WWW.DISSERS.RU

БЕСПЛАТНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

   Добро пожаловать!

Pages:     || 2 |
-- [ Страница 1 ] --

НАУЧНО-ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКИЙ ИНСТИТУТ ФАРМАКОЛОГИИ РОССИЙСКОЙ АКАДЕМИИ МЕДИЦИНСКИХ НАУК

На правах рукописи

БЕЛОГОЛОВСКАЯ ЕЛЕНА ГЕННАДЬЕВНА ИЗУЧЕНИЕ АНТИМУТАГЕННОЙ АКТИВНОСТИ КОМБИНАЦИЙ АСПАРТАМА И

БЕТА-КАРОТИНА В ЭКСПЕРИМЕНТЕ 14.00.25 – фармакология, клиническая фармакология 03.00.14. – генетика Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Научные руководители: д.м.н., профессор Дурнев А.Д. д.т.н., профессор Орещенко А.В.

МОСКВА –2002 2 ОГЛАВЛЕНИЕ СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ………………………………………………...… ВВЕДЕНИЕ………………………………………………………………….…. 1.ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР………………………………………………… 1.1.Антимутагенная защита организма…………………………………… 1.1.1.Медицинские последствия мутагенеза…………………………………. 1.1.2.Возможности повышение устойчивости организма к мутагенным воздействиям…………………………………………………… 1.1.2.1. Витамины и другие биологически активные вещества органического происхождения как факторы поддержания стабильности генома…………………………………………………………… 1.1.2.2. Минеральные вещества и их роль в антимутагенной защите организма……………………………………………………………… 1.1.3. Фармакологическая защита генома…………………………………….. 1.2.Основные группы антимутагенов и механизм их действия…………. 1.2.1. Каротиноиды……………………………………………………………... 1.2.1.1. Биологические и фармакологические свойства каротиноидов……... 1.2.1.2. Антимутагенные свойства каротиноидов…………………………….. 1.2.1.3. Эпидемиологические исследования биологической роли каротиноидов……………………………………………………………… 1.2.3. Аспартам – антимутагенный дипептид и его фармакологические свойства…………………………………………………... 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ……………………………………………... 2.1. Препараты и оборудование………………………………………………. 2.1.1. Препараты, мутагены и химические реактивы………………………... 2.1.2. Оборудование…………………………………………………………….. 2.2. Животные………………………………………………………………….. 2.3. Метод учета хромосомных аберраций в клетках костного мозга мышей in vivo……………………………………………………………. 2.3.1. Схема обработки животных……………………………………………... 32 32 27 31 31 31 31 32 26 17 18 20 22 22 23 14 11 4 5 9 9 2.3.2. Дозы исследуемых соединений и модельных мутагенов……………… 2.3.3. Приготовление цитогенетических препаратов………………………… 2.4. Статистическая обработка экспериментальных данных………….. 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ……………………………………… 3.1. Исследование влияния комбинаций аспартама и бета-каротина на кластогенные эффекты мутагенов в остром эксперименте…………….. 3.1.1. Комбинации аспартама и и бета-каротина в жирорастворимой форме…………………………………………………………………………….. 3.1.2.Комбинации аспартама и бета-каротина в водорастворимой форме…………………………………………………………………………….. 3.2. Исследование влияния предобработки животных комбинациями из аспартама и бета-каротина на кластогенные эффекты мутагенов…………………………………………………………… 3.2.1.Комбинации аспартама и и бета-каротина в жирорастворимой форме…………………………………………………………………………….. 3.2.2.Комбинации аспартама и бета-каротина в водорастворимой форме…………………………………………………………………………….. 3.3.Исследование влияния комбинаций аспартама и бета-каротина на кластогенные эффекты мутагенов при совместном многодневном введении…………………………………………………………………………. 3.3.1.Комбинации аспартама и бета-каротина в жирорастворимой форме…………………………………………………………………………….. 3.3.2.Комбинации аспартама и бета-каротина в водорастворимой форме…………………………………………………………………………….. 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ………………………………………… 5. ВЫВОДЫ…………………………………………………………………….. 6. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ………………………………………………….

33 34 35 36 36 55 55 74 75 84 96 109 СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ЖБК – жирорастворимый бета-каротин ВБК – водорастворимый бета-каротин БК – бета-каротин РДН – рекомендуемая диетическая норма РНП – рекомендуемая норма потребления СОД – фермент супероксиддисмутаза ОТА – охратоксин А ПОЛ - перекисное окисление липидов АФК - активные формы кислорода ВВЕДЕНИЕ Актуальность. Необходимость поиска и изучения антимутагенов неоднократно обосновывалась в современной литературе. Предполагается, что их применение позволит существенно снизить риски возникновения врожденных пороков развития, наследственных и онкологических при заболеваний, обусловленных мутационными поражениями [18, 61, 134, 135]. Позитивный опыт применения антимутагенов накоплен фармакологической защите генома. Введение в комплекс терапии лекарственных средств, обладающих помимо основных, антимутагенными свойствами, устраняло эффекты незаменимых лекарственных мутагенов и снижало хромосомную изменчивость у лиц, страдающих заболеваниями, сопровождающимися увеличением спонтанного мутирования [17,18, 21, 33]. В то же время, очевидно, что подобный подход не может быть использован для масштабной защиты от действия средовых и производственных мутагенов из-за ограниченной возможности назначения лекарственных средств здоровым лицам для предотвращения вероятностных генетических событий. Это определило необходимость поиска антимутагенов среди соединений «двойного назначения», использующихся в равной степени в качестве лечебных или лечебно-профилактических средств пищевых добавок. при Обращает внимание, что последние форм в используются приготовлении лекарственных и в качестве все шире качестве красителей, подсластителей, ароматизаторов, консервантов [64, 138, 124, 38]. Изучение биологически значимых эффектов таких соединений, дозовых и временных особенностей их проявления представляется важным направлением фармакологических исследований [17]. Одним из первых попавших в поле исследований по антимутагенезу среди средств «двойного назначения», является бета-каротин. Первые сведения 114], об его антимутагенной и активности у млекопитающих, работами, представленные Raj, Katz [110], Salvadori et al.[118, 119, 120] и Renner [113, были подтверждены существенно расширены выполненными в НИИ фармакологии РАМН [29, 15, 67]. В этом же институте были впервые установлены антимутагенные свойства аспартама [24, 25], подтвержденные в независимых исследованиях [57]. Указанные вещества «двойного назначения» рассматриваются нами как антимутагены, перспективные для профилактического использования человеком. Предполагается, что эти два соединения - подсластитель аспартам и провитамин бета-каротин, обладающий свойствами красителя и консерванта, могут использоваться совместно в качестве дополнительных компонентов лекарственных форм. В то же время об особенностях комбинированного действия антимутагенов у млекопитающих практически ничего неизвестно. Последнее сделало актуальным исследование антимутагенной активности комбинации «аспартам + бета-каротин» не только с практической, но также теоретической точки зрения. Целью настоящей работы явилось исследование влияния комбинированного воздействия аспартама и бета-каротина в жиро- и водорастворимой формах, применяемых в разных дозах, на уровень кластогенеза, индуцируемого в клетках костного мозга мышей диоксидином и циклофосфамидом. Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи: 1. Исследовать влияние комбинаций аспартама и бета-каротина (жиро- и водорастворимая цитогенетические формы), эффекты применяемых диоксидина и перорально, циклофосфамида на при однократном введении. 2. Исследовать влияние предварительного 5-ти дневного водорастворимая цитогенетических формы) эффектов в разных диоксидина дозах и на перорального проявление, введения животным комбинаций из аспартама и бета-каротина (жиро- и циклофосфамида инъецируемых однократно. 3. Оценить влияние перорально вводимых комбинаций аспартама и бетакаротина (жиро- и водорастворимая формы) на цитогенетические эффекты диоксидина и циклофосфамида при совместном повторном применении в течение 5 дней. 4. Провести сравнительный анализ антимутагенного действия аспартама и бета-каротина и их различных комбинаций. Научная новизна. Впервые установлены антимутагенные свойства комбинаций аспартама с бета-каротином в жиро- и водорастворимой формах в экспериментах на млекопитающих при использовании в качестве индукторов мутагенеза диоксидина и циклофосфамида. Выявлены качественные и количественные особенности проявления антимутагенного действия комбинации при использовании аспартама в дозах 0,4 и 4 мг/кг и бета-каротина в дозах 0,15-15 мг/кг при разных режимах совместного перорального введения. Принципиальных различий между антимутагенными эффектами комбинаций аспартама с водо- и жирорастворимой формами бета-каротина не отмечено ни в экспериментах с циклофосфаном, ни в экспериментах с диоксидином. Впервые показано, что при совместном применении двух антимутагенов (аспартама и бета-каротина), не наблюдается ни синергизма, ни антагонизма защитного эффекта. В то же время, антимутагены, использованные в комбинации, дополняют действие друг друга при различных режимах введения;

их комбинации проявляют антимутагенный эффект в тех вариантах эксперимента, когда один из ее компонентов неактивен. Данное наблюдение, с одной стороны, косвенно свидетельствует о том, что механизмы антимутагенного действия аспартама и бетакаротиноидов принципиально различны, с другой, указывает на перспективу направленного поиска комбинаций антимутагенов более эффективных, чем их составляющие в отдельности. Практическая значимость. Главным практическим достижением настоящей работы является характеристика особенностей проявления антимутагенной активности комбинаций аспартама и бета-каротина в жиро и водорастворимых формах в зависимости от доз и режимов их использования. Установленные свидетельствующими результаты об отсутствии в у совокупности исследованных с данными, комбинаций комутагенных эффектов, открывают очевидную перспективу использования сочетания «аспартам + бета-каротин» для профилактики индуцированного мутагенеза у человека, а уже существующие лекарства и другие продукты, содержащие комбинацию аспартама и бета-каротина, позволяет рассматривать в качестве антигенотоксических. Также существенное практическое значение имеет установление наиболее оптимальных, с точки зрения проявления антимутагенных эффектов, дозировок аспартама и бетакаротина в составе их комбинаций, что может прямо учитываться при их совместном использовании при разработке лекарственных форм, пищевых и иных продуктов, предназначенных для потребления человеком.

