микроорганизмов, требовательных к наличию этих витаминов. По своему химическому составу дрожжи представляют собой высококачественный питательный субстрат, довольно близкий к мясу. В дрожжах сочетается высокое содержание питательных веществ и витаминов. Сухое вещество дрожжей содержит до 50 % белка, а так же углеводы и минеральные вещества. Дрожжи обладают удовлетворительным аминокислотным составом. Они богаты лизином, содержат достаточное количество триптофана и треонина [166].

Белковые основы в виде гидролизатов дрожжей отличаются высоким содержанием углеводов [43]. Заменить мясные пептоны дрожжевыми аутолизатами предложил Н.И. Грязнов [55], а для изготовления сред, используемых в производстве вакцин, дрожжи впервые были применены в 30-е годы [235]. Н.А. Дмитриевская и М.Ф. Чеботаревич [61] для приготовления вакцин против коли-тифозных инфекций использовали прессованные дрожжи. При изготовлении сред дрожжи ставили на аутолиз при температуре 52 С на сутки. При этом авторы не отметили изменения вирулентности, агглютинабельности, подвижности микробов коли-тифозной группы, выращенных на дрожжевом агаре. Высокое содержание в дрожжевых аутолизатах факторов роста и других веществ позволяет использовать их при конструировании сред для микроорганизмов, обладающих высокими питательными потребностями [3]. По данным авторов для выращивания чумного микроба могут быть использованы дрожжевые аутолизаты в концентрации по аминному азоту почти на порядок меньше, чем в средах Хоттингера, при одинаковой эффективности культивирования и уровню синтеза антигенов. В своих исследованиях В.Н. Милютин с соавт. [137] использовали отвар белково-витаминного концентрата (БВК) из углеводородных дрожжей. Для роста чумного микроба к фильтрату отвара добавляли сульфит натрия, в результате получали рост чумного микроба из единичных клеток. Рядом авторов опубликованы данные об успешном применении кормовых дрожжей в качестве белковой основы биологических питательных сред. Кормовые дрожжи, выпускаемые в сухом виде, согласно утвержденным технологическим условиям, имеют продолжительный срок хранения, недороги, доступны. Наличие в кормовых дрожжах водорастворимых витаминов группы В, способных переходить в раствор при экстракции, побудило исследователей [19, 21] изучить возможность использования экстракта дрожжей в качестве ингредиента питательных сред для стимуляции бактериального роста. Авторы в своей работе применяли экстракт кормовых дрожжей, экстракт пекарских дрожжей, сухой биогенный стимулятор. Литературные данные 60-70-х годов [29, 30, 68] свидетельствуют об успешном использовании кормовых дрожжей при изготовлении питательных сред. Экстракт из кормовых дрожжей, получаемых на продуктах нефтепереработки, применяют для культивирования некоторых возбудителей особо опасных инфекций [140]. Диагностические среды для чумного микроба на основе экстракта из кормовых дрожжей успешно апробировали Л.И. Терентьев, Т.М. Архангельская [201], О.В. Шеремет [238]. Кормовые дрожжи являются наиболее перспективным непищевым сырьем для производства питательных сред. При гидролизе древесины образуется до 90 % глюкозы, и поэтому дрожжи, получаемые на гидролизатах древесины, называют еще «сахарными дрожжами». На основе гидролизата кормовых дрожжей созданы сухие питательные среды с добавлением глюкозы и витамина В1 [38]. Экстракты кормовых дрожжей широко применяются и в качестве стимулятора роста микроорганизмов, и как источник пуриновых и пиримидиновых оснований. Дрожжи могут быть использованы не только как добавочный компонент к средам, но и как их основа [163]. В.С. Суслова с соавт. [198] готовили питательную основу из пивных и пекарских дрожжей путем кислотного гидролизатов и ферментативного сконструированы гидролиза. сухие На основе полученных среды для дрожжевые культивирования и диагностики чумного микроба [36]. Т.В. Кондрашова, З.И. Васильева [100] применяли гидролизат кормовых дрожжей для производства бакпрепаратов против особо опасных инфекций. Н.Г. Авдеева с соавт. [3] применили дрожжевые аутолизаты, полученные из биомассы пекарских дрожжей, для приготовления питательных сред с целью культивирования чумного микроба и холерного вибриона. Нативные аутолизаты разводили до разных концентраций аминного азота и использовали для питательных сред. Результаты приготовлении жидких и плотных показали, что на плотных работы экспериментальных средах (содержание в них аминного азота 15 мг%) скорость роста отдельных колоний чумного микроба и показатель прорастания колоний были аналогичны таковым на средах Хоттингера (100 мг% аминного азота). Достаточность такого небольшого количества аминного азота в средах из дрожжевых аутолизатов объясняется хорошей сбалансированностью среды по другим важным питательным компонентам и веществам, обеспечивающим благоприятные осмотические условия. О.П. Фецайлова с соавт. [226], К.Б. Криваченко с соавт. [109] изучали возможность применения агаризованной среды ЧДС-37 на основе пекарских дрожжей для выращивания Y.pestis EV при температуре 37 °С. Данную среду успешно использовали при исследовании загрязненного материала. При получении диагностических питательных сред используют и комбинированные питательные основы. Сочетание различных источников азота позволяет взаимно дополнить их недостающими компонентами. В.А. Мельниковой с соавт. [132] разработана питательная среда для выделения бактерий рода Haemophilus, в состав которой входят аминопептид в комбинации (1:1) с кислотным гидролизатом казеина. Питательная среда, в состав которой входит мясная вода в сочетании с ферментативным гидролизатом крови, имеет постоянный аминокислотный состав и обеспечивает быстрый и стабильный рост листерий [104]. Комбинация источников азота – мясного и дрожжевого экстракта, была испытана при изучении биохимических свойств культуры Lactobacillus plantarum [293]. Наиболее благоприятными источниками азота для этого вида микроорганизмов, являются кукурузный экстракт (6 %) и ферментативный гидролизат кормовых дрожжей (5 %) [192]. Для детекции Salmonella typhi, а так же всех других бактерий рода Salmonella и Shigella требуется комбинированная среда, включающая высокие уровни пептона и мясного экстракта [273]. В.В. Зайцев, Ю.Г. Зелютков [71] разработали способ получения питательной среды для выращивания аэробных бактерий, включающий ферментативный гидролизат форменных элементов и сыворотки крови животных при смешивании полученных гидролизатов, содержащих 200-250 мг% и 170-220 мг% аминного азота соответственно, в соотношении 75:25 для сальмонелл, эшерихий, стрептококков;

50-60:40- – для листерий, пастерелл, кампилобактерий и 80:20 – для бруцелл и гемолитической палочки. Из всех перечисленных источников животного сырья наиболее разнообразным по химическому составу является мясо, в котором на долю белковых веществ, приходится 60-80 % сухого остатка. Белки мяса относятся к полноценным, содержат все незаменимые аминокислоты. Количество углеводов в мясе невелико. Они представлены гликогеном и глюкозой. Разнообразен минеральный состав мяса. В нем содержится Ca, Mg, Na, Cl, S, Fe, особенно много K и P. В мясе имеются водорастворимые витамины группы В, в липидной части содержится небольшое количество витаминов А и Д [6]. Основными продуктами из мяса животных, использующихся для изготовления питательных сред, являются мясная вода, мясной экстракт, ферментативные и кислотные гидролизаты [271]. Мясные питательные основы содержат наиболее полный набор компонентов, необходимых для роста микроорганизмов. Длительное хранение гидролизатов Хоттингера улучшает ростовые качества приготовленных из них сред. При этом для приготовления диагностических сред используют гидролизат со сроком хранения не менее 6 месяцев. Максимальный выход бактериальной массы при выращивании чумного микроба на агаре и бульоне наблюдается при употреблении гидролизатов со сроком хранения свыше трех месяцев [97]. Широкое применение гидролизата Хоттингера для конструирования самых разных питательных сред без дополнительного введения факторов роста объясняется наличием в нем пептидов различной молекулярной массы и большого набора аминокислот. Существенное значение имеет присутствие пуриновых и пиримидиновых нуклеиновых оснований, кислот, предшественниками образования и являющихся непременных участников синтеза белков микроорганизмов [187].

По сообщению S. Sokhei [291] с 1929 г в качестве питательной среды для приготовления вакцины Хавкина стали применять бульон из козьего мяса, подвергнувшегося гидролизу в кислой среде. Со времени введения метода глубинного выращивания и до настоящего времени бульон Хоттингера используется в вакцинном производстве как основная среда для выращивания чумного микроба [74, 103, 228]. На средах из ферментативного гидролизата по Хоттингеру было изучено влияние различных факторов и особенности культивирования чумного микроба в производстве чумной вакцины глубинным методом [210, 214]. Для определения питательные количества среды на живых основе микробных жидких и клеток используются лиофильновысушенных ферментативных гидролизатов мяса КРС [144]. И.А. Дятлов, О.А. Волох [67] для получения нового поверхностного антигена чумного микроба (s-белка), относящегося к s-слоям бактерий, для выращивания штамма Y.pestis EV использовали бульон или агар Хоттингера, а также бифазные системы агарбульон в соотношении 1:10. Л.И. Носкова с соавт. [155] с успехом применяла сухой бульон из гидролизата мяса по Хоттингеру для выращивания чумного микроба глубинным методом. Выход микробных клеток был не меньше, чем на обычном бульоне Хоттингера и отмечалось более интенсивное оседание микробной массы. Хорошие ростовые качества отмечены у питательных сред, приготовленных из сухих питательных бульонов на основе говяжьего мяса [151]. Оптимизированы технологические параметры производства сухих питательных сред, приготовленных на основе ферментативного гидролизата мяса [93]. На средах, приготовленных из переваров мяса по Хоттингеру, содержащих 3-100 мг/л железа, чумной микроб дает лучший рост, чем на средах с меньшим содержание железа [98]. Двухвалентные ионы железа входят в состав железопорфириновой группы цитохромов, регулируют активность каталазы и малатдегидрогеназы, являясь жизненно необходимым микроэлементом для роста многих микроорганизмов [40, 115, 181, 227, 255, 270, 277]. Отмечено влияние железа на рост и вирулентность чумного микроба [2]. Выявлена частая локализация иерсиний в печени как органе, богатом железом [268]. Т.В. Кондрашкова с соавт. [99] установили, что в процессе технологической обработки мяса теряется значительная часть железа и поэтому отмечается низкое качество нативного агара Хоттингера, требующее введение дополнительных стимуляторов роста. При изучении влияния условий культивирования при повышенной температуре на антигенный состав бактерий Y. pestis в качестве основы питательных сред был использован ферментативный гидролизат мяса, разведенный Вирулентные до необходимой в концентрации от аминного азота и [53]. других иерсинии, отличие авирулентных энтеробактерий, при выращивании на питательном агаре в течение 48 ч при температуре 37 °С образуют колонии меньшего диаметра, чем при температуре 26-28 °С [185]. При температуре 37 °С иерсиниям необходимо введение в питательную среду веществ, стимулирующих рост бактерий [260]. Их культивирование наиболее эффективно на средах, имеющих полноценную питательную основу, содержащую аминокислоты, пуриновые и пиримидиновые основания, витамины, микроэлементы. При подборе питательных сред для выделения микробов рода Все иерсиний перспективной оказалась среда, основой которой был перевар из мяса по Хоттингеру с аминным азотом 80-120 мг% и рН 7,0-7,2. изученные штаммы (сапрофиты и кишечный иерсиниоз, псевдотуберкулез, чума) через двое суток вырастали в виде колоний средней величины, типичной для каждого вида морфологии [177]. В.М. Степанов с соавт. [194] на испытывали агаровые среды с гемином, приготовленные мясных гидролизатах Хоттингера, содержащих 20-30 мг% аминного азота. Результаты исследований Е.Б. Смирновой [189] свидетельствуют, что оптимальной питательной средой для возбудителя чумы является агар Хоттингера с уровнем аминного азота 0,14±0,03 %, который обеспечивал рост 55 % посевной дозы тест-штамма. С 1931 года классический рецепт Хоттингера в практике приготовления сред для выращивания чумного микроба постепенно менялся. Исследователи стремились исключить из питательных сред дорогостоящие мясопродукты и заменить их другими белковыми субстратами [203, 207, 208, 246]. Высокая стоимость мяса, мясных и рыбных полуфабрикатов и их нестандартность побуждает проводить поиск стандартного и недорогого непищевого белкового сырья. 1.2 Растительное сырье как основа питательных сред Белки растений, как и других организмов, представлены необычайно большим числом компонентов с различным аминокислотным составом, который в совокупности представляет собой эталон сбалансированности белка в отношении незаменимых аминокислот [108]. Растительные белки, благодаря высокому содержанию белковых веществ, хорошим функциональным свойствам, низким содержанием жира, имеют высокую биологическую ценность. Почти половину растительного белка получают из зерновых культур. Однако белки зерновых неполноценны по составу важнейших аминокислот, чего нельзя сказать о белках зернобобовых культур. Среди возделываемых сельскохозяйственных растений внимание привлекает кукуруза, содержание белка в которой достигает 10-12 %. В микробиологии кукуруза используется в основном в виде сгущенного кукурузного экстракта. Известно, что кукурузный экстракт в своем составе содержит 18 аминокислот, в том числе все те, которые являются незаменимыми для роста и развития чумного микроба [62, 80]. В экстракте в больших количествах содержатся фосфор, калий и магний, а так же все необходимые для микроорганизмов микроэлементы, витамины группы В, ростовые вещества и биостимуляторы.