1. 1.1.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР Антимутагенная защита организма Углубление представлений о роли ДНК- повреждений и мутационных событий в возникновении различных патологий, привело к выводу о необходимости первичной профилактики наследственных патологий [4]. Одна из ее составляющих – охрана окружающей среды, включающая генетический скрининг потенциальных мутагенов и мониторинг генотоксикантов в среде обитания человека, выходят за рамки настоящей работы, другая – антимутагенная защита будет подробно рассмотрена ниже. 1.1.1. Медицинские последствия мутагенеза Бурное техногенное развитие современного общества привело к появлению в окружающей среде огромного количества ксенобиотиков. В настоящее время известно более 40 тысяч соединений синтетического и природного происхождения, которые потенциально опасны для человека, многие из них являются канцерогенами и мутагенами [27]. Возникновение мутаций в зародышевых клетках приводит к увеличению количества лиц с генетически обусловленными патологиями. На сегодняшний день известно около 4 тысяч наследственных заболеваний, такие как синдром Дауна (встречается с частотой 1 пораженный на 400-800 новорожденных), преждевременное старение (синдром Вернера) и многие другие. Широкое распространение получили болезни с генетической предрасположенностью, такие как диабет и шизофрения. Ежегодно в мире рождается около 4-5 млн. детей с дефектами, имеющими генетическую природу. Спонтанные аборты, вызванные возникновением мутаций в зародышевых клетках, представляют серьезную угрозу, так как показано, что до 50% состоявшихся беременностей прерываются на самых ранних стадиях по причине генетических нарушений еще на стадии зиготы [13, 116]. Причинами, имеющими в основе повреждение генома, объясняется увеличение бесплодия у лиц репродуктивного возраста [130].

Индукция мутаций в соматических клетках, лежит в основе развития злокачественных новообразований. В современной литературе приводятся многочисленные сведения о том, что с разрывами ДНК связана активация онкогенов. Это свидетельствует о тесной связи между явлениями канцерогенеза и индуцированного мутагенеза. Худолей В.В. приводит данные о том, что ежегодно примерно у 6 миллионов жителей планеты выявляются злокачественные новообразования [32]. Воздействие мутагенов на генетический груза» аппарат человека, постоянное увеличение «генетического вредных рецессивных мутаций, которые не проявляются у непосредственных потомков, но по достижении определенной концентрации в геноме популяции резко повышают количество лиц с генетически обусловленными патологиями, ставит под угрозу существование человеческой цивилизации [5]. В силу множества причин исключить контакт человека с мутагенами различной природы практически невозможно. Сегодня мутагены обнаруживаются даже в составе женского молока – из 20 исследованных образцов от 6 до 13 в зависимости от использованного метода анализа продемонстрировали ДНК - повреждающую активность [98].

Таким образом, понимание серьезности и опасности последствий индуцированного мутагенеза привело специалистов медико-генетического профиля к необходимости поиска путей защиты, снижения негативного давления мутагенных средовых факторов на геном человека.

1.1.2.Возможности повышение устойчивости организма к мутагенным воздействиям Ключевым фактором в определении устойчивости клеток организма к мутагенным и генотоксическим воздействиям может быть питание. Оно определяет важные метаболитические и детоксицирующие реакции: то есть подверженность клеток влиянию канцирогенных веществ, поступающих в организм, их детоксикацию/активацию, восстановление ДНК, синтез и репарацию ДНК и т.п. Многие микроэлементы действуют как сопутствующие факторы в реакциях поддержания целостности ДНК. Недостаточные уровни содержания в клетке основных микроэлементов приводят к ослабеванию активности ферментов, требуемой для поддержания геномной стабильности, что приводит к увеличению спонтанного и индуцированного мутирования [93, 72, 41, 50, 88]. Примерно 40 микроэлементов (витаминов, минеральных веществ и других эссенциальных соединений) обязательно должны присутствовать в пищевом рационе человека, причем, в строго определенных количествах для обеспечения равновесия в процессах метаболизма [117]. Недостаток даже одного из соединений приводит к искажению метаболитических реакций, что может привести к эндогенным повреждениям ДНК. Однако, оптимальная ежедневная норма потребления микроэлементов для поддержания генетической стабильности неизвестна. Рекомендуемая норма потребления (РНП), разработанная специалистами лечебно-профилактического питания, основывается на результатах изучения сиюминутного влияния соединений на организм человека [136]. Оптимальная доза приема микроэлементов для поддержания геномной стабильности может колебаться в зависимости от возраста, генной конституции, социальных факторов, а также на нее могут оказывать для влияние другие компоненты питания на [40]. Определение является оптимального количества микроэлементов и коррекция их недостаточности поддержания генетической стабильности сегодня актуальной, но мало разработанной проблемой.

Недостаточность таких микроэлементов как фолиевая кислота, витамины В12, В6, С, Е, ниацин, железо и цинк вызывает хромосомные повреждения, связанные с одно- или двунитевыми разрывами в ДНК. Эти нарушения являются факторами, приводящими к возникновению кардиоваскулярных и онкозаболеваний у человека [48]. В таблице 1 приведены данные, отражающие связь между недостатком в питании основных нутриентов, повреждением ДНК и возникновением различных заболеваний [136]. Tаблица 1. Недостаточность некоторых микроэлементов и повреждение ДНК Микроэлементы Повреждение ДНК Манифестирующие патологии Фолиевая кислота Разрывы хромосом Рак толстой кишки;

сердечно-сосудистые болезни;

дисфункция мозга;

врожденные дефекты развития Витамин В12 Разрывы хромосом Повреждение, нервных тканей;

см. фолиевая кислота Витамин В6 Разрывы хромосом См. фолиевая кислота Витамин С Окисление ДНК Катаракта 4Х;

рак;

сердечные болезни Витамин Е Окисление ДНК Рак толстой кишки;

сердечно-сосудистые болезни;

иммунная дисфункция Железо Разрывы ДНК Дисфункция мозга;

иммунная дисфункция;

рак Цинк Разрывы хромосом Дисфункция мозга;

иммунная дисфункция;

рак Ниацин Невозможность Неврологические симптомы;

восстановления потеря памяти ДНК, (полиАДРрибоза) Селен Окисление ДНК Рак простаты Ames B.N. [39, 40] полагает, что существует взаимозависимость между наиболее часто встречающимися у человека дефицитами микроэлементов и возросшим увеличением раковых заболеваний. Например, включение урацила в ДНК, вызванное низким потреблением фолитов, и окисление ДНК-оснований, вызванное низким содержанием антиоксидантов в пище, может независимо, или в совокупности вызвать повреждения ДНК. Последнее исследование, показывающее возрастание риска рака груди у тех, у кого наблюдается полиморфизм в MnСОД (фермент супероксиддисмутаза) и недостаточное потребление в пище антиоксидантов, еще более обращает внимание на важность проблемы взаимодействия на уровне пища – генная структура [38]. Доказательства роли микроэлементов в различных аспектах поддержания ДНК, помощи в предотвращении рака, сердечных болезней, синдрома Альцгеймера и преждевременного старения, и их роль в поддержании геномной стабильности были получены путем экспериментов на млекопитающих и на человеке, в обоих случаях использовались культуры in vitro и подходы in vivo. Эффективность и необходимая дозировка таких добавок представляется важным направлением норма (РДН) исследований микроэлементов фармакогенетики [64, 138, 103, 124, 38]. Рекомендуемая диетическая традиционно устанавливалась на таких уровнях, которые были необходимы для предотвращения симптомов витаминной недостаточности. Однако, есть много оснований полагать, что более высокие уровни присутствия в организме некоторых биологически активных веществ могут быть необходимы для обеспечения процессов, поддерживающих целостность ДНК, и, следовательно, потребление микроэлементов в рекомендованных РДН дозах может быть недостаточным для обеспечения стабильности генома. Дополнения к обычному рациону питания в виде препаратов витаминов и/или минералов, или отдельных растительных полифенолов становятся все более распространенными среди большой части населения. Однако не существует жесткой нормы по поводу количественного потребления подобных добавок, генотипические индивидуальные различия также не принимаются в расчет.

Теоретическое определение оптимального уровня приема витаминов и минералов в целях созданию поддержания надежных геномной стабильности будет на способствовать профилактику рекомендаций, нацеленных так называемых дегенеративных болезней, вызванных повреждением ДНК. Концепция РДН, направленная на поддержание геномной стабильности, содержит новый подход к определению пищевого рациона, который помог бы предотвратить болезни, вызванные повреждением ДНК [71]. 1.1.2.1. Витамины и другие биологически активные вещества органического происхождения как факторы поддержания стабильности генома Эпидемиологические данные свидетельствуют, что прием пищи, богатой витамином С, связан с сокращением риска сердечно-сосудистых заболеваний, неврологических заболеваний и разных видов рака [79]. В своем исследовании Halliwell B. указывает, что в настоящее время недостаточно проверенных данных, касающихся прооксидантного эффекта витамина С в дозах, превышающих РДН. Однако автор предполагает наличие у данного вещества способности обеспечивать стабильность генных структур именно из-за его антиканцерогенных качеств [79]. Витамин Е – другой витамин антиоксидант, играющий важную роль в предотвращении переокисления липидов. Claycombe R.J. и Meydani S.N. в своем исследовании показали, что витамин Е играет защитную роль против повреждения хромосом и окисления ДНК. Однако только у одного из пяти участников исследования наблюдалось уменьшение повреждения ДНК после дополнительного приема витамина Е [54]. Ниацин – один из немногих витаминов, который выполняет хорошо изученную роль в синтезе ДНК, восстановлении ДНК и гибели клетки. Ниацин – предшественник НАД+, который требуется как субстрат для поли(ADP-рибозы)-полимеразы-1 (PARP). PARP играет решающую роль при восстановлении разрывов в цепи ДНК и при инициации клеточной реакции на повреждение ДНК. Статус ниацина или активность PARP может сыграть решающую роль в определении, может ли клетка, в которой произошло разрушение ДНК, восстановиться или погибнуть. Hageman G.J. и Steirum R.H. в своем исследовании, посвященном определению воздействия добавочного ниацина на человека in vivo, не выявили надежных результатов, которые могли бы определить оптимальную дозу приема этого витамина, но подтвердили его существенную роль в обеспечении стабильности генома [78]. Фолиевая кислота – второй витамин, который играет решающую роль в предупреждении включения урацила в ДНК (что ведет к повреждению хромосом) и гипометиляции ДНК. Было показано, что нехватка как фолиевой кислоты, так и витамина В12, вызывает повреждение хромосом и формирование микроядер у человека in vivo. В своем исследовании о влиянии на человека этих двух витаминов in vivo Fenech М.[2001] приходит к выводу, что прием избытка (200 мг) фолиевой кислоты и (2 мг) витамина В12 снижает уровень повреждений хромосом [73]. Исследования Skibola C.J. et al.[1999] и Ames B.N [1999] показали, что оптимальная доза приема с пищей для поддержания геномной стабильности данных микроэлементов зависит от возраста и генотипа [39, 127]. Возрастной фактор особенно важен для фолиевой кислоты и витамина В12, потому что способность всасывания этих витаминов заметно снижается с возрастом. Список микроэлементов, играющих важную роль в метаболизме ДНК, все возрастает, и одним из последних в него добавился витамин Д. Chaatterjee М. указывает на роль этого соединения в регуляции экспрессии онкогенов, синтеза кальциево-связанных протеинов, а также отмечает антиоксидантную активность витамина Д и его значение для регуляции уровней эндогенных антимутагенов глютатиона и полиаминов в здоровых клетках и процессов апоптоза раковых клеток. Chatterjee M. заключает, что принятая в данное время РДН – 5мг в день – недостаточна для некоторых людей, и рекомендует пересмотр последней, с учетом возможной роли витамина в профилактике раковых заболеваний [53].

Растительные полифенолы – постоянно присутствуют в пищевом рационе. Они играют решающую роль в модифицировании генной экспрессии, антиоксидантного статуса и, соответственно, риска раковых и сердечно-сосудистых заболеваний у человека. Ferguson L.R. [2001] объясняет биологическую активность различных растительных полифенолов их способностью вызывать и/или предотвращать повреждение ДНК [74]. В группу полифенолов входят флавоноиды, танины, катехины. Большинство сведений о влиянии флавоноидов и других полифенолов на спонтанный и индуцированный мутагенез было получено в экспериментах на микроорганизмах. Исследований, выполненных in vivo или in vitro на эукариотических клетках, особенно ценных с точки зрения экстраполяции на человека, немного. Галангин в экспериментах in vivo и in vitro снижал кластогенный эффект блеомицина в клетках мышей [84], а также уменьшал образование микроядер под влиянием митомицина С в ретикулоцитах периферической крови мышей [85]. Повреждающее ДНК действие блеомицина усиливалось под влиянием кверцетина, мирицитина, госсипола. В то же время госсипол ингибировал индукцию микроядер, образующихся в половых клетках самцов мышей под действием нитрозометилмочевины и фотрина [22]. Также ранее было показано, что рутин и комплекс солей флавоноидов шлемника байкальского с аминокислотами уменьшают кластогенное действие хризотил-асбеста и цеолита в культуре клеток человека. Кроме того, флавоноиды обладали аналогичной активностью по отношению к диоксидину [18]. Однако сегодня, по мнению Ferguson L.R., еще недостаточно данных, чтобы было возможно рекомендовать прием флавоноидов с целью предотвращения мутагенеза [74]. 1.1.2.2. Минеральные вещества и их роль в антимутагенной защите организма Селен рассматривается в качестве важного компонента пищи, играющего ведущую роль в регуляции мутагенеза и канцерогенеза. El Bayoumy K. показано, что селенит натрия ингибирует мутагенное действие N- нитрозо-2-ацетиламинофлуорена, регистрируемое методами учета СХО и хромосомных аберраций в культуре клеток китайского хомячка [69]. В то же время другими авторами было показано, что селен обладает мутагенными свойствами и способен усиливать действие ряда химических мутагенов in vivo и in vitro [47]. Медь является кофактором многих ферментов, цитохромов, супероксиддисмутазы Cu/Zn [95], регулирующих реакции окислениявосстановления. Человеку рекомендуется принимать 1 – 3 мг меди в день, и предполагается, что такой дозы достаточно для поддержания стабильности генома. Прием больших доз этого элемента принципиально может привести к геномной нестабильности за счет усиления прооксидантных реакций, однако, существует гомеостатический контроль уровня меди в плазме крови [94]. Железо, подобно меди, также вовлечено в прооксидантные реакции, и его высокий уровень, скорее всего, усиливает окислительные процессы [63]. Клетки и живые организмы имеют механизмы уменьшения концентрации ионов железа, например, регулируемую межмембранную транспортировку ионов этого металла. Кроме того, существенную роль в предотвращении его негативных эффектов играют ферменты, утилизирующие оксиданты, возникающие при участии железа [63]. Цинк - активный центр фермента супероксиддисмутазы, и это определяет его роль в предупреждении эндогенных и экзогенных повреждений генома, опосредованных через интенсификацию образования АФК и ПОЛ. Однако, уровень его оптимального с точки зрения генетической стабильности поступления в организм еще не определен [65]. Таким образом, на сегодня имеется большое количество сведений о влиянии диетических факторов на генную стабильность, однако их количество и качество недостаточно для того, чтобы окончательно определить необходимый для поддержания здоровья человека уровень поступления того или иного микроэлемента или их комплексов. Пробелы в знаниях по этим вопросам могут быть ликвидированы только путем проведения соответствующих экспериментов с различными типами пищевых ингибиторов мутагенеза, что приведет к более глубокому пониманию связей между концентрацией микроэлементов и повреждением ДНК. 1.1.3. Фармакологическая защита генома Наиболее продвинутым направлением в области антимутагенной защиты организма человека является разработка фармакологических средств защиты генома. На сегодня имеется достаточно большое сведений о соединениях различной природы, способных в условиях эксперимента снижать или подавлять индуцированный мутагенез. Антимутагенные свойства в различных тест-системах демонстрируют фармакологические средства различного назначения, такие как бензодиазепиновые транквилизаторы (диазепам, феназепам и другие), актопротекторы – производные 2меркаптобензимидазола (бемитил и другие), сульфаниламиды (стрептоцид, норсульфазол и другие), индукторы синтеза эндогенных интерферонов, соединения, являющиеся производными 1,4 -дигидропирина, 3оксипиридина, дигидрохинона, фенотиазина, а также тиреоидные гормоны [1, 11, 21, 18, 80, 81, 75]. Эти антимутагены по своим физико-химическим характеристикам и функциональным назначениям весьма различны и имеют разные механизмы действия антимутагенной защиты. Среди соединений психотропного ряда и актопротекторов, диазепам вызывал снижение хромосомных аберраций, индуцированных циклофосфаном, в клетках костного мозга мышей, проявляя тем самым антимутагенные свойства. Феназепам предотвращал цитогенетические последствия эмоционального стресса, снижал выход генных мутаций, индуцируемых фопурином у дрозофилы, редуцировал уровень хромосомных аберраций, индуцированных фотрином и фопурином в клетках костного мозга мышей [17]. Актопротектор тест-системах антимутагенная антирадикальными бемитил, снижающий свойства этих Этими [17]. же потребление По мнению сопряжена авторами кислорода авторов, с их описаны клетками [2] и антигипоксант томерзол также продемонстрировали в разных антимутагенные активность свойствами. соединений антимутагенные свойства производного 3-оксипиридина мексидола. В культуре цельной крови человека мексидол ослабляет цитогенетический эффект фотрина, но усиливает цитогенетический эффект диоксидина. По отношению к алкилирующим агентам фотрину и фопурину антимутагенные свойства мексидола были подтверждены в экспериментах на мышах. Фармакологические средства защиты генома обладают высокой специфичностью и за счет этого большой эффективностью. Так, в ряде случаев удается полностью устранить мутагенное действие ксенобиотиков [17, 12]. Использование антимутагенных компонентов в составе лекарственных форм позволяет разрабатывать генетически безопасные лекарства на основе потенциально мутагенных субстанций. Например, лекарственная форма фурадонина в отличии от нативной субстанции не обладает мутагенными свойствами из-за протекторного эффекта глицирама, входящего в ее состав [17]. Однако, применение фармакологических антимутагенов осложнено ограниченной возможностью их назначения здоровым людям для профилактики вероятностных последствий индуцированного мутагенеза. В этом случае целесообразнее применение назначения>, то есть антимутагенных веществ <двойного которые в этой можно связи соединений, внимание использовать одновременно в качестве лекарств и пищевых добавок лечебнопрофилактической направленности. Особое привлекают такие соединения как каротиноиды, аспартам и некоторые другие пищевые добавки. В рамках настоящей работы важно подчеркнуть, что часто вещества двойного назначения, в том числе и упомянутые аспартам и бета-каротин употребляются в качестве вспомогательных в составе лекарственных форм. Пример успешного совместного использования глицирама и фурадонина указывает на перспективу использования с аналогичной целью указанных соединений. 1.2. Основные группы антимутагенов и механизм их действия.

Наиболее полная классификация антимутагенов в соответствии с предполагаемым механизмом их действия предложена в работе S. De Flora и C. Ramel и представлена в таблице 2 [61]. Таблица 2. Основные группы антимутагенов и механизм их действия. Классификация 1. Внеклеточные механизмы 1.1. Ингибиторы поглощения мутагенов или их предшественников 1.1.1. Препятствующие их проникновению в организм защита тела, в клетку 1.1.2. Ускоряющие выведение жирные кислоты, путресцин, ароматические аминокислоты пищевые волокна Пример 1.2. Ингибиторы эндогенного формирования мутагенов 1.2.1. Ингибирующие реакции аскорбиновая кислота, токоферолы, нитрозирования фенолы, серосодержащие соединения 1.2.2. Изменяющие внутрикишечную ферментированные молочные продукты флору 1.3. Дизактиваторы мутагенов 1.3.1. в результате физических сохранение физиологического рН в реакций жидкостях тела, пищевые волокна 1.3.2. в результате химических или кальций, антиоксиданты, С16-С24 ненасыщенные жирные кислоты, овощи ферментативных реакций с «пероксидазной» или с «НАДФ-Н – оксидазной активностью» 1.4. Ускоряющие абсорбцию на Витамин Д3 и аналоги защищающие агенты 2. Внутриклеточные механизмы 2.1. Стимуляция захвата и N-ацетил-L-цистеин в эритроцитах и детоксикации клетками, не легочных макрофагах являющимися мишенью мутагена 2.2. Модификация трансмембранного переноса 2.2.1. Ингибирование проникновения короткоцепочечные жирные кислоты, в клетку путресцин, ароматические аминокислоты, ацилгликозилстероиды, кальций 2.2.2. Стимулирование удаления из клетки 2.3. Модуляция метаболизма 2.3.1. Ингибирование активации промутагенов в первой фазе метаболизма возможные модуляторы множественной лекарственной устойчивости фенолы, арилалкилизотиоцианаты, индолы, моноциклические монотерпеноиды, ретиноиды, флавоноиды, никотинамид, короткоцепочечные жирные кислоты, гемин, хлорофиллин, дисульфирам, диэтилтиокарбомат, бета-каротин 2.3.2. Индукция детоксикации в олтипраз и другие дитиолтионы, первой фазе и конъюгации во второй фенолы, N-ацетил-L-цистеин, индолы, фазе метаболизма или ускорение изотиоцианаты и др. инактивации реакционноспособных метаболитов 2.3.3. Повышение эффективности N-ацетил-L-цистеин, индол-3-карбинол детоксикации 2.4. Блокирование взаимодействия с мишенью 2.4.1.Взаимодействие с N-ацетил-L-цистеин и другие тиолы, электрофилами олтипраз, тиосульфат натрия, эрготионины, полифенолы, креатинин, никотинамид, гемин, хлорофиллин 2.4.2. За счет антиоксидантной бета-каротин, аскорбат, альфаактивности и перехвата свободных токоферол, селен, тиопролин, радикалов эрготионеин, мочевая кислота, дитерпены, полифенолы, флавоноиды, N-ацетил-L-цистеин и другие тиолы, нестероидные противовоспалительные лекарства, ингибиторы синтеза простогландина Е2, антиоксидантных (протеинкиназа С и др).