Успешное использование кукурузного экстракта в качестве основы питательной среды для выращивания чумного микроба в производстве вакцин впервые показано в работе А.А. Канчух с соавт. [80]. Авторы отмечают, что кукурузный экстракт по химическому составу представляет собой прекрасное сочетание аминокислот, углеводов и минеральных солей для роста возбудителя чумы. В кукурузном экстракте содержится также большое количество витаминов: рибофлавина, пантотеновой кислоты, пиридоксина, биотина, плацина. Авторы отработали оптимальные условия выращивания чумного микроба на 2 % гидролизате кукурузы с 0,1 % сульфита натрия. Кроме того, авторы испытывали различные концентрации кукурузного экстракта 0,5;

1,0;

2,0;

3,0;

4,0. Оптимальный выход живых микробных тел на средах наблюдался с 2 % кукурузного экстракта. При посеве на кукурузную среду чумной микроб не нуждался в добавлении сульфита натрия. В своей работе Н.Ф. Касаткин, Н.Г. Ованесов, В.И. Тынянова [84] использовали кукурузный экстракт в количестве 1 %, добавляя его к гидролизатам из мяса с целью улучшения качества плотных диагностических сред. Авторы установили, что концентрация кукурузного экстракта менее 0,5 % не оказывает существенного влияния на качество питательных сред, а 5 % - тормозит рост чумного микроба. Авторы провели сравнительное исследование по улучшению качества питательной среды при добавлении 1 % кукурузного экстракта и 0,5 % сарцинного стимулятора и установили, что стимуляторы, добавленные в разные серии агара, оказывали практически аналогичное действие. К.С. Гюлушанян, Э.А. Чернова, А.И. Тинкер, С.А. Угримов [58] разработали гидролизата комбинированную питательную среду, состоящую из кукурузного экстракта и аминопептида. Разработанный мясного перевара по комбинированный питательный агар из гидролизата кукурузного экстракта и аминопептида вполне может заменить агар из Хоттингеру с целью накопления биомассы чумного микроба для экспериментальных целей. Применение агаризованной питательной среды из ферментативного перевара кукурузного экстракта и продуктов гидролиза белковой природы (мясо, казеин) значительно повышало выход биомассы чумного микроба [59]. Наилучшими свойствами обладали ферментативные перевары по сравнению с кислотными и щелочными. На их основе автором была сконструирована высокопитательная кукурузно-казеиновая агаровая среда для выращивания биомассы в процессе производства чумной вакцины, приготовленная на основе двух частей ферментативного гидролизата экстракта кукурузного водорастворимого и одной части ферментативного казеина. В.Г. Майским с соавт. [125] разработана среда СМК на основе экстракта кукурузы, которая обладает высокой чувствительностью по отношению к бактериям чумы, обеспечивая типичную морфологию их роста. Бульон СМК так же высокочувствителен и дает больший выход биомассы, чем бульон Хоттингера. Среда СМК является оптимальной и для роста является стимулятором роста сибиреязвенного микроба [1]. Сгущенный кукурузный экстракт чумного, бруцеллезного, туляремийного микробов и холерного вибриона, а добавление кукурузного экстракта в плотные диагностические среды в концентрации 1 % заметно улучшает их качество. Такая среда может быть использована при проведении эпизоотологического обследования в очагах чумы Кавказа [34]. Экспериментально показано, что одномоментное дополнительное введение экстракта кукурузы в процессе культивирования сибиреязвенного микроба повышает урожайность культуры, увеличивая концентрацию клеток до 60-70 %. Введение экстракта снижает лизис и гибель клеток [133]. Кукурузная мука входит в состав питательных сред, предназначенных для исследования патогенных микромицетов и дрожжей [167]. Среды на основе вытяжки и экстракта кукурузы использовались для изучения ростовых свойств сибиреязвенного микроба [44] и холерного вибриона [129]. С целью расширения сырьевой базы для получения основ микробиологических питательных сред находят применение пшеничные отруби. Они содержат до 50 % углеводов, 10-12 % белка, в том числе важнейшие аминокислоты: метионин, цистин, аргинин, лизин, триптофан, а так же микроэлементы (натрий, калий, кальций, фосфор) и другие вещества [51]. На основе сернокислотного гидролизата белка пшеничных отрубей сконструированы высококачественные питательные среды для роста микроорганизмов кишечной группы, а так же чумного, туляремийного, сибиреязвенного микробов и холерного вибриона [83]. Авторы установили полноценность компонентного состава гидролизата и отметили его высокую биологическую эффективность. Н.В. Лопатина, Л.А. Наталич [120] использовали агар на основе гидролизата белка пшеничных отрубей для получения вакцинных штаммов чумного микроба с повышенной устойчивостью к лиофилизации. Как сырье для изготовления питательных сред и их основ применяются настои, вытяжки, гидролизаты из картофеля, моркови, свеклы, семян льна, гороха, фасоли, огурцов, фруктов и ягод, цитрусовых, пивное сусло, сливовый или морковный сок, сенной отвар, кокосовое молоко. Для уменьшения стоимости к питательным растворам часто добавляют весьма сложные смеси, такие как молочная сыворотка, патока, кукурузный настой или экстракт соевых бобов – дешевые отходы различных производств [28, 31, 92, 242]. Гидролизаты гороха исследованы в качестве питательной основы сред культивирования Bacillus anthracis [44]. В своей работе А.Г. Багмет [10] провел широкий производственный опыт по внедрению гороховых гидролизных сред для изготовления вакцин и диагностических биопрепаратов. Все биопрепараты, изготовленные на горохово-гидролизной среде, удовлетворяли требованиям необходимого производственного контроля, к тому же использование гороха значительно снижало себестоимость питательных ред. Для культивирования микобактерий применяются среды в состав которых одним из главных компонентов входит экстракт картофеля [77]. С.И. Бибергал, Л.Я. Калныня [23] разработали овощно-пептонную среду для выращивания различных бактерий. В качестве белкового субстрата использовали фасоль, содержание углеводов обеспечивали за счет пищевой свеклы, витаминов - за счет белой качанной капусты, моркови, свеклы. Позднее данная среда была апробирована для роста микробов рода сальмонелл, шигелл, энтеробактерий и установлено, что данную среду с успехом можно применять вместо мясо-пептонного агара, что экономически выгодно [11]. В.Н. Никитина с соавт. [152] применяли капустно-казеиновые среды, предлагая использовать их для диагностики пастеррелеза, бруцеллеза, сибирской язвы и ряда кишечных инфекций, а также в производстве вакцин и для получения микробной массы. Простая по составу рисовая среда, содержащая белый рис и деионизированную воду, используется для идентификации Microsporium audounii [167]. Г.П. Трошковой с соавт. [216] сконструирована бессывороточная питательная среда на основе гидролизатов растительных белков риса и сои и оценена возможность их применения для культивирования клеток Vero. Важным источником белка являются зеленые (Chlorella vulgaris) и сине-зеленые (Spirulina platensis) водоросли, которые характеризуются высоким содержанием белка по сумме аминокислот (45-60 %), хотя все водоросли дефицитны по серосодержащим аминокислотам и триптофану [52]. Установлено, что экстракт из морских водорослей может способствовать росту грибов [252]. Ферментативный гидролизат хлореллы используется в качестве основы питательных сред при культивировании Pseudomonas aeruginosa [8]. Сине-зеленая микроводоросль Spirulina platensis и комплекс ее метаболитов в культуральной жидкости, добавленные в питательный «голодный» 1,5 % агар в дозах 0,001;

0,1 и 10 мг/мл, оказывают стимулирующее действие на микроорганизмы. Проявление свойств стимуляции или подавления зависело от концентрации спирулины и комплекса ее метаболитов, а так же способа стерилизации питательных сред с добавлением этих веществ [48]. Гидролизат биомассы из сине-зеленых водорослей используется в качестве стимулирующих добавок при выращивании культуры Legionella pheumophila. Добавление щелочного гидролизата из сине-зеленых водорослей в питательные среды на основе железо-рыбного агара приводит к повышению в 1,5 раза выхода биомассы легионелл [54]. С.В. Титовой [205] были выявлены штаммы холерных вибрионов, способные длительно выживать и размножаться в присутствии зеленых водорослей. У Spirulina platensis выявлены неизвестные биологически активные вещества со стимулирующей и изучении действия взаимодействие ингибитора ингибирующей активностью [50]. При на вирусы бактерий с выявлено стимулятора) поверхностными микроводоросли (или структурами клетки или мембраной, что приводит к соответствующему воздействию на процесс адсорбции бактериофага и, следовательно, влияет на его размножение в бактериальной клетке. В последние годы внимание исследователей привлекла проблема использования в качестве белковой основы микробиологических питательных сред растительного белкового сырья. Из большого разнообразия предлагаемого сырья перспективными для лабораторного изготовления питательных сред является использование сои.

Важнейшими причинами повышенного внимания к использованию сои в качестве питательных основ являются ее доступность, уникальный химический состав, высокая биологическая ценность и низкая стоимость. Из всех возделываемых растений больше всего белка содержит соя. Для сравнения: в зерне пшеницы содержание белка не превышает 15 %;

в кукурузе – 10-12 %;

белок овса составляет 13-14 %;

гороха – 23-28 %, а сои – 36-48 % [47, 267, 294]. Различна и ценность белка этих культур. Суммарное содержание 8 незаменимых аминокислот в семенах зернобобовых культур в 2-4 раза выше, чем в зерне злаковых. Так, например, белки семян гороха имеют более сбалансированный (суммарный) аминокислотный состав (33,3 %) и соответственно большую биологическую ценность, чем белки пшеницы (27,4 %). В то же время белки семян сои – растения, относящегося также к семейству бобовых, обладают наиболее благоприятным среди видов бобовых аминокислотным составом (36,8 %). В связи с этим суммарный белок семян сои приближается по своей биологической ценности к некоторым белкам животного происхождения [191]. В соевом белке благополучно сочетаются все аминокислоты. Соевые белки характеризуются повышенным содержанием глютаминовой и аспарагиновой кислот, которые тесно связаны с углеводным обменом через цикл трикарбоновых кислот, поставляющих макроэргические связи. Соевый белок содержит также большое количество таких незаменимых аминокислот как лизин, лейцин аргинин [32]. Лизин является одной из наиболее дефицитных аминокислот в растительных белках. Белок сои содержит до 6,6 % лизина, в то время как белок гороха – 6,0 %, пшеницы – 2,6 %, кукурузы – 2,3 % [35]. По данным Ю.П. Мякушко [149] балансировка аминокислотного состава соевого белка вовсе необязательна, поскольку количество лизина в нем высоко, а суммарное содержание метионина и цистина (3,4 %) удовлетворяет потребность в серосодержащих аминокислотах. Химический состав сои отличается не только большим содержанием белка, но и наличием биологически активных веществ. Только витамина В соя содержит втрое больше, чем сухое коровье молоко. В2 - в шесть раз больше, чем в пшенице, ячмене, овсе, гречихе и в три раза больше, чем в зерне кукурузы. По данным Всесоюзного научно-исследовательского института витаминов в семенах сои содержится (мг%): каротина – 0,017-0,06;

тиамина (В1) – 0,15-3,0;

рибофлавина (В2) – 0,26-0,85;

никотиновой кислоты (РР) – 1,93-3,7. Соя в сравнении с мясом содержит почти в два раза больше фосфорной кислоты и в четыре раза больше минеральных веществ. В составе семян сои обнаружено (%): калия – 1,61;

натрия – 0,044;

кальция – 0,35;

магния – 0,19;

фосфора – 0,51;

железа – 0,012. Содержание микроэлементов в семенах сои составляет (мг/кг): меди – 12;

марганца – 28-32;

бора – 11-14;