индукторы ферментов 2.4.3.

Защита нуклеофильных полиамины, ретиноиды участков ДНК глюкокортикоиды, 2.5. Ингибирование клеточной ретиноиды, изотиоцианы, тамоксифен, органические репликации и неорганические соединения селена, кальций и др. 2.6. Модуляция метаболизма и репарации ДНК 2.6.1. Увеличение точности хлорид кобальта, арсенит репликации и репарации ДНК ингибиторы топоизомераз натрия, 2.6.2. Стимуляция репарации и циннамальдегид, кумарин, ванилин, восстановления повреждений ДНК амбеллиферон, таниновая кислота 2.6.3. Ингибирование репарации ошибочной ингибиторы протеаз, аминобензойная кислота фолиевая кислота, метионин. пара 2.6.4. Коррекция гипометилирования 1.2.1. Каротиноиды 1.2.1.1. Биологические и фармакологические свойства каротиноидов Каротиноиды - природные пигменты, синтезируемые микроорганизмами и растениями, представлены во многих фруктах и овощах. На сегодня известно около 1000 представителей каротиноидных пигментов, из которых более 600 структурно идентифицированы [86]. Каротиноиды – это 40углеродные молекулы, двучленные, с симметрично соединенными полиметилбутадиенами, чья совокупность сопряженных двойных цепей делает их исключительно эффективными при инактивации свободных радикалов и придает им антиоксидантные свойства. Некоторые каротиноиды (включая каротины) являются провитаминами – предшественниками одного из основных микронутриентов - ретинола (витамин А).

Антиоксидантные свойства каротиноидов были показаны разными способами в системах in vitro [126]. У человека уровень каротиноидов в крови зависит от их количества в пище, а концентрация ретинола – нет, поскольку витамин депонируется в печени. По концентрации каротиноидов в крови можно судить об обеспеченности ими организма, которая зависит от степени биодоступности каротиноидов. У людей обнаружены значительные индивидуальные различия в уровне бета-каротина в плазме крови, как до, так и после приема каротинсодержащих препаратов [51, 70, 34, 49, 131]. Выявлены возрастные, половые и региональные различия уровня бета-каротина в плазме крови людей, а также установлено, что этот показатель значительно ниже у курящих, алкоголиков, онкологических и кардиологических больных.[108, 128]. Антиоксидантная и провитаминная активности каротиноидов определяют такие их биологические функции и фармакологические свойства, как ингибирование канцерогенеза, возрастных изменений, предотвращение развития катаракты, радиационных поражений, сердечно - сосудистых заболеваний [23, 60, 76, 87, 99]. R. G. Culter [1984], выдвинув теорию о том, что длительность жизни различных индивидуумов может определяться теми же факторами, что и чувствительность к раку, показал, что имеется положительная корреляция между уровнем бета-каротина в плазме крови (но не ретинола) и продолжительностью жизни приматов [58]. 1.2.1.2. Антимутагенные свойства каротиноидов и их влияние на повреждение и восстановление ДНК В настоящее время имеется ряд исследований, демонстрирующих антимутагенные свойства каротиноидов, главным образом, на примере изучениябета-каротина[36, 44, 45, 59, 97, 113, 119, 120, 121, 129].

Влияние каротиноидов на целостность ДНК исследовалось с применением разных тест-систем in vitro и in vivo. -каротин и ликопин при концентрации 1 – 3мМ защищали клетки НТ29 (карцинома толстой кишки человека) от ДНК- разрывов, вызываемых генерацией супероксиданиона в системе ксантин/ксантин оксидаза. При исследовании этих веществ в более высокой концентрации защиты не наблюдалось [96]. Konopacka M. [1998] использовал метод ДНК-комет, чтобы проследить воссоединение разрывов ДНK, вызванных -лучами. Вкаротин (5 мг/мл) в комбинации с витаминами С (1 мг/мл) и Е (5 мг/мл) ускорил восстановление;

за 90 мин. 80% разрывов были восстановлены в сравнении с 50% в контроле [90]. Также -каротин снижал степень повреждения ДНК, вызванное ультрафиолетом [52] или 8-метоксипсораленом и ультрафиолетом [91]. В экспериментах in vitro было показано, что бета-каротин и кантаксантин снижают количество микроядер, индуцированных блеомицином в культуре лимфоцитов человека [46]. В том же эксперименте была показана обратная зависимость между уровнем каротиноидов в плазме крови и количеством клеток с микроядрами, индуцированными блеомицином. Модифицирующее влияние каротиноидов на мутагенное действие ксенобиотиков было показано также в экспериментах in vivo. Так, бетакаротин снижал число хромосомных аберрации, индуцированных бензо(а)пиреном и митомицином С в клетках костного мозга мышей [110, 111], а также число микроядер, возникающих при действии бензо(а)пирена [137]. Renner et al. [1985] было показано дозозависимое влияние бета-каротина на уровень хромосомных аберраций в клетках костного мозга китайского хомячка, индуцированных мутагенами прямого действия метилметансульфонатом, бусульфаном и тио - ТЭФ [113]. В экспериментах, проведенных Salvadori еt al. [1991, 1992], было исследовано влияние бета-каротина на цитогенетический эффект непрямого алкилирующего мутагена - циклофосфамида. Пятидневная предобработка бета-каротином приводила к снижению уровня хромосомных аберраций, индуцированных циклофосфамидом в клетках костного мозга мышей [119120]. Имеются данные о каротиноидов снижении под влиянием бета-каротина и других канцерогенеза, хромосомных аберраций, микроядер и аберрантных крипт толстой кишки в случае кормления мышей или крыс химическими канцерогенами или облучения[68, 102]. В некоторых исследованиях у -облученных мышей наблюдалось значительное сокращение частоты микроядер в полихромных эритроцитах костного мозга и в эпителиальных клетках мочевого пузыря на фоне введения -каротина до или сразу после облучения [90]. Введение смеси каротина, витаминов Е и С оказалось более эффективным [91]. S.J. Duthie et al. исследовали влияние добавочного потребления каротина добровольцами в течение 10 недель. Было установлено, что лимфоциты крови добровольцев, принимающих единичные, большие дозы каротина (25 мг) устойчивы к окислению ДНК, инициированному Н2О2 [66]. В исследовании, проведенном P. Riso, 10 женщин добровольцев потребляли пищу, богатую томатным пюре (эквивалентную 16,5 мг ликопина в день) в одной группе, а в другой не употребляли вовсе томаты в пищу в течение 21 дня. Лимфоциты, исследуемые у первой группы добровольцев, оказались значительно более устойчивыми к нарушению окислительных процессов, вызванных Н2О2 in vitro [115]. K. Umegaki et al. изолировали лимфоциты после ежедневного потребления добровольцами 30 мг -каротина в течение 13 дней. Обработав клетки рентгеновским облучением, авторы обнаружили уменьшение числа микроядер по сравнению с контрольной группой. Более того, до и после приема препарата наблюдалась отрицательная корреляция между количеством микроядер и концентрацией в плазме -каротина [132].

Прием витаминов С (100 мг) и Е (280 мг), а также -каротина (25 мг) ежедневно в течение 20 недель группами курящих и некурящих (мужчин в возрасте 50 –59 лет) привел к значительному снижению степени эндогенного окисления пиримидина в лимфоцитах ДНК, что доказывает антиоксидантную защиту in vivo [66]. В другом исследовании эффективность отдельных каротиноидов – лутеина, ликопина и смеси а- и -каротина – исследовалась во время 12 – недельного каротиноидов эксперимента. не было Эффекта обнаружено от при дополнительного определении приема эндогенного повреждения ДНК в лимфоцитах, однако зафиксирована отрицательная корреляция между концентрацией каротиноидов в сыворотке крови и степенью окисления ДНК-оснований [55]. Корреляция была достаточно высокой, что позволяет предположить, что защита от повреждения ДНК осуществляется основным уровнем каротиноидов, полученных при сбалансированном питании, или же, что каротиноиды выступают просто в качестве маркеров других, действительно защитных веществ, которые встречаются в тех же продуктах питания, что и каротиноиды. 1.2.1.3. Эпидемиологические исследования биологической роли каротиноидов Многие эпидемиологические данные указывают на антиканцерогенное воздействие каротиноидов, и -каротина в особенности [107]. Выяснена связь между потреблением пищи, богатой каротиноидами, и относительно низкой заболеваемостью разными видами рака, включая рак легких, желудка, простаты, мочевого пузыря, пищевода и гортани [140]. Эти данные достоверны, так как подтверждены в нескольких широкомасштабных исследованиях. Например, заболеваемость раком пищевода и желудка в неблагополучных в этом отношении районах Китая заметно снизилась у добровольцев, принимавших витамин Е, -каротин и селен, по сравнению с другой группой, принимавших плацебо [47]. Имеется также еще целая группа эпидемиологических доказательств, свидетельствующих о благотворном влиянии каротиноидов на здоровье человека. Они обобщены в соответствующих обзорах [37, 107, 91, 68, 102, 139]. Вместе с этим, недавно появились два настораживающих сообщения. Во-первых, в Финляндии при эпидемиологическом восьмилетнем наблюдении за группой курильщиков (30 000 человек среднего возраста мужского пола), было показано, что дополнительное потребление -каротина или витамина Е может увеличить риск развития рака легких. Подобный результат был получен при исследовании в США, во время которого курильщикам и/или рабочим асбестовой промышленности назначали ретинол и -каротин [106]. Эксперимент прекратили преждевременно по этическим соображениям. Другое исследование по уменьшению риска профессиональных заболеваний не обнаружило влияние -каротина на здоровье [83]. В настоящее время описанные данные широко дискутируются, однако уже сейчас ясна необходимость тщательного исследования механизмов мутаген- и канцерогенмодифицирующего действия бета-каротина с акцентом на выявление возможных комутагенных и коканцерогенных эффектов. 1.2.3. Аспартам – антимутагенный дипептид и его фармакологические свойства Аспартам – пищевой заменитель сахара, представляет собой метиловый эфир дипептида – аспартил-фенилаланина. Аспартам почти в 200 раз слаще сахара, низкокалориен, и в рамках рекомендованного суточного поступления (до 40 мг/кг) безвреден для человека. Рекомендуется для диетического питания, прежде всего больным диабетом и ожирением. Кроме того, аспартам весьма эффективен для модификации вкуса различных лекарственных форм. Также аспартам широко применяется в пищевой промышленности при производстве детского, диетического питания, напитков, десертов и других продуктов, не требующих термической обработки [35]. Сравнивая метаболизм аспартама у людей и животных Ranney et al. [1976] показал, что в обоих случаях аспартам полностью распадается на аспартат фенилаланин и метанол в течение нескольких часов. Пик концентрации в плазме наблюдался через 4 – 7 часов [112]. Moller [1991] исследовал метаболизм аспартама у человека. Шесть взрослых мужчин получали по 0,56 г фенилаланина (Phe) в форме 1,0 г аспартама или 12,2 г бычьего альбумина в 200 мл воды или только воду. Образцы венозной крови, собранные до эксперимента и во время последующих 4 часов, были исследованы на предмет уровня в плазме аминокислот (тирозин, триптофан, валин, изолейцин и лейцин), аспартата, инсулина и глюкозы. Кривая, показывающая концентрацию фенилаланина плазме была на 40% больше после приема аспартама по сравнению с альбумином, хотя это и не считается показательным. Указанные различия могут быть вызваны, значительным повышением инсулина под влиянием альбумина, на который аспартам не оказывает никакого действия. Наблюдалось влияние аспартама на содержание в плазме тирозина, но не триптофана, валина, изолейцина или лейцина [101]. Исследование антимутагенных свойств аспартама in vivo проводилось в лаборатории фармакогенетики НИИ Фармакологии РАМН. Были получены результаты, свидетельствующие о наличии у аспартама цитогенетической активности. Кулакова А.В. показала, что аспартам в диапазоне исследуемых доз 4-40 мг/кг обладает антимутагенными свойствами по отношению к диоксидину и циклофосфамиду. Выявленная антимутагенная активность аспартама более выражена при его пятидневном введении до использования мутагена, тогда как при совместном пятидневном введении аспартама с мутагенами подсластитель не влиял на кластогенное действие диоксидина и циклофосфамида [24]. Установленная антимутагенная активность аспартама была независимо подтверждена Creppy E.E., Baudrimont I., которые исследовали влияние аспартама на генотоксические эффекты охратоксина А [57]. Аспартам вводился животным отдельно или в сочетании с охратоксином А (ОТА). Анализ с помощью жидкостной хроматографии высокого давления (HPLC) показал, что от 10 до 12% аспартама распределяются в неизменном виде в крови, моче и в органах. После введения аспартама крысам в дозе 25 мг/кг уровень его составил 73+6 мкг/г, 1,8+0,1 мкг/г, 156+9 мкг/г, 34+2 мкг/г, 66+5 мкг/мл и 19+2 мкг/мл соответственно в почках, печени, мозге, яичке, моче и сыворотке крови. В присутствии ОТА в тех же органах и жидкостях уровень присутствия составил 68+5 мкг/г, 2,1+0,1 мкг/г, 105+9 мкг/г, 25+0,6 мкг/г, 45+3 мкг/мл и 11+0,2 мкг/мл. По мнению авторов это указывает на то, что аспартам связывает ОТА и тем самым препятствует его повреждающему действию [57]. Видимо, это действительно так, поскольку в дополнительных экспериментах было показано, что при совместном шестимесячном введении аспартама и микотоксина концентрация последнего в крови и почках существенно ниже, чем при введении только ОТА. Эффективность аспартама в качестве протектора выше в тех случаях, когда он присутствует в плазме до ОТА и его количество уменьшается при возрастании концентраций токсинов, последнее также указывает в пользу описанного механизма антимутагенного действия аспартама. Генопротекторные свойства аспартама были подтверждены также в экспериментах, направленных на исследование кариомегалии в клетках почечных тканей под действием ОТА[56]. После 6- недельного лечения комбинацией ОТА и аспартама, кариомегалия была предотвращена у 80% животных, а у 20% животных обнаружилось несколько больших ядер в сравнении с животными, которым давался только ОТА. Отсутствие повреждения ДНК показывает наличие защитого эффекта у аспартама, которым не обладает фенилаланин. Аспартам в неизмененном виде (что составляет от 10 до 12 % от данной дозы), который имеет гораздо большую концентрацию, чем охратоксин А в организме в случае естественной контаминации, предотвращает связывание ОТА с плазмапротеинами, ускоряет выведение ОТА из организма, ускоряет метаболизм ОТА, особенно с менее токсичными и генотоксичными метаболитами. Такой механизм подтверждается уменьшением распределения ОТА в органах, таких как почки, мозг, печень и яичники, и, наконец, уменьшением вызываемой ОТА нефротоксичности и генотоксичности.

Таким образом, обобщая вышесказанное, и каротиноиды и аспартам, обладают антимутагенными свойствами, однако механизмы защитного действия у этих соединений различны. Совместное использование в фармакологии и пищевой промышленности указанных веществ, делает актуальным исследование их комбинаций на предмет комутагенности, синергизма или антагонизма совместного действия, наличия антимутагенных свойств, что и определило направление исследований, проведенных в настоящей работе.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 2.1. Препараты и оборудование 2.1.1. Препараты, мутагены и химические реактивы Бета–каротин - пищевой каротиновый краситель Е160а (Hofmann la Roche, Швейцария) 30 % масляная суспензия суспензия ( ВБК ). Аспартам (NutraSweet, Швейцария) гранулированный порошок. Представляет собой метиловый эфир L - - аспартил -L- фенилаланина. В качестве модельных мутагенов использовали циклофосфамид и диоксидин. Циклофосфамид (N’- бис (- хлорэтил)-N’-O-триметиленовый эфир диамида фосфорной кислоты) (Serva, Германия). Диоксидин (1,4-Ди-N-окись 2,3 бис-(ацетоксиметил)-хиноксалина) (Фармак он, Россия ). Для приготовления цитогенетических препаратов применяли КСl, ледяную уксусную кислоту, этиловый спирт ректификованный высшей очистки, воду дистилированную;

в процессе окрашивания метафазного материала – NaCl, красители азур-2 и эозин (все реактивы Реахим, Россия). Для изучения препаратов под микроскопом использовали иммерсионное кедровое масло (Россия) и орто-ксилол (Россия). 2.1.2. Оборудование. (ЖБК) и 10 % водная Центрифуга ОПН - 3 (Россия) Микроскоп Standart - 20, (Германия), 10 х 100 Весы лабораторные аналитические ВАД - 200М ГОСТ 24104 - 88, класс точности 2.

2.2. Животные.

В работе использовали мышей-самцов линии С57BL/6 (питомник “Столбовая “ РАМН) в возрасте 8 - 12 недель. Животных содержали при 12ти часовом световом режиме, на стандартном брикетированном корме, при свободном доступе к воде в условиях вивария НИЛ фармакологической генетики НИИ фармакологии РАМН. В эксперименте было использовано 720 животных. 2.3. Метод учета хромосомных аберраций в клетках костного мозга мышей in vivo. Метод позволяет учитывать хромосомные повреждения (ахроматические пробелы (гепы) и различные категории хромосомных аберраций) на стадии метафазы и рекомендован в качестве основного для проведения скрининга мутагенов и антимутагенов среди фармакологических соединений [6]. В отличие от методов in vitro, он позволяет учитывать не только эффект исследуемого соединения, но также его метаболитов, и биохимические события, приводящие к образованию эндогенных мутагенов, что обеспечивает надежную экстраполяцию экспериментальных данных на человека. 2.3.1. Схема обработки животных. Эксперименты по изучению влияния комбинаций каротиноидов и аспартама на индуцированный мутагенез проводили в трех вариантах. Во всех случаях мутаген вводили внутрибрюшинно, комбинации исследуемых препаратов - перорально. Путь введения каротиноидов и аспартама соответствовал наиболее распространенному способу их поступления в организм человека. Кроме того, применение различных путей введения мутагенов и пищевых добавок позволяло исключить их возможное прямое взаимодействие.

2.3.1.1. Острый эксперимент. Животные получали мутаген и одну из комбинаций каротиноидов (ЖБК, ВБК) и аспартама однократно;

забой животных производили через 24 часа после введения соединений. 2.3.1.2. Предобработка. Животным вводили одну из комбинаций каротиноидов (ЖБК, ВБК) и аспартама пятикратно с интервалом 24 часа, последнее введение сочеталось с однократной инъекцией мутагена;

забой животных осуществляли через 24 часа. 2.3.1.3. Подострый эксперимент. Комбинации каротиноидов (ЖБК, ВБК) и аспартама вводили совместно с мутагеном пятикратно, с интервалом между введениями 24 часа;