цинка – 1442]. При отсутствии одного из перечисленных микроэлементов нарушается нормальное развитие микробной клетки. Микроэлементы входят в состав активных центров некоторых ферментов. Некоторые элементы, выполняющие роль катализаторов химических процессов, активируют рост и жизнедеятельность микроорганизмов [92]. В углеводную группу семян сои входят растворимые сахара (9-12 % массы семян), которые представлены сахарозой, раффинозой и стахиозой, крахмал (3-9 %), клетчатка (3-6 %), пектиновые вещества. Углеводы сои ценны тем, что большая их часть хорошо растворима в воде [149]. Питательные среды из соевых бобов стали применяться в практике средоварения более 70 лет назад. Д.С. Костырко, Ц.Х. Марьяш [105], Б.Г. Матвеевский [128], Н.И. Розанов [175], А.С. Шафран [234] использовали соевые среды для культивирования бактерий кишечно-тифозной группы, бруцелл, холерного вибриона и многих других микроорганизмов и изучали биохимические, морфологические и антигенные свойства культур, выращенных на этих средах. Они применяли в основном питательные среды, приготовленные из водных настоев, экстрактов и ферментативных пептонов сои. И.Г. Акимов и Л.Н. Нахимсон [4] предложили способ приготовления кислотного гидролизата сои. Однако на таких средах рост чумного микроба появлялся только при посевной дозе не менее 1 млрд. микробных клеток [64, 212]. Авторы изменили методику приготовления соево-кислотного гидролизата и применили его для приготовления противочумной вакцины. Н.З. Трофименко, Н.И. Колесинская, Л.И. Носкова [213] разработали среды из ферментативных гидролизатов соевых бобов для выращивания чумного микроба. Гидролизаты сои используются за рубежом в составе коммерческих питательных обезжиренной сред различного муки. назначения. Для Имеется и описание [276] запатентованного способа [287] соевой получения соевого выделения концентрата из дифференциальной диагностики возбудителей кишечного иерсиниоза применяют триптический соевый агар с добавлением 6 % дрожжевого экстракта [262]. Триптозный соевый бульон применяют при изучении воздействия антибиотиков на различные микроорганизмы [292]. Добавление соевого молока к молочной сыворотке при культивировании Lactobacillus acidophilus приводит к образованию веществ, ингибирующих рост Stafillococcus aureus и Escherichia сoli [281]. При выявлении морфологически отличных бактерий в образцах почвы в числе отобранных сред по их способности поддерживать рост большого числа бактерий был триптический соевый агар [251]. В последних изданиях Европейской фармакопеи и фармакопеи США предложена соевоказеиновая среда, в составе которой содержится 0,5 % папаинового гидролизата бобов сои и 1,5 % панкреатического гидролизата казеина [57]. На современном этапе развития микробиологии перспективен переход на питательные среды с соевой основой и в нашей стране. Это обосновано их стандартностью и и относительной дешевизной сои сои. В практике [167]. изготовления питательных сред преимущественное использование нашли ферментативные кислотные гидролизаты (пептоны) Ферментативный гидролиз сои осуществляют с помощью пепсина, папаина, панкреатина, а кислотный – соляной кислоты. Ферментативный гидролизат соевой муки содержит весь спектр незаменимых аминокислот, а так же низкомолекулярные активностью, что и пептиды, делает обладающие ростостимулирующей гидролизата в возможным использование производстве бессывороточных питательных сред [215]. Параметры последовательность технологических процессов приготовления пептона из сои разработаны З.З. Султановым с соавт. [197]. Получены лабораторные образцы с различными физико-химическими и биохимическими показателями. Л.Л. Лясоцкий, М.Е. Верхозина [121] использовали соево-казеинопептонную среду для выращивания инфузорий и возбудителя чумы, как самого требовательного из иерсиний к питательным веществам. Нормальная вегетация клеток чумного микроба на этих средах позволяет использовать их для изучения ассоциации микроорганизмов с простейшими. Триптоно-соевый Listeria и др. [118]. Наряду с бобами сои представляет интерес изучение продуктов их переработки – соевого молока, соевой муки и пищевого соевого обогатителя - окары. Окара представляет собой отжим бобов, являющихся отходом производства соевого молока и содержащий 13 % белка. Окара единственный растительный источник двухвалентного железа;

содержит значительное количество питательных веществ целой сои. Химический состав соевого молока колеблется в пределах (%): белка – 1,75 – 4,95;

жира – 0,3 – 3,35;

безазотистых экстрактивных веществ – 1,13 – 4,26;

золы – 0,38 – 0,6. Соевая мука содержит мало (0,8 %) крахмала. В количественном составе 0,5 кг муки по содержанию белка можно приравнять к 1,5 кг говядины. Одна из наиболее дефицитных аминокислот в растительных белках – лизин. В соевой муке лизина в 10 раз больше чем в пищевой муке и рисе. По содержанию лизина соевая мука не уступает сухим дрожжам и превосходит молочный порошок. Соевая мука является богатым источником витаминов комплекса В (кроме В12) [161]. агар с добавлением дрожжевого экстракта рекомендован для определения типичной морфологии и цвета колоний При выращивании Bacillus subtilis удовлетворяет физиологические в жидкой питательной среде на микроба и является основе гидролизата соевой муки было отмечено, что данная среда потребности стандартной и недорогой [164]. Для выращивания биокомпонентов при производстве биопрепаратов применяют сухую питательную среду соевой муки (КГСМ) [173]. При на основе кислотного гидролизата глубинном культивировании с использованием КГСМ в ферментерах были получены полноценные культуры микроорганизмов, пригодные для получения пробиотиков [174]. Таким образом, для выделения и культивирования микроорганизмов могут применяться среды из различного сырья. Располагая широким набором приемлемых субстратов, можно более эффективно осуществлять конструирование питательных сред различного назначения, и, прежде всего тех, которые смогут изготавливаться из доступных дешевых продуктов непищевого настоящего назначения времени отечественного и производства. как Замена важнейшее дорогостоящего сырья животного происхождения непищевым является до актуальным рассматривается направление научных исследований в области разработки и производства питательных сред. Следует обратить внимание на то, что конструирование сред можно осуществлять путем комбинирования основ, полученных из различного сырья и различными видами гидролиза. В этом случае можно добиться оптимального сочетания необходимых питательных компонентов в среде или обеспечить ее удешевление. Немаловажным условием является использование доступного и дешевого сырья. Применение сои в качестве белкового сырья позволяет снизить стоимость питательных сред не менее, чем в два раза. Кроме того, соя не является дефицитным региональным сырьем Ставропольского края. Анализ традиционными литературных для данных показывает, возбудителя что чумы наиболее являются В культивирования питательные среды на основе белков животного происхождения.

доступной нам литературе очень мало сведений об использовании сред на растительной основе для получения биомассы антигенов, являющихся в компонентами чумного микроба в препаратов. показывает производственных целях, при производстве вакцины или отдельных диагностических работе. Это Несмотря на дешевизну и высокое качество соевых сред, они так же мало используются экспериментальной целесообразность дальнейшего изучения возможности использования сои и продуктов ее переработки как исходного сырья при получении питательных сред для выращивания чумного микроба.

СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.1 Материалы исследования 2.1.1 Штаммы микроорганизмов В работе использован набор тест-штаммов, полученный из ГИСК им. Л.А. Тарасевича, вакцинный штамм чумного микроба Yersinia pestis EV (Y. pestis EV), вирулентный штамм Y. pestis 461, полученные из коллекционного центра Ставропольского научно-исследовательского института. Характеристика штаммов микроорганизмов представлена в таблице 1. 2.1.2 Реактивы, сырье При выполнении отдельных этапов работы использовали: агар-агар микробиологический (ГОСТ 17206-96);

натрий хлористый (ГОСТ 4233-77, чда);

натрий фосфорнокислый двузамещенный (ГОСТ 11773-76, чда);

натрий сернистокислый (ГОСТ 195-77, чда);

липоевая кислота (ФСП 42-0035-248302);

натрий углекислый (ГОСТ 83-79, чда);

натрий гидроокись (ГОСТ 432877, чда);

активированный уголь (ГОСТ 4453-74, ОУ-А);

хлороформ (ГОСТ 20015-88, высший сорт);

соляная кислота (ГОСТ 3118-77, чда);

поджелудочную железу крупного рогатого скота замороженную (ГОСТ 11285-93);

мясо говяжье (ГОСТ 7269-79, вырезка);

соя (бобы) (ГОСТ 1710988);

пищевой соевый обогатитель (окара) (ТУ 9146-027-10126558-98);

соевое молоко (ТУ 9146-025-10126558-98). 2.1.3 Питательные среды - питательный агар сухой (СПА), Махачкала, Россия;

НПО «Питательные среды», г.

- питательный бульон сухой (СПБ), НПО «Питательные среды», г. Махачкала, Россия;

Таблица 1.

Характеристика штаммов микроорганизмов, использованных в работе Характеристика штаммов № Наименование п/п микроорганизмов Морфологические и обозначение и тинкториальные Культуральные Биохимические штамма свойства свойства свойства 1 2 3 Типичные грамотрицательные неподвижные палочки, спор и капсул не образуют 4 На агаре Хоттингера обра-зует бесцветные, прозрач-ные, круглые, выпуклые колонии, диаметром 1,02,0 мм. 5 Ферментирует с образова-ние кислоты глюкозу, маннит, мальтозу, арабинозу. Не ферментирует лактозу, сахарозу, раффинозу, кси-лозу, дульцит. Образует индол. Не гидролизует мочевину. Ферментирует глюкозу, маннит, сахарозу, рамнозу, арабинозу, маннозу, лакто-зу, лизин, аргинин, орнитин. Не ферментирует дульцит, глицерин. Не разлагает глюкозу. На вторые сутки не разлагает крахмал, 1.

Shigella flexneri 1a8516 (Sh. flexneri 1 a 8516) 2.

Типичные грамотрицаShigella sonnei тельные неподвижные “S-form” ( Sh. sonnei “S- палочки. form”) На агаре Хоттингера обра-зует бесцветные, прозрач-ные, круглые, выпуклые колонии, диаметром 1,52,5 мм.

3.

Грамотрицательные На агаре короткие палочки. Хоттингера после Pseudomonas инкубации при aeruginosa 27/99 температуре (Ps. aeruginosa 27/99) 37±1°С в течение 22±2 ч образует колонии с сине-зеленым пигментом.

сахарозу, маннит, рамнозу, глицерин, лизин, аргинин, орнитин, дульцит, арабинозу, маннозу.

Продолжение таблицы 1 1 2 3 Грамотрицательные подвижные палочки 4 5 Штамм разлагает глюкозу, сахарозу, маннит, глицерин, арабинозу, маннозу, лизин, аргинин, орнитин. Не разлагает рамнозу, дульцит. Типичен по биохимичес-ким свойствам. Фермен-тирует глюкозу, мальтозу, сахарозу. Не разлагает крахмал, цистин, мочеви-ну. Восстанавливает нит-раты в нитриты. Ферментирует глюкозу, мальтозу, лактозу, сахаро На агаре Хоттингера после инкубации 4. Serratia при marcescens 1 температуре (S. marcescens 22±2 °С в 1) течение 22±2 ч образует колонии интен-сивного розовокрасного цвета. бульоне Грамположительные В диффузное полиморфные палочки. Часто помутнение через 46±2 ч 5. Corynebacterium преобладает инкубации xerosis 1911 (C. бочкообразная при форма. хerosis 1911) температуре 37±1 °С.

Грамположительные полиморфные 6. Streptococcus кокки, pyogenes Dick-1 расположенные В бульоне придоннопристеночный рост (воз (St. pyogenes цепочкой. Dick-1) можно слабое диффузное помутнение) через 46±2 ч инкубации при температуре 37±1 °С.

зу с образованием кисло-ты. Не ферментирует ман-нит, инулин, раффинозу.

Продолжение таблицы 1 1 2 3 Из агаровой культуры короткие грамотрица-тельные полиморфные, размером 0,3х0,1 мкм, в мазках из бульонной культуры биполярно окрашенные, распола-гающиеся цепочками, неподвижные палочки. Инкубированные при температуре 37±1°С на агаре образуют кап-сулу. Грамотрицательные палочки с закруглен-ными краями, неподвижные, размером 0,3х0,1 мкм. При тем-пературе 37±1°С на агаре образуют кап-сулу. 4 Колонии шероховатого типа с бугристым центром коричневого цвета и «кру-жевной» периферией. В бульоне агглютинативный рост с образованием рыхлого осадка на дне пробирки, без помутнения бульона. На агаре Хоттингера рН 7,2±0,1 со стимуляторами роста при температуре 27±1 °С дает рост колоний через 24±1 ч – «кружевные пла-точки», через 5 Штамм не разлагает рамнозу, сахарозу, лактозу и глицерин в течение 6 сут.

Вакцинный 7. штамм чумного микроба линии НИИГ штамм ЕВ Yersinia pestis EV (Y. pestis EV) 8. Yersinia pestis 461 (Y. pestis 461) Не разлагает лактозу, саха-розу, рамнозу. Редуцирует глюкозу, маннит, глице-рин, арабинозу, салицин.

48±1 ч – ко-лонии с шероховатым центром, коричневого цвета и кружевной зоной. На буль-оне Хоттингера – в виде придонного хлопьевидного осадка. - мясо-пептонный агар сухой (МПА), АООТ «Биомед» им. И.И. Мечникова, Россия;

- мясо-пептонный бульон сухой (МПБ), АООТ «Биомед» им. И.И. Мечникова, Россия;

- белковая питательная основа «Бактофок-МК», НПЦ «Гидробиос», Россия. 2.1.4 Лабораторные животные В опыте было использовано 100 морских свинок массой 250-300 г и 200 беспородных белых мышей массой 18-20 г, полученных из питомника СтавНИПЧИ (г. Благодарный) и прошедших 15-дневный карантин в виварии института. Во время проведения эксперимента белых мышей содержали по 6 животных в одной банке, морских свинок – по 1 шт. В процессе содержания животных поддерживали рекомендуемый режим питания согласно приказу № 1170 [168]. 2.2 Методы исследования 2.2.1 Получение питательных сред Плотные и жидкие питательные среды готовили по методам, изложенным в справочной литературе [25]. 2.2.2 Методы получения питательных основ 2.2.2.1 Ферментативный гидролизат мяса (ФГМ(к)) Ферментативный гидролизат из мяса получали в соответствии с РП № 1542-04 [170]. 2.2.2.2 Ускоренный способ получения ферментативного гидролизата мяса(ФГМ(у)) В варочный котел заливали 150 л водопроводной воды и доводили до кипения. Предварительно нарезанное мясо в количестве 100 кг загружали в кипящую воду и кипятили в течение 15 мин, в процессе кипения снимали жир. Затем подогрев прекращали и оставляли для отстаивания на 20 мин. Мясо измельчали, а мясную воду охлаждали до температуры 45±1С и корректировали величину рН до значения 8,5±0,1 натрием углекислым. Мясной фарш в количестве 79 кг и мясную воду 160 л, поджелудочную железу в количестве 16 кг помещали в реактор. В качестве консерванта в мясную воду добавляли хлороформ до конечной концентрации 1 %. Процесс гидролиза вели в реакторе при температуре 37±1 °С. Первые 2 ч смесь перемешивали механической мешалкой через каждые 15 мин, в дальнейшем – через 3 ч. Динамику процесса гидролиза контролировали путем определения аминного азота и по достижении его 0,5-0,7 % подогрев прекращали, перевар отстаивали. Отстоявшийся верхний слой гидролизата сливали в котел и выдерживали при температуре 100 С в течение 10 мин. Затем вручную фильтровали через тканевые фильтры. Сбор фильтрата вели в стеклянные баллоны емкостью 10 л. Для консервации добавляли хлороформ в количестве 1 % к объёму фильтрата, закрывали резиновыми пробками, этикетировали и транспортировали в холодовую камеру где хранили при температуре от 2 до 8 °С. 2.2.2.3 Кислотный (КГМ) и щелочной гидролизаты мяса(ЩГМ) Кислотный и щелочной гидролизаты мяса готовили по рецептуре, предложенной Ю.А. Козловым [92]. 2.2.2.4 Ферментативный гидролизат сои (ФГС) Взвешивали 0,5 кг соевых бобов, ссыпали в эмалированную кастрюлю, по верхний уровень бобов заливали водопроводной водой, подогретой до температуры 50 С. Бобы настаивали в течение 24 ч, меняя воду через каждые 2 ч. После последнего слива воды бобы заливали теплой водой в количестве 5 л и кипятили в течение 30 мин, затем охлаждали до комнатной температуры. Настой сливали в 15 л баллон, а бобы измельчали с помощью электромясорубки. Полученную пасту в количестве 1 кг помещали в баллон с настоем, туда же загружали 2 % измельченной поджелудочной железы и доливали водопроводной водой до 10 л. Доводили рН до 8,2±0,1 натрием углекислым. В качестве консерванта добавляли хлороформ в количестве 1 % к объёму жидкости. Баллон закрывали ватно-марлевой пробкой, тщательно перемешивали. Гидролиз вели при температуре 37±1 °С в условиях термокамеры. Содержимое баллона в течение суток перемешивали через каждые 20 мин. Об окончании гидролиза судили по прекращению нарастания аминного азота. После этого подогрев и перемешивание прекращали, гидролизат отстаивали. Отстоявшийся верхний слой гидролизата декантировали с помощью резинового шланга и фильтровали через полотняный фильтр. Сбор фильтрата вели в стеклянный баллон емкостью 10 л, для консервации добавляли хлороформ в количестве 1 % к объёму баллона, закрывали резиновой пробкой и транспортировали в холодовую камеру, где хранили при температуре от 2 до 8 С. 2.2.2.5 Ферментативный гидролизат соевого молока (ФГСМ) Необходимое количество соевого молока доводили до кипения и кипятили в течение 10-15 мин. Охлаждали до температуры 45-50 °С и устанавливали рН поджелудочной 8,2±0,1 с помощью натрия углекислого. Молоко баллоны, добавляли 2 перемешивали % и измельченной помещали в и 1 % хлороформа. Баллоны закрывали ватнопереливали в стеклянные железы марлевыми пробками, тщательно термокамеру при температуре 37±1 С. Первые сутки смесь перемешивали через каждые 15-20 мин, а в последующие через 1,5 ч. Гидролиз считали законченным после трехкратно полученных одинаковых результатов содержания аминного азота. После этого подогрев прекращали, гидролизат отстаивали. Фильтрация и хранение гидролизата была аналогична ФГС. 2.2.2.6 Ферментативный гидролизат соевых бобов на соевом молоке (ФГСБМ) 0,5 кг соевых бобов промывали в холодной проточной воде, после чего заливали холодной водопроводной водой и оставляли на 24 ч для набухания, меняя воду через каждые 2 ч. Затем воду сливали, бобы дважды пропускали через мясорубку. Полученную массу заливали 5 л соевого молока, нагревали до 100 С и кипятили 10-15 мин. Полученный отвар охлаждали до температуры 45±1 °С, подщелачивали натрием углекислым до рН 8,2±0,1 и переливали в 10 л баллон, куда добавляли 2 % предварительно измельченной поджелудочной железы и 1 % хлороформа. Содержимое баллона тщательно перемешивали, закрывали ватно-марлевой пробкой и помещали в термокамеру. Гидролиз вели при температуре 37±1 С до стабильного показания аминного азота. Дальнейшее ведение процесса аналогично ФГСМ. 2.2.2.7 Ферментативный гидролизат соевого обогатителя (ФГСО) Соевый обогатитель заливали холодной водопроводной водой из расчета 1:1,5, нагревали до температуры 100 С и кипятили в течение 15 мин. Полученную смесь охлаждали до температуры 45±1 С, устанавливали рН 8,1±0,1 натрием углекислым, добавляли 2 % измельченной поджелудочной железы и 1 % хлороформа. Для проведения гидролиза смесь помещали в термокамеру при температуре 37±1 °С. 2.2.2.8 Щелочной гидролизат сои (ЩГС) 1 кг соевых бобов заливали холодной водопроводной водой и настаивали 24 ч. После этого бобы измельчали и добавляли 2 л 1 % NaOH. Смесь настаивали при комнатной температуре двое суток, добавляли двойной объём воды и прогревали в автоклаве при температуре 120 С в течение 1 ч. После этого смесь охлаждали и нейтрализовали 1 % раствором соляной кислоты. Полученный гидролизат фильтровали, 2.2.2.9 Кислотный гидролизат сои (КГС) консервировали хлороформом и хранили в укупоренной посуде при температуре от 2 до 8 °С. 1 кг соевых бобов промывали и заливали водопроводной водой. Бобы настаивали 24 ч, измельчали и добавляли 2 л 1 % раствора соляной кислоты. Смесь помещали в термокамеру при температуре 50±1 С на 1 сут, после чего прогрев прекращали и настаивали в течение суток при комнатной температуре. Разбавляли двойным объёмом водопроводной воды и прогревали в автоклаве при температуре 120 °С 1 ч. После этого смесь охлаждали и нейтрализовали 1 % раствором NaOH. Полученный гидролизат фильтровали, добавляли 1 % хлороформа и хранили в укупоренной посуде при температуре от 2 до 8 °С. 2.2.3 Методы физико-химического контроля 2.2.3.1 Аминный азот определяли по ФС 42-3874-99 [219]. Для определения использовали 3 мл препарата (плотные среды предварительно расплавляли в кипящей водяной бане). 2.2.3.2 Общий азот измеряли в соответствии с МУ 4.1/4.2.588-96 [136]. 2.2.3.3 Процент расщепления белка определяли путем деления показателя аминного азота на количество общего азота. 2.2.3.4 Определение рН осуществляли в соответствии с «Методическими указаниями по применению физико-химических методов контроля питательных сред» [135]. 2.2.3.5 Хлориды определяли по ФС 42-3874-99 [219]. Для определения использовали 0,2 мл препарата. 2.2.3.6 Сухой остаток вычисляли в соответствии с «Методическими указаниями виде. по применению физико-химических методов контроля питательных сред» [135]. Плотные среды использовали в расплавленном 2.2.3. Прочность студня определяли в соответствии с «Методическими указаниями по применению физико-химических методов контроля питательных сред» [135]. Для определения использовали среды в расплавленном виде, подготовленные по п. 2.2.3.1. 2.2.3.8 Определение температуры плавления и температуры застудневания проводили по ГОСТ 26185-84 [41]. 2.2.3.9 Продолжительность плавления устанавливали при выдерживании бутылки с препаратом в кипящей водяной бане. Для определения использовали бутылку с максимальной расфасовкой препарата в конкретной серии. 2.2.3.10 Анализ микроэлементов, белка, глюкозы проводили с помощью биохимического анализатора “Stat-fax” (США), с применением наборов реагентов Ольвекс Диагностикум. 2.2.3.11 Анализ свободных аминокислот в исследуемых основах проводили с помощью автоматического аминокислотного анализатора ААА-3 (Чехия). Метод позволял определить содержание 16 аминокислот. 2.2.4 Методы биологического контроля Оценку качества сред по биологическим показателям проводили в соответствии с «Методическими рекомендациями к контролю питательных сред по биологическим показателям»[134] с помощью набора тест-штаммов, полученных из ГИСК им. Л.А. Тарасевича и Y. pestis EV. Для биологического контроля экспериментальных бульонов использовали: Sh. flexneri 1 a 8516;

C. xerosis 1911;

St. pyogenes Dick 1;

Y. pestis EV;

экспериментальных агаров Sh. flexneri 1 a 8516;

Sh. sonnei “S-form”;

Ps. aeruginosa 27/99;

S. marcescens 1;

Y. pestis EV. При этом изучали чувствительность среды, скорость и эффективность роста изучаемых микроорганизмов, морфологию колоний, стабильность изучаемых свойств культур. На этапах изучения накопительных свойств питательных сред определяли также жизнеспособность выращенных культур. 2.2.4. Показатели чувствительности и скорости роста микроорганизмов. Лиофилизированные культуры тест-штаммов Sh. flexneri 1 a 8516, Sh. sonnei “S-form”, Ps. aeruginosa 27/99, S. marcescens 1 из ампулы или культуры со среды хранения вносили в пробирку с питательным бульоном (СПБ), в пробирку и на чашку Петри с питательным агаром (СПА). Лиофилизированные культуры тест-штаммов C. xerosis 1911 и St. pyogenes Dick 1 из ампулы или со среды хранения высевали в пробирку и на чашку Петри с СПА, содержащим 5 % дефибринированной крови человека или животных. Посевы инкубировали в течение 18-24 ч при температуре 37±1 °С и при температуре 22±2 °С - для S. marcescens 1. Выросшую на питательной среде культуру каждого тест-штамма проверяли визуально на чистоту роста и отсутствие диссоциации. В дальнейшем проводили второй пассаж тест-штаммов для чего культуру каждого тест-штамма пересевали на две пробирки и на чашку Петри с питательным агаром (СПА), с добавлением сыворотки для C. xerosis 1911 20 % нормальной лошадиной и инкубировали в течение 18-20 ч при температуре 37±1 °С и температуре 22±2 °С - для S. marcescens 1. Выросшие культуры проверяли визуально на чистоту роста и использовали для контроля. Подготовку вакцинного штамма чумного микроба и Y. pestis 461 проводили по РП № 1542-04 [170]. Готовили взвесь культуры тест-штаммов в 0,9 % растворе натрия хлорида до конечной концентрации 1х109 м.к./мл по ОСО мутности (42-28-85 П) 10 единиц, после чего готовили 10-кратные последовательные разведения исходных взвесей для Sh. flexneri 1 a 8516, Sh. sonnei “S-form” и C. xerosis 191 - до 10-6, для St. pyogenes Dick 1 - до 10-4. По 0,1 мл микробной взвеси культуры тест-штаммов высевали на две чашки Петри с испытуемой питательной средой: Sh. flexneri 1 a 8516 и Sh.