забой животных производили через 6 часов после последнего введения. 2.3.2. Дозы. Исследуемые комбинации вводили в двух вариантах. В первом аспартам применяли в дозе 0,4 мг/кг совместно с масляной суспензиией бетакаротина в дозах 0,5, 5 и 50 мг/кг или водной суспензиией из расчета 1,5, 15, 150 мг/кг, что в обоих случаях при перерасчете на чистый бета-каротин составило 0,15, 1,5 и 15 мг/кг. Во втором - аспартам вводили в дозе 4 мг/кг в сочетании с вышеуказанными препаратами бета-каротина.. С каждой дозой аспартама сочетали три вышеуказанные дозы каротиноидов. Жирорастворимый ЖБК растворяли в рафинированном растительном масле, ВБК и аспартам - в дистиллированной воде непосредственно перед использованием. Выбор доз каротиноидов и аспартама определялся исходя из опыта предыдущих исследований в НИИ фармакологии РАМН, направленных на изучение антимутагенных свойств указанных препаратов, который опирался на существующую практику клинического использования бета-каротина и аспартама, при котором потребление бета-каротина достигает 180 мг в сутки [8], аспартама 40 мг/кг [9]. Непрямой алкилирующий мутаген циклофосфамид вводили в дозе 20 мг/кг, прямой мутаген прооксидантного типа действия - диоксидин в дозе 300 мг/кг и 100 мг/кг. В указанных дозах эти мутагены наиболее часто используются в экспериментах по изучению модификации индуцированного мутагенеза. Выбор доз мутагенов был обусловлен установленным ранее заключением, что при исследовании на антимутагенность тем выше получение статистически достоверных результатов, чем выше повреждающая активность используемого мутагена [20]. Те же дозы мутагенов применялись в более ранних исследованиях, направленных на изучение антимутагенных свойств аспартама и бета-каротина [3, 25]. Во всех вариантах эксперимента мутагены растворяли в физиологическом растворе непосредственно перед обработкой животных. Внутрибрюшинные и пероральные введения осуществляли в объемах, не превышающих 0,25 мл/мышь, с помощью одноразовых микрошприцов. 2.3.3. Приготовление цитогенетических препаратов. Цитогенетические препараты готовили стандартным суховоздушным способом по Preston et al [1987]. За 2,5 часа до забоя животным вводили 0,025% раствор колхицина из расчета 0,01 мл/г с целью подавления формирования ахроматинового веретена клеточного деления и накопления метафаз [109]. Забой животных осуществляли смещением шейных позвонков. Затем максимально быстро выделяли бедренные кости, срезали эпифизы и вымывали клетки костного мозга гипотоническим раствором (0,55 % KCl), предварительно подогретым до 370С. После инкубации при 370С в течение 15 минут клеточную взвесь центрифугировали 5 минут при 1000 об/мин (центрифуга ОПН и 3, Россия). 3 мл Супернатант сливали, осадок ресуспензировали добавляли предварительно охлажденного фиксатора, состоящего из смеси этилового спирта и ледяной уксусной кислоты в соотношении 3 : 1. Время инкубации клеток в фиксаторе составляло 10 минут. Затем проводили повторное центрифугирование и смену фиксатора (3 мл). После этого клетки инкубировали в холодильнике еще 20 минут. Взвесь вновь центрифугировали, удаляли супернатант, осадок ресуспензировали в 0,5 мл вновь добавленного фиксатора и наносили на предварительно обезжиренные и охлажденные стекла, которые высушивали в пламени спиртовой горелки. Окраску производили азур - эозином. Состав красителя включал: 5 частей азура (0,1 %), 2 части эозина (0,1 %), 10 частей дистилированной воды с небольшим добавлением 5 % раствора Na2CO3х10 Н2О. При цитогенетическом анализе использовали микроскоп Standart - 20, ФРГ, 10х100. Цитогенетический анализ проводили стандартно на основе рекомендаций Scott et al. [122], хромосом, хромосомными обменами при этом учитывали клетки с и клетки с множественными ахроматическими пробелами (гепами), одиночными и парными фрагментами повреждениями хромосом (более 5 хромосомных повреждений в клетке). На каждое животное анализировали по 100 метафаз, в каждой группе было исследовано 4 -6 животных. 2.4. Статистическая обработка. Статистическую обработку ( - критерий ) проводили путем сравнения долей аномальных клеток в контрольной и экспериментальных группах [26]. Расчет антимутагенного эффекта производили по формуле: М1 - М2 АЭ = --------------- * 100 М1 где: АЭ - антимутагенный эффект (%), М1 - % метафаз с аберрациями при действии мутагена, М2 - % метафаз с аберрациями при действии мутагена и исследуемой комбинации.

3.РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 3.1. Исследование влияния комбинаций аспартама и бетакаротина на кластогенные эффекты мутагенов в остром эксперименте. В данной серии экспериментов мутагены и исследуемые комбинации аспартама и каротиноидов вводили совместно однократно, ЖБК и ВБК в дозах - 0,15, 1,5 и 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 или 0,4 мг/кг. В качестве позитивного контроля использовались данные, полученные в экспериментах на животных, которым инъекцировался только мутаген. 3.1.1. Комбинации аспартама и бета- каротина в жирорастворимой форме. Результаты влияния комбинаций препаратов ЖБК и аспартама на кластогенные эффекты циклофосфамида представлены в таблице 3. Исследование уровня хромосомных аберраций, индуцированных при однократном воздействии циклофосфамида в дозе 20 мг/кг выявило 17,8±1,7 % поврежденных метафаз, при этом на каждые 100 клеток было зарегистрировано 4,2 клеток с гепами, 11,0 с одиночными фрагментами, 1,8 с парными фрагментами, 0,2 с обменами, 0,6 повреждениями хромосом. Использование комбинации из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг привело к статистически значимому снижению кластогенного действия циклофосфамида на 28%. Количество поврежденных клеток было равно 12,8±1,5 %. Спектр хромосомных повреждений на каждые 100 клеток 1,8 гепов, 9,2 одиночных фрагментов, 1,6 парных фрагментов, метафазы с множественными повреждениями выявлены не были. метафаз с множественными После совместного применения циклофосфамида с комбинацией ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг на каждые 100 клеток зарегистрировано 1,4 гепов, 7,6 одиночных фрагментов, 0,6 парных фрагментов, 1,0 обменов, общее количество поврежденных клеток – 10,6±1,4 %. Сопоставление этого результата и данных позитивного контроля (17,8+1,7%) выявило между ними статистически достоверные различия, что свидетельствует об уменьшении эффекта мутагена под влиянием исследуемой комбинации на 40%. При использовании комбинации из ЖБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг количество клеток с аномалиями, индуцированными циклофосфамидом, составило 8,8±1,3 % (0,8 гепа, 6,6 одиночных фрагментов, 0,4 парных фрагментов, 1,0 обменов на каждые 100 клеток). Статистическая обработка показала достоверные различия этого результата с установленными значениями позитивного контроля, что свидетельствует о снижении кластогенного эффекта циклофосфамида на 51%. В этой же таблице представлены результаты, установленные в серии экспериментов с использованием комбинаций аспартама в дозе 4 мк/кг и ЖБК во всем диапазоне используемых доз (0,15-15 мг/кг). Позитивный контроль составил 14,8+1,8 % приходилось 1,5 поврежденных метафаз (на 100 клеток парных фрагментов, 4,5 и 1,4 одиночных и гепов, 8,3 одиночных и 1, обменов). При использовании в комбинации ЖБК в дозе 0,15 мг/кг на каждые 100 клеток зарегистрировано 1,2 гепов, 5,0 парных фрагментов соответсвенно, 2,8 поврежденных метафаз составило 9,4 +1,3 %. При использовании ЖБК в промежуточной 1,5 мг/кг и максимальной дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг было зафиксировано практически одинаковое снижение количества поврежденных клеток – 8,4+1,3 % в первом варианте и 8,2+1,3 % во втором. При этом количество повреждений на 100 клеток составило соответсвенно гепов 1,0 и 0,4, одиночных фрагментов 4,2 и 4,8, парных фрагментов – 1,8 и 1,6, обменов –1,4 и 1,2. Сравнение всех полученных данных с результатами позитивного контроля выявило между обменов. Всего количество ними статистически достоверные различия, что свидетельствует о способности исследуемых комбинаций снижать кластогенный эффект ЦФ. Обобщая совокупность данных, представленных в таблице 3, следует констатировать, что жирорастворимый бета-каротин во всех использованных дозах в сочетании с аспартамом применяемым из расчета 0,4 и 4 мг/кг значимо снижал кластогенное действие циклофосфамида на 28-51%. В таблице 4 представлены данные, полученные при изучении влияния комбинаций аспартама и ЖБК и на цитогенетические эффекты диоксидина в дозе 100 мг/кг при их однократном введении. Отдельно взятый мутаген в дозе 100 мг/кг индуцировал хромосомные повреждения в 7,4±1,2 % клеток костного мозга мышей линии С57Bl/6. При этом спектр хромосомных повреждений на каждые 100 клеток составил: гепов 1,6, одиночных фрагментов 4,2, парных фрагментов и обменов по 0,6, 0,4 метафаз с множественными повреждениями. При исследовании влияния комбинации ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг на генотоксическое действие диоксидина было обнаружено 5,8±1,1 % поврежденных метафаз. На каждые 100 клеток приходилось 0,8 гепа, 3,8 одиночных фрагментов, 0,8 парных фрагментов и обменов 0,4. После использования ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг количество индуцированных мутагеном аномальных клеток существенно не отличалось от предидущего значения и составило 5,3±1,1 % ( 0,3 гепа, 3,5 одиночных фрагментов, 0,4 парных фрагмента на каждые 100 клеток). Статистически достоверных различий между опытными и контрольными результатами не обнаружено, что свидетельствует об отсутствии снижения мутагенных эффектов диоксидина при применении указанных комбинаций.

Применение ЖБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг позволило зарегистрировать статистически достоверное влияние комбинации на уровень повреждаемых диоксидином метафаз. Количество аберрантных клеток снизилось и составило 4,0±0,9 %. При этом спектр хромосомных повреждений был следующий: 0,6 гепа, 3,0 одиночных фрагментов, 0,2 парных фрагмента, 0,2 обмена на каждые 100 клеток. При исследовании комбинаций из препаратов ЖБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг были зарегистрированы результаты сходные с данными серии экспериментов с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг. Отдельно взятый мутаген индуцировал хромосомные повреждения в 7,0+1,2 % клеток. В спектре хромосомных повреждений было выявлено на 100 клеток 6,8 одиночных фрагментов, 0,2 обмена, 0,4 метафазы с множественными повреждениями хромосом. В эксперименте, направленном на исследование действия комбинации ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом 4 мг/кг на кластогенные эффекты диоксидина зарегистрировано на каждые 100 клеток 3,2 одиночными повреждениями хромосом, по 0,4 клеток с обмена и клеток с множественными повреждениями хромосом. Всего доля поврежденных клеток составила 4,2+0,9 %. Эти результаты статистически значимо не отличались от контрольных значений. При совместном применении сроком на 24 часа диоксидина с комбинацией ЖБК в промежуточной 1,5 и максимальной 15 мг/кг дозах с аспартамом в дозе 4 мг/кг были выявлены практически равнозначные результаты. Всего доля поврежденных клеток составила (соответсвенно дозам ЖБК) 3,2+0,9 % и 3,0+0,9 %, в спектре хромосомных повреждений было выявлено на 100 исследованных клеток 2,6 и 2,4 фрагментов, по 0,6 Статистическая обработка показала достоверный характер одиночных снижения хромосомы с множественными повреждениями.

мутагенного эффекта диоксидина.