sonnei “S-form” из разведения 10-6, Ps. aeruginosa 27/99 и S. marcescens 1 из суспензии, соответствующей 10 единицам ОСО мутности (42-28-85 П), и стерильным шпателем распределяли взвесь по поверхности среды. Инкубировали в течение 18-20 ч при температуре 37±1 °С и температуре 22±2 °С - для S. marcescens 1. По 0,5 мл взвеси культуры C. xerosis 1911 и St. pyogenes Dick 1 вносили в 3 пробирки с 10,0 мл испытуемого питательного бульона. Для образования индола в каждую из двух пробирок с испытуемой средой засевали одну бактериологическую петлю (2 мм) агаровой культуры тест-штамма Sh. flexneri 1 a 8516 и под пробку закладывали индикаторную бумажку, пропитанную реактивом Эрлиха, розовеющую при образовании индола. Выращивали в течение 18-24 ч при температуре 37±1 °С. Для биологического контроля питательных сред с помощью тестштамма Y. pestis EV готовили взвесь культуры в 0,9 % растворе натрия хлорида до конечной концентрации 1х109 м.к./мл по ОСО мутности (42-28-85 П) 10 единиц, после чего проводили 10-кратные последовательные разведения исходных взвесей до 10-7 м.к./мл. Бактериологическую взвесь высевали в трех повторах на чашки Петри с испытуемой средой по 0,1 мл из посевной дозы 10-6, 10-7 м.к./мл и по 0,1 мл в пробирки с 10 мл испытуемого бульона из разведений 10-5, 10-6 м.к./мл. Характер роста оценивали через 24 и 48 ч инкубации при температуре 27±1 °С. При оценке критериев пригодности плотных и жидких сред руководствовались соответствующими инструкциями [76, 134]. Результаты учитывали визуально путем подсчета выросших колоний и оценки их морфологии с помощью светового микроскопа, а также микроскопией мазков, приготовленных из двухсуточных агаровых и бульонных культур и окрашенных по Граму. При изучении морфологии колоний учитывали их размер, цвет, форму и структуру. Контроль опытов осуществляли аналогичным высевом взвеси тестштаммов в тех же дозах на заранее проверенные среды высокого качества.

2.2.4.2 Контроль стерильности осуществляли путем визуального просмотра каждой бутылки с препаратом в количестве не менее 10 % от серии после выдерживания при температуре 37±1 С в течение 44-48 ч и последующих 14 сут при комнатной температуре. 2.2.4.3 Определение количества живых микробных клеток Жизнеспособность культуры Y. pestis EV определяли отношением количества выросших колоний на изучаемой серии питательной среды к количеству засеянных микробных клеток, выраженном в %. 2.2.4.4 Иммуногенность Иммуногенность определяли по величине ЕД50 в тесте активной защиты морских свинок и белых мышей от летального действия вирулентной культуры. Опыт проводили по методике, изложенной в РП № 1542-04 [170]. ЕД50 вычисляли по формуле: lg ЕД50= lg DN - ( Li-0,5), где: - логарифм кратности разведений;

lg DN – логарифм максимальной иммунизирующей дозы;

Li – отношение числа животных, выживших при иммунизации данной дозой, к общему числу, которым эта доза была введена;

индекс i соответствует номеру дозы, если считать наименьшую из испытанных доз первой;

Li – сумма значений Li, найденных для всех испытанных доз. 2.3 Методы статистической обработки материала Группировку первичных данных, вычисление средних величин, достоверности различий полученных результатов проводили на IBM PC 550, используя компьютерную обработку программой биометрии [114]. Excel 7.0 по методам ГЛАВА СОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ ТЕХНОЛОГИИ ПОЛУЧЕНИЯ ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕД НА ОСНОВЕ ЖИВОТНОГО СЫРЬЯ Проведение микробиологических исследований и необходимость получения достоверных результатов предполагает наличие чувствительных стандартных питательных сред. Для изучения и культивирования чумного микроба чаще всего применяют бульон и агар Хоттингера, приготовленные из мясных гидролизатов. Известно, что качество сред во многом определяет не только используемое сырье, но и способ получения питательных основ. Степень расщепления азотистых веществ мясного белка зависит от условий проведения гидролиза (продолжительности, количества фермента, реакции среды, температуры) и варьирует в широких пределах, благодаря чему изменяется отношение общего азота к аминному в конечных продуктах гидролиза. Согласно нормативным документам по приготовлению и контролю качества питательных сред [22, 169] и регламента производства вакцины чумной живой сухой [170] питательные основы подвергаются глубокому гидролизу. Гидролиз считается завершенным, если уровень аминного азота составляет 0,8-1,0 %, и эти показатели не меняются в течение нескольких промежуточных определений. Проведение полного гидролиза трудоемко и занимает от 8 до 14 сут. Кроме того среды, приготовленные из свежих гидролизатов, не обеспечивают рост чумного микроба. И лишь длительное хранение мясных гидролизатов глубокой степени расщепления улучшает ростовые качества приготовленных из них сред. Двухлетнее «созревание» дает возможность использования мясных гидролизатов в качестве основ диагностических сред [97]. Необходимость большого числа бактериологических исследований в связи с возникновением вспышек инфекционных болезней, развитием эпидемического процесса или другими обстоятельствами требует значительного количества питательных сред. Это приводит к внеплановому увеличению производства последних, что связано с дополнительным расходованием полуфабрикатов, в число которых входят мясные основы. Указанное определило необходимость разработки ускоренных и оценки способов получения ферментативных мясных гидролизатов применяющихся в общемикробиологичсекой практике. 3.1 Разработка ускоренного способа приготовления ферментативных мясных гидролизатов В качестве сырья для приготовления ферментативных гидролизатов ускоренным способом использовали мясо говядины, которое подвергали гидролизу ферментами поджелудочной железы при температуре 37±1 С в течение 24, 48 и 72 ч по 5 серий при каждом режиме. В процессе гидролиза контролировали рН и величину аминного азота. По окончании гидролиза определяли содержание общего азота и степень расщепления белка. Результаты исследования представлены в таблице 2. Было установлено, что максимальную степень расщепления белка, количество общего и аминного азота, наблюдали через 72 ч гидролиза. Следует отметить, что через 24 и 48 ч гидролиза указанные показатели также были достаточно высокими. При дальнейшем хранении гидролизатов, приготовленных ускоренным способом, наблюдалось повышение аминного азота, что свидетельствовало о продолжающемся остановки гидролиза полученные термической обработке процессе расщепления белка. Для питательные основы подвергали возможности их использования для приготовления питательных сред, при температуре 100 С в течение 10-15 мин.

Проведенная термообработка способствовала не только инактивированию ферментов, но и лучшему отделению остаточных белков и тем самым улучшала последующую фильтрацию надосадочной жидкости.

Таблица 2. Физико-химические показатели ферментативных гидролизатов мяса, приготовленных ускоренным способом Количество Время серий гидролиза, гидролизата ч Начало гидролиза 5 2 12 24 Начало гидролиза 5 2 12 24 34 48 Начало гидролиза 5 2 12 34 48 64 72 рН 8,0±0,1 7,8±0,1 7,4±0,1 7,4±0,1 8,2±0,1 7,7±0,1 7,4±0,1 7,3±0,1 7,3±0,1 7,2±0,1 8,1±0,1 7,6±0,1 7,5±0,1 7,3±0,1 7,3±0,1 7,3±0,1 7,2±0,1 Аминный азот, % 0,13±0,01 0,24±0,01 0,47±0,02 0,52±0,02 0,13±0,007 0,24±0,01 0,41±0,02 0,53±0,02 0,59±0,01 0,61±0,01 0,12±0,01 0,25±0,01 0,45±0,02 0,58±0,01 0,60±0,01 0,68±0,01 0,71±0,04 Общий азот, % ---------0,91±0,01 ---------------0,99±0,02 ------------------1,08±0,01 Степень расщепления, % ---------0,56±0,01 ---------------0,60 ±0,01 ------------------0,64 ±0, Обозначения: (---) - исследования не проводились Помимо ферментативного ведения гидролиза существует химический способ – с помощью кислот или щелочей. В зависимости от способа расщепления белка можно получить различные питательные основы, отличающиеся друг от друга наличием белковых фракций и степенью их расщепления, а также содержанием минеральных веществ и других факторов роста.

3.2 Сравнительная характеристика мясных основ, полученных ускоренным способом ферментации, в сравнении ферментативным и химическим видами гидролиза В используют зависимости от цели среды, бактериологического приготовленные как исследования на основе питательные с классическим ферментативных гидролизатов, так и химических. Кроме того, производство химических гидролизатов более выгодно экономически по сравнению с ферментативными. Поэтому целесообразно проведение сравнительной характеристики полученных нами ускоренным способом гидролизатов не только с ферментативными гидролизатами, изготовленными традиционным способом, но и с питательными основами, подвергшимися химическому расщеплению. Гидролизаты получали с помощью кислотного, щелочного и ферментативного гидролиза. Сравнение мясных основ проводили по физикохимическим параметрам, аминокислотному составу, а также по биологическим свойствам полученных из них питательных сред. 3.2.1 Определение физико-химических свойств питательных основ Полученные разными способами гидролизаты изучали, прежде всего, по физико-химическим свойствам (табл. 3). Питательные основы, приготовленные из одного и того же сырья, но различными способами, отличались друг от друга по всем определяемым показателям, но были сходны во всех сериях, полученных одинаковым способом. Самый высокий уровень как общего (1,31±0,03 %), так и аминного (0,92±0,05 %) азота отмечен в мясных основах, подвергшихся классическому ферментативному гидролизу, соответственно и расщепление белка в данном случае было максимальным. Процесс ферментации в ускоренных основах был остановлен при достижении аминного азота 0,71±0,01 %. При этом общий азот в них составил 1,08±0,01 %, что было ниже показателя кислотных гидролизатов, но на 0,03 % выше щелочных (p<0,05). Ферментативные классические гидролизаты превосходили кислотные и щелочные также по содержанию кальция (0,038±0,002 г/л), калия (0,81±0,03 г/л) и железа (8,7±0,2 г/л), но количество хлоридов в них было Таблица 3. Физико-химический состав гидролизатов мяса, приготовленных различными способами Способ гидролиза Колич ество серии Контролируемые рН Азот общий, % Азот аминный % Расщепление белка, % 0,56±0,01 0,60±0,01 0,64±0,01 0,70±0,02 K, г/л показатели Na, г/л (M±m) Fe, г/л Cl, г/л Глюкоза, г/л Ca, г/л Ферментативный ускоренный (24 ч) Ферментативный ускоренный (48 ч) Ферментативный ускоренный (72 ч) Ферментативный классический (14сут) 5 5 5 7,4±0,1 0,91±0,01 0,52±0,02 7,2±0,1 0,99±0,02 0,61±0,01 7,2±0,1 1,08±0,01 0,71±0,01 7,3±0,2 1,31±0,03 0,92±0, 0,76±0,03 0,74±0,04 0,79±0,02 0,81±0, 4,65±0,10 4,70±0,9 4,77±0,11 4,82±0, 0,036±0,001 8,5±0,1 0,034±0,001 8,4±0,3 0,039±0,001 8,6±0,1 0,038±0,002 8,7±0, 0,49±0,03 0,49±0,02 0,50±0,02 0,50±0, 1,13±0,04 1,19±0,02 1,14±0,01 1,13±0, Кислотный 7,0±0,2 0,98±0,09 0,55±0, 0,55±0, 0,75±0, 5,51±0, 0,034±0,001 7,2±0, 0,92±0, 1,19±0, Щелочной 7,5±0,1 1,09±0,03 0,49±0, 0,56±0, 0,66±0, 3,63±0, 0,028±0,004 5,4±0, 0,42±0, 1,11±0, минимальным и составляло лишь 0,50±0,06 г/л. По содержанию натрия (4,77±0,11 г/л), железа (8,6±0,1 г/л) и хлоридов (0,50±0,02г/л) гидролизаты, приготовленные ускоренным способом, были практически равноценны классическим ферментным основам. Содержание в них калия (0,79±0,02 г/л) было выше, чем в кислотных и щелочных гидролизатах, но ниже, чем в классических. Количество кальция (0,034±0,001 г/л) и глюкозы (1,19±0,02 г/л) после 48 ч ферментации было таким же, как в кислотных гидролизатах. Кислотные гидролизаты отличались от других максимальным уровнем хлоридов (0,92±0,07 г/л) и натрия (5,51±0,11 г/л). В мясных основах, подвергшихся щелочному гидролизу, все изученные показатели были ниже, чем в кислотных и ферментативных гидролизатах (p<0,05), за исключением общего азота, содержание которого во всех сериях щелочного составляло 1,09±0,03 %. Следует отметить, что существенных отличий физико-химических показателей, позволивших бы выявить преимущество питательных основ, приготовленных различными способами, в том числе ускоренным, не выявлено. Тем не менее, по большинству физико-химических показателей мясные основы, подвергшиеся ферментативному и ферментативному ускоренному гидролизу, превосходили кислотные и щелочные гидролизаты. 3.2.2 Аминокислотный состав кислотных, щелочных и для гидролизата было выше, чем в кислотных и ферментативных гидролизатов Физико-химические свойства гидролизатов, используемых приготовления микробиологических сред, несомненно, являются важным критерием их качества. Однако они не могут свидетельствовать об обеспечении питательных потребностей микроорганизмов, культивируемых на средах, приготовленных на данных питательных основах. В связи с этим нами изучен качественный и количественный аминокислотный состав мясных гидролизатов, полученных различными способами. Анализ аминокислот проводили в трехкратном повторе каждой серии. Исследованиями установлено, что продуктами гидролиза белка мясных основ является достаточно широкий набор аминокислот, изолейцин, представленный 16 видами: аспарагиновая и глютаминовая кислоты, треонин, серин, пролин, глицин, аланин, валин, метионин, состав аминокислот лейцин, тирозин, фенилаланин, гистидин, лизин, аргинин. Максимальный наблюдали при ферментативном (классическом) расщеплении мясного белка (рисунок 1).

9 8 Концентрация аминокислот, г/л 7 6 5 4 3 2 1 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 1. Аминокислотный состав ФГМ(к) Количественный состав аминокислот в мясных основах также зависел от типа проведенного гидролиза. В ферментативных гидролизатах, по сравнению с кислотными и щелочными, было выше содержание большинства аминокислот, г/л (рис. 1, 5, 6): – треонина (6,11±0,3);

серина (7,82±2,3);

пролина (5,13±0,1);

глицина (6,67±1,4);

аланина (7,67±2,4);

валина (7,81±1,9);

метионина (2,37±0,8);

лейцина (8,91±1,0);

фенилаланина (3,50±0,2) и тирозина (2,15±0,09).

8 7 Концентрация аминокислот, г/л 6 5 4 3 2 1 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 2. Аминокислотный состав ФГМ(у) 24 ч Ферментативные гидролизаты, приготовленные ускоренным способом (рисунки 2-4), по общему содержанию выявленных аминокислот уступали классическим в 1,2 раза, что обусловлено преждевременной остановкой и более низким содержанием аминного азота. В то же время за 72 ч ферментации общий прирост аминокислот составил 18 %. Гидролизаты содержали все выделенные аминокислоты, характерные для ФГМ(к). По количеству валина (7,81±1,7 г/л), изолейцина (3,72±0,12 г/л), пролина (5,02±0,1 г/л) и метионина (2,1±0,3 г/л) ускоренные ферментативные гидролизаты (72 ч) были равнозначны классическим. Содержание лейцина и лизина в них было также достаточно высоким и составляло соответственно 7,2±0,9 г/л и 7,54±0,23 г/л, а количество аспарагиновой кислоты (4,42±0,01 г/л), тирозина (1,9±0,03 г/л), фенилаланина (2,3±0,05 г/л), аланина (5,36±1,2 г/л), глицина (5,01±1,01 г/л) и пролина (5,02±1,4 г/л) было выше, чем в кислотных и щелочных гидролизатах.

8 7 Концентрация аминокислот, г/л 6 5 4 3 2 1 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 3. Аминокислотный состав ФГМ(у) 48 ч 8 7 Концентрация аминокислот, г/л 6 5 4 3 2 1 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 4. Аминокислотный состав ФГМ(у) 72 ч Основы, подвергшиеся кислотному расщеплению (рисунок 5) отличались от других повышенным количеством в них гистидина – 1,25±0,03 г/л;

содержание аргинина (1,50±0,1 г/л) и аланина (3,10±0,01 г/л) в них было такое же, как при щелочном гидролизе, а аспарагиновой кислоты и тирозина составляло 4,40±0,01 г/л и 1,7±0,2 г/л соответственно.

7 6 Концентрация аминокислот, г/л 5 4 3 2 1 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 5. Аминокислотный состав КГМ В щелочных гидролизатах в относительно большем количестве представлен треонин 6,73±1,3 г/л. По большинству количественных показателей аминокислот кислотные гидролизаты превосходили щелочные (рисунки 5, 6), но содержание глютаминовой кислоты и валина в них было ниже, чем в щелочных питательных основах.

7 6 Концентрация аминокислот, г/л 5 4 3 2 1 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 6. Аминокислотный состав ЩГМ Итак, по качественному и количественному составу аминокислот имеет превосходство ферментативный вид расщепления белка. Количественное содержание аминокислот в гидролизатах, полученных ускоренным способом, было несколько ниже, чем в основах, приготовленных классическим способом ферментации, но существенно выше (p<0,05), чем в химических гидролизатах. Однако о приемлемости выбора типа гидролиза и связанного с ним набора аминокислот в окончательной степени могут свидетельствовать лишь питательные потребности микроорганизмов, для культивирования которых используются среды на основе полученных мясных гидролизатов. 3.3 Качественная оценка питательных сред, приготовленных на основе кислотных, щелочных и ферментативных гидролизатов мяса 3.3.1 Характеристика сред по биологическим показателям Биологические показатели кислотных, щелочных и ферментативных гидролизатов оценивали путем культивирования микроорганизмов тестштаммов и возбудителя чумы на жидких и плотных питательных средах, приготовленных из полученных мясных основ. Каждую серию изучаемых гидролизатов предварительно разводили дистиллированной водой до конечного показания аминного азота 0,14±0,03 %. На их основе готовили агар и бульон Хоттингера, рН 7,3±0,2. Среды стерилизовали при 1 атм в течение 30 мин, после чего агар разливали по 20 мл в чашки Петри, бульон – по 10 мл в пробирки. Оценку качества сред по биологическим показателям проводили в соответствии с методикой, описанной в разделе 2.2.4. Опыты с каждой серией всех полученных гидролизатов по определению чувствительности питательных сред проводили в пятикратном повторе. В результате изучения ростовых качеств жидких питательных сред, приготовленных установлено, что на основе кислотных, щелочных, от ферментативных используемой классических и ферментативных ускоренных (24-72 ч) гидролизатов мяса, все бульоны, независимо вида питательной основы, обеспечивали во всех опытных пробирках через 22±2 ч равномерное помутнение при культивировании Sh. flexneri 1a 8516, через 46±2 ч равномерное диффузное помутнение при росте C. xerosis 1911, придонно-пристеночный рост St. pyogenes Dick 1 и агглютинабельный рост Y. pestis EV в виде мелких хлопьев с рыхлым осадком на дне пробирки с прозрачным столбиком бульона. По данным экспериментов, проведенных на плотных питательных средах, отмечена максимальная чувствительность агаров, приготовленных на основе ферментных гидролизатов. При этом основы с ускоренным типом ферментации в составе питательных сред по ростовым качествам не уступали классическим (табл. 4).

Таблица 4. Чувствительность плотных питательных сред на основе кислотных, щелочных и ферментативных гидролизатов мяса Основа питательной среды (гидролизат) Кислотный Щелочной Ферментативный (к) Ферментативн ый (у) 24 ч Ферментативн ый (у) 48 ч Ферментативн ый (у) 72 ч Количество выросших колоний (М±m) Sh. flexneri Sh. sonnei Ps. S. 1 a 8516 “S-form” aeruginosa marcescens 27/99 1 30±0,2 32±0,2 32±0,1 31±0,2 23±0,1 46±0,6 41±0,2 43±0,2 46±0,4 21±0,1 45±0,3 42±0,2 44±0,5 43±0,1 23±0,4 47±0,3 43±0,1 45±0,3 46±0,4 22±0,1 48±0,3 45±0,3 48±0,5 46±0,3 Y. pestis EV 30±0,2 29±0,1 57±0,4 53±0,4 54±0,2 56±0, Обозначения: М – среднее количество выросших колоний m – ошибка в определении среднего количества колоний (к) - классический гидролизат (у) - ускоренный гидролизат Среды на основе ФГМ(к) и ФГМ(у) обеспечивали количественно больший рост исследуемых тест-штаммов: культуры Sh. flexneri 1 a 8516 и Sh. sonnei “S-form” через 22±2 ч инкубации при температуре 37±1 С формировали бесцветные, прозрачные, круглые колонии диаметром 1,0-2,0 мм в количестве 46±0,6 и 43±0,1 от посевной дозы;

Ps. aeruginosa 27/99 и S. marcescens 1 образовывали 46±0,4 и 46±0,3 пигментированных колоний (сине-зеленые для Ps. aeruginosa 27/99 и розово-красные для S. marcescens 1) диаметром 2,0-2,5 мм через 22±2 ч инкубации при температуре 37±1 и 22±2 С соответственно. Рост вакцинного штамма чумного микроба наблюдали через 46±2 ч инкубации при температуре 27±1 С в количестве 56±0,1 колоний диаметром 1,5-2,0 мм в R-форме с бурым зернистым центром и кружевной зоной на периферии. На плотных средах, изготовленных из ферментативного классического гидролизата, количество выросших колоний было в пределах требований «Методических рекомендаций к контролю питательных сред по биологическим показателям» [134] для каждого изучаемого микроорганизма. Большая чувствительность плотных питательных сред, приготовленных из ферментативных гидролизатов мяса, обусловлена тем, что используемые основы обеспечивают микроорганизмы синтеза жизненно важных метаболитов. Таким образом, результаты проведенных исследований свидетельствуют о преимуществе ферментативного вида гидролиза мясных основ по физико-химическим свойствам, биологическим показателям. целесообразно Использование использовать гидролизатов, аминокислотному составу и по При приготовлении питательных сред для ферментативный приготовленных гидролизат мяса. питательными веществами и аминокислотами в количестве, достаточном для обмена и культивирования микроорганизмов, в том числе возбудителя чумы, ускоренным способом ферментации, равноценно применению основ, подвергшихся классическому ферментативному гидролизу. 3.3.2 Оценка качества сред по пигменто- и индолообразованию тест-штаммов Одним из критериев качества питательной среды, свидетельствующем о ее полноценности, глубине расщепления белка и величине аминного азота в мясной основе, является образование пигмента и индола при росте на ней пигменто- и индолообразующих бактерий. Показано, что состав среды и температура инкубации оказывают большое влияние на окраску колоний S. marcescens [5]. Источниками азота, способствующими образованию продигиозина, являются соли аммония, гидролизат казеина или смесь аминокислот, из которых особенно необходим L-пролин. Из источников углерода благоприятны глицерин, маннит, дульцит и сорбит. Для образования пигмента необходим комплекс витаминов, среди которых наиболее важен тиамин, а также ионы SO42- и микроэлементы: магний, цинк, марганец, рубидий, кальций и особенно железо. Железо стимулирует ферментные системы, осуществляющие синтез продигиозина из свободных аминокислот. Влияние железа на образование пиоционина находится в прямой зависимости между количеством пигмента и содержанием железа в пределах 0,25-1,0 мг/л среды [229]. Представители рода Pseudomonas образуют феназиновые пигменты на средах, также содержащих железо. Поскольку пигменто- и индолообразование свидетельствует о полноценности состава и качестве питательных сред, мы изучили характер образования пигмента при росте S. marcescens 1 и Ps. аeruginosa 27/99 на агарах, приготовленных из гидролизатов, полученных ускоренным и классическим способами, и образование индола при росте Sh. flexneri 1a 8516 в бульонах, приготовленных из этих же гидролизатов. Для этого готовили взвесь односуточной культуры вышеуказанных штаммов бактерий, в 0,9 % растворе натрия хлорида концентрацией 1х109 м.к./мл по ОСО мутности (42-28-85 П) 10 единиц. Высевали по 0,1 мл этой взвеси на 3 чашки Петри с агаром Хоттингера. Sh. flexneri 1a 8516 засевали по одной бактериологической петле (диаметр 2 мм) в пробирки с бульоном в трехкратном повторе. Через 19±1 ч инкубации посевов S. marcescens 1 при температуре наблюдали 22±2 С, а Ps. аeruginosa 27/99 при температуре 37±1 С сплошной рост культуры на агаре Хоттингера всех экспериментальных серий независимо от используемого гидролизата с образованием в первом случае оранжево-красного пигмента, а во втором сине-зеленого пигмента. Через 22±2 ч роста Sh. flexneri 1a 8516 при 37±1 С в бульоне розовое окрашивание индикаторных бумажек во всех пробирках свидетельствовало об образовании индола и, следовательно, о полноценном составе сред, приготовленных на основе гидролизатов, полученных как классическим, так и ускоренным способами.