Обобщая результаты эксперимента, можно заключить, что эффект комбинации существенно зависит от доз, в которых используются ее компоненты. Так, наилучший эффект в остром эксперименте с диоксидином (100 мг/кг) достигается при использовании жирорастворимой формы бетакаротина в максимальной дозе (15 мг/кг) и аспартама в дозе 0,4 мг/кг. Увеличение дозы аспартама до 4 мг/кг приводит к уменьшению действия мутагена лишь при условии использования в сочетании с ЖБК в промежуточной 1,5 и максимальной 15 мг/кг дозах. Комбинации с минимальной дозой ЖБК 0,15 мг/кг не эффективны по отношению к действию мутагена. В таблице 5 представлены результаты экспериментов, направленных на изучение влияния комбинаций аспартама эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг. Отдельно взятый мутаген индуцировал 20,6+1,8 % поврежденных метафаз, при этом на каждые 100 клеток было зарегистрировано 2.2 гепов, 6,2 одиночных фрагментов, по 2,2 парных фрагментов и обменов и 8,8 метафаз с множественными повреждениями хромосом. Использование ЖБК с аспартамом, соответственно, в дозах 0,15 и 0,4 мг/кг не привело к статистически значимому снижению кластогенного действия диоксидина. Количество поврежденных клеток составило 19,8+1,8 %. Спектр хромосомных повреждений практически не отличался от выявленного в позитивном контроле : на каждые 100 клеток приходилось 2,0 гепов, 3,6 одиночных фрагментов, 1,8 парных фрагментов, 2,2 обменов и 10,2 метафаз с множественными повреждениями хромосом. После совместного применения диоксидина в дозе 300 мг/кг и комбинации из ЖБК в промежуточной 1,5 и максимальной 15 мг/кг дозах с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг количество клеток с аномалиями, индуцированными мутагеном было зарегистрировано примерно на одном уровне и составило, соответсвенно, 17,0+1,7 % и 16,4+1,7 % (1,6 и 1,8 гепов, 4,0 и 5,0 одиночных фрагментов, 1,8 и 2,0 парных фрагментов, 2,0 и 1,0 с ЖБК на кластогенные обменов, 7,6 и 6,6 метафаз с множественными повреждениями на каждые 100 клеток). Статистическая обработка показала отсутствие достоверных различий этих результатов с установленными контроля. В эксперименте, направленном на исследование действия комбинаций ЖБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг на кластогенные эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг, отдельно взятый мутаген индуцировал хромосомные повреждения у 17,2+1,6 % клеток. В спектре хромосомных повреждений было выявлено на 100 исследованных клеток 0,2 хромосом. При совместном применении сроком на 24 часа диоксидина с ЖБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 4 мг/кг спектр хромосомных повреждений практически не отличался от значений позитивного контроля;

было выявлено 0,2 гепа, 4,2 одиночных фрагмента, 0,4 обмена, 10,2 клеток с множественными повреждениями хромосом. Всего доля поврежденных клеток составила 15,0+1,6 %. Только при использовании ЖБК в промежуточной 1,5 и максимальной 15 мг/кг дозах с аспартамом в дозе 4 мг/кг было зафиксировано статистически достоверное ( Р< 0,05 ) снижение уровня индуцируемых диоксидином аномальных клеток до 12.6+1,6 % в первом и до 12.0+1,6 во втором экспериментах. Спектр хромосомных повреждений в этих дозах практически не различался и составил, соответсвенно : 4,4 и 4,0 одиночных фрагментов, по 0,2 обмена, 7,8 и 7,6 метафаз с множественными повреждениями. Обобщая комбинации, результаты экспериментов, жирорастворимую можно форму заключить, бета-каротина что и содержащие гепа, 4,2 одиночных фрагментов, 0,6 обмена, 12,2 метафаз с множественными повреждениями значениями позитивного аспартам в условиях острого эксперимента оказывают влияние на цитогенетические эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг только при использовании исследуемых веществ в максимальных дозах.

3.1.2. Комбинации аспартама с водорастворимым бета-каротином В таблице 6 представлены результаты влияния комбинаций из водорастворимого бета-каротина ( ВБК ) и аспартама на кластогенные эффекты циклофосфамида (20 мг/кг) при их совместном однократном введении. Отдельно взятый мутаген индуцировал хромосомные повреждения у 11,2±1,4% клеток. В спектре хромосомных повреждений было выявлено на 100 исследованных клеток 2,2 гепов, 5,2 одиночных фрагментов, 1,2 парных фрагментов, 0,2 метафазы с множественными повреждениями хромосом. В эксперименте, направленном на исследование действия комбинации ВБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг на кластогенные эффекты циклофосфамида зарегистрировано на каждые 100 клеток 2,25 гепов, 3,5 одиночных фрагментов, 1,0 обменов. Всего доля поврежденных клеток составила 7,0±1,2%. Эти результаты статистически значимо отличались от значений позитивного контроля. При совместном применении сроком на 24 часа циклофосфана с комбинацией ВБК в дозе 1,5 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг было выявлено 1,25 гепов, 3.8 клеток с одиночными фрагментами, 1.25 клеток с обменами. Общее количество поврежденных клеток – 5,5±1,1 %, что свидетельствует о статистически достоверных различиях между опытным и контрольным результатами, и, как и в предыдущем случае, свидетельствует о снижении мутагенного эффекта циклофосфана. Применение ВБК в максимальной дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг также привело к статистически достоверному ( Р<0,01 ) снижению уровня индуцируемых циклофосфаном аномальных клеток до 4,0+0,8% ( 1,4 гепов, 2.0 клеток с одиночными фрагментами, 0.2 парных фрагмента, 0,8 обмена).

Эксперименты, направленные на изучение влияния комбинаций препаратов ВБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг на цитогенетические эффекты циклофосфана, позволили установить следующие результаты. Мутаген при однократном введении сроком на 24 часа вызвал повреждения хромосом : гепов 1,0, метафаз с одиночными фрагментами – 7,0, парными – 2,25, обменов –2,75, клеток с множественными повреждениями 0,75 ( на каждые 100 исследованных клеток ). При совместном применении сроком на 24 часа циклофосфана с комбинацией ВБК в дозе 0,15 мг/кг с аспатамом в дозе 4 мг/кг было выявлено статистически значимое ( Р<0,05 ) снижение уровня аберрантных клеток до 10,2+1,4% против 15,25+1,8% аномальных клеток в позитивном контроле. Спектр хромосомных повреждений был следующий : гепов 1,2, метафаз с одиночными фрагментами – 6,8, парными – 1,4, обменов – 1,8 ( на каждые 100 клеток ). После использования комбинации ВБК в промежуточной дозе 1,5 мг/кг с аспартамом 4мг/кг количество индуцированных мутагеном аномальных клеток составило 12,6+1,5% ( 0,6 гепа, 9,8 одиночных фрагментов и 1,6 парных, 1,2 обменов ). Статистически достоверных различий между опытными и контрольными результатами обнаружено не было. Применение комбинации с ВБК в дозе 15 мг/кг и аспартамом 4мг/кг позволило зарегистрировать статистически значимое влияние на уровень повреждаемых циклофосфаном метафаз. Количество аберрантных клеток составило 8,2+1,2% со следующим спектром хромосомных повреждений : 0,2 гепа, одиночных фрагментов 4,4, парных фрагментов 1,6 и обменов 1,2 на каждые 100 клеток. Таким образом, в условиях острого эксперимента комбинации из ВБК с аспартамом практически во всем диапазоне исследуемых доз редуцируют кластогенный эффект циклофосфамида на 33-64 %. Только комбинация из ВБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг не проявляет указанного действия.

В таблице 7 представлены результаты влияния комбинаций аспартама с водорастворимым бета-каротином на кластогенные эффекты диоксидина ( 100 мг/кг ) при их однократном совместном введении. В результате обработки мышей диоксидином в дозе 100 мг/кг сроком на 24 часа было зарегистрировано 6,0+1,2% аномальных клеток (1,2 гепов, 4,2 одиночных фрагментов, 0,4 парных, 0,8 обмена на каждые 100 клеток). Цитогенетический анализ 500 метафазных пластинок после однократного применения с диоксидином комбинации из ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг позволил обнаружить на каждые 100 клеток 0,8 гепа, 3,6 одиночных и 0,4 парных фрагментов, 0,6 обмена. Общее количество аберрантных клеток составило 5,2+1,0%. Этот результат достоверно не отличался от значений позитивного контроля. После совместного введения мутагена с комбинацией из ВБК в дозе 1,5 мг/кг и аспартама 0,4 мг/кг было зарегистрировано 4,6+0,9% клеток с аномалиями. Спектр хромосомных повреждений составил : 1,0 гепов, 3,8 одиночных и 0,2 парных фрагментов на каждые 100 клеток. Сравнение опытных и контрольных данных, характеризующих уровень поврежденных метафаз, не выявило между ними статистически достоверных различий. Обработка животных комбинацией с ВБК в дозе 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг привела к достоверному (Р<0,05) снижению числа поврежденных диоксидином клеток. При этом было зарегистрировано 3,6+0,8% против 6,0±1,2 % в контроле. Качественный состав хромосомных повреждений на каждые 100 метафаз был следующий: 0,6 гепа, одиночных фрагментов 3,2, 0,4 обмена. После обработки животных комбинацией с увеличенной дозой аспартама до 4 мг/кг были зарегистрированы результаты сходные с серией экспериментов с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг. Отдельно взятый мутаген индуцировал 7,0+1,1% хромосомных повреждений (1,4 гепов, 4,8 одиночных и 0,6 парных фрагментов, 1,2 обменов на каждые 100 клеток).

При исследовании влияния комбинации из ВБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг на генотоксичное действие диоксидина было обнаружено 5,0+0,9% поврежденных метафаз. На каждые 100 клеток приходилось 0,8 гепа, 3,0 одиночных и 0,6 парных фрагментов, 0,8 обмена. Полученный результат статистически значимо не отличался от значений позитивного контроля. После использования комбинации с дозами ВБК 1,5 мг/кг и аспартама 4 мг/кг количество индуцированных мутагеном аномальных клеток составило 4,4+0,9 % (1,2 гепов, 2,6 одиночных фрагментов, 0,8 обмена). Статистически достоверных различий между опытным и контрольным результатом не обнаружено. Применение комбинации с максимальной дозой ВБК 15 мг/кг и аспартама 4 мг/кг позволило зарегистрировать статистически достоверное снижение кластогенного эффекта диоксидина до 4,0+0,8 % со следующим спектром хромосомных повреждений на каждые 100 клеток: 0,8 гепа, 2,6 одиночных фрагментов, 0,6 парных фрагментов и 0,4 обмена. Таким образом, уровень клеток, повреждаемых диоксидином в дозе 100 мг/кг, был значимо снижен комбинациями с максимальной дозой ВБК 15 мг/кг и аспартамом как в дозе 0,4 мг/кг, так и 4 мг/кг. В то же время, комбинации препаратов не влияли на кластогенный эффект мутагена в дозах ВБК 0,15 и 1,5 мг/кг. В таблице 8 представлены данные, полученные при изучении влияния комбинаций ВБК и аспартама на цитогенетические эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг при их однократном введении. При изучении мутагенного эффекта диоксидина (300 мг/кг) анализ 400 метафазных пластинок позволил выявить хромосомные аберрации у 14,25±1,6 % исследованных клеток. При этом на каждые 100 метафаз было зарегистрировано 1,25 гепов, 5,75 одиночных фрагментов, 1,75 парных фрагментов, 10,5 метафаз с множественными повреждениями хромосом. В результате введения совместно с диоксидином комбинации ВБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг было зафиксировано 13,0±1,7 % аномальных клеток, что статистически значимо не отличалось от контрольного значения. В спектре хромосомных нарушений преобладали метафазы с множественными повреждениями и одиночные фрагменты - их было зафиксировано, соответственно, 6,5 и 5,25 на каждые 100 метафаз. Кроме того, присутствовали парные фрагменты – 2,5 и обмены – 3,0 на каждые 100 клеток. Обработка животных комбинацией ВБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом 0,4 мг/кг привела к снижению уровня индуцируемых диоксидином аберрантных клеток до 12,5±1,6 %. При анализе 400 метафазных пластинок в этом опыте хромосомные повреждения были представлены: гепами – 1,4, одиночными фрагментами – 5,5, парными фрагментами – 1,75, обменами – 1,75, метафазами с множественными повреждениями – 4,75 на каждые 100 клеток. Достоверных различий полученных результатов с показателями позитивного контроля обнаружено не было. После обработки экспериментальных животных комбинацией с ВБК в дозе 15 мг/кг и аспартамом 0,4 мг/кг уровень метафазных пластинок, повреждаемых диоксидином, был снижен до показателя 8,0±1,4 %, что значимо (Р<0,05) отличалось от аналогичного показателя, характеризующего эффект мутагена и свидетельствует о наличии антимутагенных свойств у исследуемой комбинации. При этом на каждые 100 клеток приходилось: 0,75 гепа, 2,75 одиночных фрагментов, 1,75 парных фрагментов, 0,25 обмена и 2,5 метафаз с множественными повреждениями. При исследовании действия комбинаций из водорастворимого бетакаротина с аспартамом в дозе 4 мг/кг на кластогенные эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг, отдельно взятый мутаген индуцировал хромосомные повреждения у 14,4+1,6 % клеток. В спектре хромосомных повреждений было выявлено на 100 исследованных клеток 0,8 гепа, 6,0 одиночных фрагментов, 1,6 парных фрагментов, 2,8 обменов, 5,2 метафаз с множественными повреждениями хромосом.