Таким образом, питательные основы, подвергшиеся 24, 48 и 72 часовому гидролизу, предложенным нами способом, и основы, приготовленные обычным методом, равноценно обеспечивают высокие показатели роста и характерные биохимические реакции исследуемых штаммов бактерий. Для проявления положительных биологических показателей полученные гидролизаты не требуют длительного «созревания» и могут быть использованы при производстве полноценных питательных сред, предназначенных для культивирования патогенных микробов, в том числе возбудителя чумы, сразу после изготовления. 3.4 Сравнительная оценка качества полученных питательных сред c коммерческими аналогами В настоящее время отечественной промышленностью выпускаются близкие к агару и бульону Хоттингера по назначению и используемым методам контроля среды: НПО «Питательные среды» сухой питательный агар, сухой питательный бульон;

среды АООТ «Биомед» им. И.И. Мечникова– МПА-агар, МПБ-бульон;

а также близкие по назначению и используемому сырью (мясо) питательный агар и питательный бульон на основе коммерческой белковой основы – Бактофока-МК производства НПЦ «Гидробиос». Указанные среды соответствуют стандарту качества и удовлетворяют потребности бактериологии. Было дано сравнительное изучение изготовленных нами жидких и плотных питательных сред с коммерческими аналогами. Исследование проводили с использованием бульона и агара Хоттингера из мясных основ, полученных ускоренным ферментативным гидролизом, поскольку ранее было установлено, что среды, изготовленные как по классической, так и по разработанной нами ускоренной технологии гидролиза белковых основ, обеспечивают одинаковые условия для проявления физиологических особенностей исследуемых микроорганизмов и сохранения ими в процессе культивирования стабильности своих морфологических и биохимических свойств. Для характеристики физико-химических свойств питательных сред использовали показатели, предложенные ГИСК им. Л.А. Тарасевича для регламентирования производства данных препаратов. Физико-химический контроль бульона Хоттингера проводили с использованием следующих показателей: прозрачность и цветность;

рН;

сухой остаток;

аминный азот;

хлориды (в пересчете на натрия хлорид);

агара Хоттингера - прозрачность и цветность;

рН;

сухой остаток;

аминный азот;

хлориды (в пересчете на натрия хлорид);

прочность студня;

температура плавления;

температура застудневания;

продолжительность плавления. сериях каждой среды. Сравнение агаров (табл. 5) показало идентичность физикохимических свойств полученного нами агара Хоттингера с отечественными коммерческими средами по всем изучаемым показателям. Показатели физико-химических свойств коммерческих жидких питательных сред и бульона Хоттингера, приготовленного нами, также не различались (табл. 6). Сравнение сред по биологическим параметрам проводили на основании интенсивности роста тест-штаммов бактерий и Y. pestis EV, а также проявлению в биохимических бульонах и свойств микроорганизмов на индолообразованию пигментообразованию агарах. Показатели определяли в Подготовку бактериальных взвесей, посев и культивирование проводили в соответствии с разделом 2.2.4. По интенсивности роста все экспериментальные серии агара Хоттингера не отличались от коммерческих препаратов. Морфология колоний культивируемых микроорганизмов и характер образования пигмента тест-штаммами (табл. 7) также были сходными при росте на всех изучаемых средах.

Бульон Хоттингера обеспечивал равноценный с коммерческими жидкими средами рост изучаемых бактерий (табл. 8) и проявление ими характерных биохимических реакций (индолообразование Sh. flexneri 1 a 8516).

Таблица 5. Сравнительная характеристика физико-химических показателей отечественных коммерческих аналогов агара Хоттингера Физикохимические Показатели Описание Агар на основе Бактофок-МК по ФС 42-3407-97 МелкодисперсНепрозрачный ный порошок студень светложелтого цвета, коричневого гигроскопичен цвета После растворения препарат прозрачный желтого цвета СПА по ФС 42-3520-98 МПА по ФС 42-257-89 Непрозрачный студень светлокоричневого цвета Агар Хоттингера Непрозрачный студень светлокоричнево-го цвета После расплавления препарат прозрачный светложелтого цвета Прозрачность и цветность рН Сухой остаток, % Аминный азот, % Хлориды (в пересчете на натрия хлорид), % Прочность студня, г Температура застудневания, С 7,1–7,5 4,3±0,6 0,14±0, После После расплавления расплавления препарат препарат прозрачный от прозрачный соломенножелтого цвета желтого до светлокоричневого цвета 6,5-7,6 7,3±0,2 4,3±0,6 0,14±0,3 4,0±0,4 0,08±0, 7,3±0,2 4,3±0,6 0,14±0, 0,6±0,1 350±35 не менее 30 не более 0,6±0,1 350±40 не менее 30 не более 0,6±0,1 350±30 не менее 30 не более 0,6±0,1 350± 40 не менее 30 не более 70 Температура плавления, С Продолжительнос ть плавления, ч не менее 80 не более 1 Готовая среда должна быть стерильной при температуре (37±1) С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С - в течение 14 сут не менее 80 не более 1 Среда должна быть стерильной при температуре (37±1) С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С - в течение 14 сут не менее 80 не более 1 Среда должна быть стерильной при температуре (37±1)С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С - в течение 14 сут не менее 80 не более 1 Среда должна быть стерильной при температуре (37±1)С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С - в течение 14 сут Стерильность Таблица 6. Сравнительная характеристика физико-химических показателей отечественных коммерческих аналогов бульона Хоттингера Физикохимические показатели СПБ по ФС 42-3505-98 Бульон на МПБ по ФС основе 42-256 ВС-89 Бактофок-МК по ФС 42-3407-97 Прозрачная жидкость соломенножелтого цвета Препарат прозрачный от соломенно-желтого до светлокоричневого цвета 6,5 - 7,6 3,0 ± 0,4 0,14 ± 0,3 Прозрачная жидкость светлокоричневого цвета Препарат прозрачный светлокоричневого цвета 7,3 ± 0,2 2,7 ± 0,2 0,08 ± 0,01 Бульон Хоттингера Описание Мелкодисперсный порошок желтого цвета, гигроскопичен После растворения препарат прозрачный желтого цвета 7,1 – 7,5 3,0 ± 0,4 0,14 ± 0, Прозрачная жидкость светло-желтого цвета Препарат прозрачный светло- желтого цвета Прозрачность и цветность рН Сухой остаток, % Аминный азот, % 7,3 ± 0,2 3,0 ± 0,4 0,14 ± 0, 71 Хлориды (в пересчете на натрия хлорид), % 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0, Стерильность Готовая среда должна быть стерильной при температуре (37±1) С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С -в течение 14 сут Среда должна быть стерильной при температуре (37±1) С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С - в течение 14 сут Среда должна быть стерильной при температуре (37±1) С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С - в течение 14 сут Среда должна быть стерильной при температуре (37±1) С в течение 48 ч, при температуре 20-25 С - в течение 14 сут Таблица 7. Сравнительная характеристика биологических показателей агара Хоттингера и отечественных коммерческих аналогов Штаммы СПА по ФС микроорганизмов 42-3520-98 Sh. sonnei “S. form” Агар на основе Бактофок-МК по ФС 42-3407-97 Разведение 10-6 Разведение 10-6 колонии колонии бесцветные, бесцветные, прозрачные, прозрачные, круглые, d выпуклые, 1,5±0,5 через 18- круглые d 1,0-2,5 20 ч при (37±1) через 18-20 ч при С (37±1) С Разведение 10-6 колонии бесцветные, прозрачные, выпуклые, круглые с ровным краем, d 1,0-2,5 через 1820 ч при (37±1) С МПА по ФС 42-257-89 Разведение 10-6 колонии бесцвет ные, прозрачные, круглые, d 1,01,5 через 18-20 ч при (37±1) С Агар Хоттингера Sh. flexneri 1 a Разведение 10-6 колонии 8516 бесцветные, прозрачные, круглые, d 1,5±0,5 через 1820 ч при (37±1) С Разведение 10-6 колонии бесцвет ные, прозрачные, круглые, выпуклые, d 1,5-2,5 через 18-20 ч при (37±1) С -6 Разведение 10 Разведение 10-6 колонии колонии бесцветные, бесцвет- ные, прозрачные, прозрачные, круглые, d 1,0- круглые, 1,5 через 18-20 выпуклые, d ч при (37±1) С 1,0-2,0 через 18-20 ч при (37±1) С 72 Ps. aeruginosa 27/99 Разведение 10 ед по ОСО 42-28-85 П образование сине-зеленого пигмента через 18-20 ч при (37±1) С Разведение 10 ед по ОСО 42-2885 П образование красного пигмента через 18-20 ч при (22±2) С Разведение 10-6 колонии с шероховатым центром коричневого цвета и «кружевной» периферией d 1,0-1,1 мм через 46-48 ч при (27±1) С Разведение 10 ед по ОСО 42-28-85 П образование сине-зеленого пигмента через 18-20 ч при (37±1) С Разведение 10 ед по ОСО 42-2885 П образование красного пигмента через 18-20 ч при (22±2) С Разведение 10-6 колонии с шероховатым центром коричневого цвета и «кружевной» периферией d 1,0-1,2 мм через 46-48 ч при (27±1) С Разведение 10 ед по ОСО 4228-85 П образование сине-зеленого пигмента через 18-20 ч при (37±1) С Разведение 10 ед по ОСО 4228-85П образование красного пигмента через 18-20 ч при (22±2) С Разведение 10-6 колонии с шероховатым центром коричневого цвета и «кружевной» периферией d 1,0-1,1 мм через 46-48 ч при (27±1) С Разведение 10 ед по ОСО 4228-85 П образование сине-зеленого пигмента через 18-20 ч при (37±1) С Разведение 10 ед по ОСО 4228-85П образование оранжевокрасного пигмента через 18-20 ч при (22±2) С Разведение 10-6 колонии шероховатого типа с бугристым центром, коричневого цвета и «кружевной» периферией d 1,3-1,5 мм через 46-48 ч при (27±1) С S.marcescens Y. pestis EV Таблица 8. Сравнительная характеристика биологических показателей бульона Хоттингера и отечественных коммерческих аналогов Штаммы СПБ по ФС микроорганизмов 42-3505-98 Разведение 10-6. Диффузное помутнение через 40-48 ч при (37±1) С St. pyogenes Dick Разведение 10-4. Придонно1 пристеночный рост через 40-48 ч при (37±1) С C. xerosis 1911 Бульон на основе Бактофок-МК по ФС 42-3407-97 Разведение 10-6. Диффузное помутнение не позднее 48 ч при (37±1) С Разведение 10-4. Придонно-пристеночный рост не позднее 48 ч при (37±1) С МПБ по ФС 42-256 ВС-89 Разведение 10-6. Диффузное помутнение через 44-48 ч при (37±1) С Разведение 10-4. Придонно-пристеночный рост через 44-48 ч при (37±1) С Бульон Хоттингера Разведение 10-6. Диффузное помутнение через 44-48 ч при (37±1) С Разведение 10-4. Придоннопристеночный рост (возможно слабое 73 диффузное помутнение среды) не позднее 48 ч при (37±1) С При посеве 1 бак. петлиобразование индола через 2024 ч при (37±1) С Разведение 10-6 агглютинативны й рост с образованием рыхлого осадка на дне пробирки, без помутнения бульона через 46-48 ч при (27±1) С Sh. flexneri 1 a При посеве 1 бак. петли8516 образование индола через 2024 ч при (37±1) С Разведение 10-6 Y. pestis EV агглютинативны й рост с образованием рыхлого осадка на дне пробирки, без помутнения бульона через 46-48 ч при (27±1) С При посеве 1 бак. петлиобразование индола через 2024 ч при (37±1) С Разведение 10-6 агглютинативны й рост с образованием рыхлого осадка на дне пробирки, без помутнения бульона через 46-48 ч при (27±1) С ** Разведение 10-6 агглютинативны й рост с образованием рыхлого осадка на дне пробирки, без помутнения бульона через 46-48 ч при (27±1) С Примечание: ** МПБ не используется в практике в тестах на индол.

Таким образом, исследования по изучению физико-химических и биологических свойств агара и бульона Хоттингера, сравнение их с коммерческими отечественными аналогами показали, что разработанная нами технология получения ферментативных гидролизатов мясных основ ускоренным способом позволяет получать качественные плотные и жидкие питательные среды для культивирования микроорганизмов при изменении времени их производства и связанным с этим снижением себестоимости. На основании полученных результатов составлена и утверждена в ГИСК им. Л.А. Тарасевича нормативная документация на производство агара и бульона Хоттингера: экспериментально-производственные регламенты (ЭПР) № 1088-01 «Питательный бульон для культивирования микроорганизмов, готовый к применению (бульон Хоттингера)» и ЭПР № 1087-01 «Питательный агар для культивирования микроорганизмов, готовый к применению (агар Хоттингера)»;

ФСП 42-0397-2539-02 «Питательный бульон для культивирования микроорганизмов, готовый к применению (бульон Хоттингера)» и 42-0397-2610-02 готовый «Питательный к агар для (агар культивирования микроорганизмов, применению Хоттингера)». На данные препараты получены «Сертификат производства питательного бульона для культивирования микроорганизмов, готового к применению (бульона Хоттингера)», № 000049 и «Сертификат производства питательного агара для культивирования микроорганизмов, готового к применению (агара Хоттингера)», № 000050. В технологическом процессе выпуска указанных питательных сред в качестве питательной основы мы применяли только мясной гидролизат, хотя для этих целей предложен широкий спектр белковых основ: казеиновых [60, 95, 111], рыбных [12, 130, 196], дрожжевых [3, 9, 226], кровяных [42, 70, 116], из морепродуктов [28, 157] и др. С другой стороны, область их применения ограничена или из-за низкой продуктивности или из-за высокой стоимости. По-прежнему для бактериологической работы официальными инструкциями рекомендуется использовать жидкие и плотные питательные среды, при изготовлении которых применяют дорогостоящие продукты животного происхождения. Возможность замены дорогостоящего сырья животного происхождения более дешевым – растительным остается в настоящее время актуальной задачей. Но, несмотря на доступность сырья и очевидные преимущества, растительные основы не получили широкого распространения в практике.

ГЛАВА ИЗУЧЕНИЕ ВОЗМОЖНОСТИ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ СОИ ДЛЯ КОНСТРУИРОВАНИЯ МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИХ СРЕД Целью экономически сред, дальнейшего дешевой исследования явилось из для конструирование недефицитного и основы, состоящей условия недорогостоящего сырья, и производство из нее качественных питательных обеспечивающих оптимальные культивирования различных микроорганизмов. В качестве такого сырья могут быть использованы, в частности, продукты растительного происхождения. Изучение свойств экстрактов кукурузы, риса, картофеля, гидролизата пшеничных отрубей, гороха, фасоли [44, 59, 83, 167, 216] доказало возможность конструирования на их основе микробиологических питательных сред. Среды, приготовленные из мясных гидролизатов, обеспечивают питательные потребности культивируемых на них микроорганизмов главным образом за счет качественного и количественного состава аминокислот, образовавшихся возможность при распаде мясных гидролиза белков. Представляет интерес для использования растительных белков удовлетворения питательных потребностей микроорганизмов. В связи с этим, среди разнообразия растительных продуктов обращает на себя внимание соя, как культура богатая белками. Соя, кроме того, широко культивируется и имеет низкую себестоимость производства. Согласно данным литературы [64, 212] использование соевого гидролизата в качестве основы питательных сред давало положительные результаты, однако, применение сои не получило распространения. Выбор нами сои в качестве сырья для приготовления питательных сред был обусловлен, прежде всего, уникальным химическим составом семян сои, содержащим 35-55 % белка, 20 % углеводов, витамины, минеральные а также высокой биологической ценностью соевого вещества [35, 161], белка. Полноценный аминокислотный состав его максимально приближен к животным белкам [213]. Кроме того, привлекает внимание доступность соевого сырья. Общий объем производства семян сои в год в Ставропольском крае составляет около 20-30 ц/га, а себестоимость - 179 руб/ц [171]. Мы изучили возможность приготовления питательных сред по типу традиционных на основе гидролизатов сои и продуктов ее переработки, а также комбинированных питательных сред из ферментативных гидролизатов сои и мяса, взятых в разных соотношениях. 4.1 Определение свойств соевых питательных основ Начальным этапом производства питательных сред является переработка сырья, предусматривающая глубокое расщепление белковых молекул. В качестве сырья мы использовали сою и продукты ее переработки - соевый обогатитель и соевое молоко, которые подвергали различным способам гидролиза ферментативному с помощью суспензии поджелудочной железы крупного рогатого скота и химическому - путем воздействия соляной кислоты или гидроокиси натрия. В результате были получены ферментативный гидролизат сои (бобов), ферментативный гидролизат соевого молока, ферментативный гидролизат соевых бобов на соевом молоке, ферментативный гидролизат соевого обогатителя, кислотный гидролизат сои (бобов), щелочной гидролизат сои (бобов) - по четыре серии каждого. 4.1.1 Физико-химические показатели полученных гидролизатов Прежде всего, мы сравнили качественные характеристики питательных основ, полученных ферментативным, кислотным и щелочным гидролизом сои, а также ферментативным распадом белков бобов сои, соевого молока, соевых бобов на соевом молоке и соевого обогатителя. Все гидролизаты были прозрачными от светло-желтого до темно-коричневого цвета. Образцы соевых гидролизатов исследовали по физико-химическим показателям: рН, содержание аминного азота, белка, глюкозы, калия, натрия, кальция, железа, хлоридов. Полученные данные представлены в таблице 9.

Таблица 9. Физико-химические показатели соевых гидролизатов, полученных различными способами Образец гидролиза та ФГС ФГСМ ФГСБМ ФГСО КГС ЩГС рН Аминный азот, % 0,88±0,03 0,74±0,04 0,86±0,03 0,52±0,02 0,043±0,001 0,043±0,001 Белок, г/л 7,6±0,2 Контролируемые показатели, (M±m) Глюкоза, г/л 0,84±0,02 K, г/л 0,75±0,01 0,75±0,02 0,70±0,01 0,44±0,02 0,36±0,02 0,45±0,02 Na, г/л 5,40±0,25 5,50±0,19 5,38±0,22 4,55±0,31 3,82±0,14 4,44±0,20 Ca, г/л 0,27±0,02 0,01±0,001 0,02±0,001 0,24±0,01 0,24±0,01 0,19±0,01 Fe, г/л 1,61±0,15 1,16±0,12 1,69±0,09 1,14±0,11 1,10±0,2 1,11±0,2 Cl–, г/л 0,53±0,07 1,01±0,04 0,88±0,06 0,52±0,03 3,51±0,05 0,09±0, 7,2±0,2 7,2±0,2 7,3±0,1 7,1±0,1 7,2±0,4 7,5±0, 12,3±0,1 0,92±0,03 22,5±0,5 1,2±0, 15,2±0,2 0,22±0,01 17,0±0,1 0,89±0,04 8,2±0,2 0,13±0, Самый высокий уровень аминного азота (0,88±0,03 %) среди полученных питательных основ отмечен в ферментативных гидролизатах сои (бобов). Соответственно и величина остаточных белков при данном виде гидролиза оказалась минимальной (7,6±0,2 г/л). Ферментативные гидролизаты сои (бобов) превосходили гидролизаты соевого молока и обогатителя так же по содержанию в них калия (0,75±0,02 г/л) и кальция (0,27±0,02 г/л). ФГСМ отличались от других повышенным содержанием в них натрия (5,50±0,19 г/л) и хлоридов (1,01±0,04 г/л) и минимальным (0,01±0,001 г/л). аналогичным ФГС, а по содержанию глюкозы кальция Количество калия в данных гидролизатах было (0,92±0,03 г/л) они превосходили ФГС, но уступали ФГСБМ, в которых уровень глюкозы был максимальным по сравнению со всеми полученными нами питательными основами. Ферментативные гидролизаты соевых бобов на соевом молоке незначительно уступали описанным по содержанию калия (0,70±0,01 г/л). Количество кальция в них было низким (0,02±0,001 г/л), но показатель аминного азота соответствовал таковому у ФГС, что было максимальным относительно всех полученных гидролизатов. Содержание натрия и железа также соответствовало аналогичным показателям ФГС, а хлоридов было несколько ниже, чем в ФГСМ, но выше, чем в других основах, полученных ферментативным способом. В ферментативных гидролизатах соевого обогатителя все физикохимические показатели уступали аналогичным у других соевых основ, подвергшихся ферментативному расщеплению. Лишь количество кальция, железа и хлоридов было сопоставимо с соответствующими показателями у выше описанных гидролизатов. В соевых основах, полученных путем химического гидролиза, уровень аминного азота был чрезвычайно низок - 0,043±0,001 г/л. КГС и ЩГС уступали ферментативным гидролизатам сои, в основном, по всем показателям, превосходя последние лишь по количеству кальция. В кислотном гидролизате сои, кроме того, отмечено максимально высокое и обусловлено, вероятно, количество хлоридов (3,51±0,05 г/л), что значительно превышало этот показатель у всех изученных соевых основ применением соляной кислоты в качестве активатора процесса. Таким образом, по физико-химическим свойствам ферментативные гидролизаты сои и продуктов ее переработки имеют несомненное преимущество перед питательными основами, полученными кислотным и щелочным способами. Среди соевых основ, полученных ферментативным расщеплением, более высокие физико-химические показатели отмечены для ФГС, ФГСМ и ФГСБМ. 4.1.2 Аминокислотный состав соевых гидролизатов Для последующего сред использования наиболее важным при производстве качества микробиологических показателем питательных основ является качественный и количественный состав аминокислот, образовавшихся в результате проведенного гидролиза сырья, поскольку питательные потребности микроорганизмов определяются главным образом наличием необходимых легкодоступных источников биосинтеза. Используемый нами метод аминокислотного анализа позволял определить 16 аминокислот - аспарагиновую и глютаминовую кислоты, треонин, серин, глицин, пролин, аланин, валин, метионин, изолейцин, лейцин, тирозин, фенилаланин, гистидин, лизин и аргинин. В составе гидролизатов соевых белков во всех изучаемых основах обнаружены все определяемые аминокислоты, однако, количество их было различным. В На рисунках 7-10 представлены аминограммы соевых гидролизатах соевых бобов (рисунок 7) гидролизатов, полученных ферментативным способом. ферментативных доминировали глютаминовая (6,46±0,07 г/л) и аспарагиновая (4,6±0,03 г/л) кислоты, а также изолейцин (3,92±0,11 г/л), лейцин (3,17±0,14 г/л), лизин (2,67±0,09 г/л), пролин (3,92±0,08 г/л), в меньшем количестве присутствовал валин (2,41±0,04 г/л). Содержание аргинина было 7 6 Концентрация аминокислот, г/л 5 4 3 2 метионина, тирозина гистидина, 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Аминокислоты Лиз Арг Рисунок 7. Аминокислотный состав ФГС Концентрация аминокислот, г/л 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 8. Аминокислотный состав ФГСМ низким и составляло менее 1 г/л, при этом количество метионина было минимальным – (0,15±0,02) г/л. Содержание всех определяемых аминокислот в ФГСМ было несколько выше, чем в ФГС (рисунок 8). Динамика распределения аминокислот в гидролизате была аналогичной ФГС. Для ФГСБМ характерно наиболее высокое содержание практически всех изучаемых аминокислот. Лишь количество аргинина было выше в ФГСМ и в ЩГС. В количественном отношении ФГСБМ оказался наиболее богатым субстратом (рисунок 9). Кроме того, количество метионина в нем не только значительно превышало его содержание в других соевых основах (3,68±0,12 г/л), но и не было минимальным по отношению к другим аминокислотам, как во всех остальных гидролизатах, а было выше уровня серина, глицина, тирозина, фенилаланина, гистидина, аргинина.

10 9 8 Концентрация аминокислот, г/л 7 6 5 4 3 2 1 0 Асп Тре Сер Глю Про Гли Ала Вал Мет Изо Лей Тир Фен Гис Лиз Арг Аминокислоты Рисунок 9. Аминокислотный состав ФГСБМ Распределение аминокислот в ФГСО было приблизительно таким же, как в ФГС или ФГСМ (рисунок 10). Однако количественный уровень почти всех определяемых аминокислот значительно уступал таковым в других ферментативных соевых основах. Только содержание тирозина (0,7±0,08 г/л) и аргинина (1,31±0,06 г/л) в нем было выше, чем в ФГС.

Pages:     || 2 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.