В результате введения совместно с мутагеном с комбинацией ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама 4 мг/кг было зафиксировано 10,25+1,6 % аномальных клеток, что статистически значимо не отличалось от значений позитивного контроля. Обработка животных комбинацией с ВБК в дозе 1,5 мг/кг привела к снижению индуцированных диоксидином аберрантых клеток до 8,0+1,3 %. При анализе 400 метафазных пластинок в этом опыте хромосомные повреждения были представлены : гепа – 0,75, одиночными фрагментами – 3,5, парными фрагментами – 1,25, обменами – 1,5, метафазами с множественными повреждениями – 3,0. Эти данные статистически кластогенного достоверно действия отличались диоксидина от под аналогичных влиянием показателей, исследуеммой характеризующих эффект мутагена, что свидетельствует о снижении комбинации. Такой же эффект продемонстрировала комбинация из ВБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом 4 мг/кг. В этом случае снижение кластогенного действия мутагена было зарегистрировано до уровня 7,6+1,2 %, со спектром хромосомных повреждений: гепа 0,4, одиночных фрагментов 4,6, парных 1,4, обменов и метафаз с множественными повреждениями по 1,6. Таким образом, в условиях острого эксперимента комбинация водорастворимой формы бета-каротина в дозе 15 мг/кг с аспартамом в обеих используемых дозах (0,4 и 4 мг/кг) статистически значимо редуцирует мутагенный эффект диоксидина, применяемого в дозе 300 мг/кг и не проявляет подобной активности при использовании ВБК в дозах 0,15 и 1,5 мг/кг. Совокупность результатов исследования влияния двух серий комбинаций аспартама и каротиноидных препаратов на цитогенетические эффекты диоксидина и циклофосфамида при однократном совместном введении мышам позволило установить следующие экспериментальные факты.

1.

Комбинации препарата бета-каротина (жирорастворимая форма) в дозах 0,15 - 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг снижает цитогенетические эффекты циклофосфамида. 2. Комбинации препаратов бета-каротина (жирорастворимая форма) в дозах 1,5-15 мг/кг с аспартамом как в дозе 0,4 мг/кг, так и 4 мг/кг уменьшают кластогенный эффект диоксидина вводимого в дозе 100 мг/кг. 3. Под влиянием комбинации препарата бета-каротина (жирорастворимая форма) в дозах 1,5-15 мг/кг, сочетаемых с аспартамом в дозе 4 мг/кг уменьшается кластогенный эффект диоксидина в дозе 300 мг/кг. При использовании комбинации с меньшей дозой аспартама ( 0,4 мг/кг ) препараты не оказывают значимого воздействия на проявление цитогенетического действия этого мутагена. 4. Комбинации препаратов из водорастворимого бетакаротина в дозах 0,15-15 мг/кг в сочетании аспартамом в обеих использукмых дозах ( 0,4 и 4 мг/кг ) значимо снижали кластогенные эффекты циклофосфана. 5. Под влиянием комбинаций из водорастворимого бетакаротина в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 и 4 мг/кг уменьшался кластогенный эффект диоксидина, вводимого в дозах 100 и 300 мг/кг. При использовании комбинаций с меньшей дозой бета-каротина они не оказывали значимого воздействия на проявление цитогенетического действия этого мутагена. Таким образом, можно сделать вывод о наличии у комбинаций из каротиноидов (водо- и жирорастворимой формы) и аспартама антимутагенной активности и зависимости ее проявления от дозы составляющих компонентов. Кроме того, совокупность полученных данных позволяет сделать вывод об отсутствии у использованных комбинаций комутагенной активности в остром эксперименте в диапазоне применяемых дозировок.

Сравнение результатов исследований комбинаций с установленными ранее данными об антимутагенной активности их составляющих ( водо- и жирорастворимая форма бета- каротина и аспартам ) открывает дальнейшую перспективу изучения указанных комбинаций на предмет выявления зависимости защитного действия от режима введения.

3.2. Исследование влияния предобработки животных комбинациями из аспартама и бета-каротина на цитогенетические эффекты мутагенов В экспериментах, представленных в данной части исследования, животные обрабатывались перорально комбинациями из каротиноидов и аспартама в течение 5 дней. Последнее введение сочеталось с однократной внутрибрюшинной инъекцией мутагена. Забой животных осуществляли через 24 часа после последнего введения.

3.2.1. Комбинации аспартама и жирорастворимого бета-каротина В таблице 9 приведены данные, характеризующие влияние комбинаций из аспартама и жирорастворимого бета-каротина (ЖБК) на цитогенетические эффекты циклофосфамида в условиях предобработки ими животных. Однократное воздействие циклофосфамида в дозе 20 мг/кг индуцировало хромосомные аномалии у 17,8±1,7 % исследованных клеток. При этом на каждые 100 клеток было зарегистрировано: 2,6 гепов, 7,8 одиночных фрагментов, 1,2 парных фрагментов, 4,2 обменов, 2,2 метафаз с множественными повреждениями.

На фоне пятидневной обработки животных комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг циклофосфамид индуцировал 2,8 гепов, 6,8 одиночных фрагментов, 0,8 парных фрагмента, 4,6 обменов, метафаз с множественными повреждениями выявлено не было. Общее количество аномальных клеток составило 14,4±1,6 %, что практически не отличается от данных позитивного контроля. Введение циклофосфамида животным, обработанным в течение 5 дней комбинациями из ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом 0,4 мг/кг позволило зафиксировать на каждые 100 клеток 1,8 гепов, 6,8 одиночных фрагментов, 0,6 парных фрагмента, 2,8 обменов;

всего 11,6±1,4 % поврежденных метафаз. При этом были установлены статистически достоверные отличия от данных, характеризующих эффект мутагена, свидетельствующие о редукции повреждающего эффекта последнего на 35%. Использование для предобработки животных комбинации с ЖБК в дозе 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг также показало значимое влияние на генотоксичное действие циклофосфамида. Уровень аберрантных клеток составил 10,2±1,4 %, что свидетельствует о снижении эффекта мутагена на 43%. На каждые 100 клеток приходилось 6,0 одиночных для предообработки животных комбинации из фрагмента, 0,2 парных фрагмента, 1,6 обменов. Использование препаратов ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг не привело к статистически значимому снижению уровня циклофосфамид-индуцируемых аберрантных клеток. Он составил 12,75+1,6%. На каждые 100 клеток приходилось: 2,0 гепов, 6,75 одиночных фрагментов, 1,75 парных фрагментов, 2,25 обменов;

по данным позитивного контроля в этой серии экспериментов указанный мутаген индуцировал 15,2+1,6% клеток с аномалиями (2,2 гепов, 7,4 одиночных и 1,8 парных фрагментов, 3,0 обменов, 0,8 метафазы с множественными повреждениями хромосом, на каждые 100 клеток). На фоне пятидневной обработки животных комбинациями из ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг циклофосфан индуцировал 2, гепов, 6,75 одиночных фрагментов, 1,75 парных фрагментов и 1,0 обменов на каждые 100 исследованных клеток. Общее количество аномальных клеток составило 10,8+1,4 %. Сравнение этого результата с данными позитивного контроля не выявило между ними статистически достоверных различий. Предообработка животных комбинацией из ЖБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг привела к снижению уровня повреждаемых циклофосфаном клеток до 7,4+1,2 % (Р<0,05). На каждые 100 клеток зарегистрировано 0,8 гепа, 4,0 одиночных фрагментов, 1,2 фрагмента, 1,4 обменов. Таким образом, только комбинации из бета-каротина в жирорастворимой форме в максимальной дозе 15 мг/кг с аспартамом как в дозе 0,4 мг/кг, так и в дозе 4 мг/кг снижать цитогенетический эффект предобработки. В таблице 10 представлены результаты, полученные при испытании влияния 5-ти дневной предобработки животных комбинациями из аспартама и ЖБК на кластогенную активность диоксидина в дозе 100 мг/кг. Диоксидин (100 мг/кг) при однократном воздействии индуцировал хромосомные повреждения у 8,0±1,2 % исследованных клеток. Спектр хромосомных повреждений был представлен: гепами -1,6, одиночными фрагментами -4,6, парными фрагментами - 0,8, обменами -0,8, метафазами с множественными повреждениями - 0,2 на каждые 100 клеток. Использование для предобработки животных комбинации из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг привело к статистически значимому уменьшению уровня диоксидин-индуцируемых аберрантных клеток. Он составил 4,5±1,0 %. На каждые 100 клеток приходилось: 0,5 гепа, 4,6 одиночных фрагментов, 0,8 парных фрагмента, 0,8 обмена, 0,2 метафазы с множественными повреждениями. продемонстрировали способность циклофосфамида в условиях парных На фоне пятидневного введения комбинации из ЖБК в дозе 1,5 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг выявлено достоверное (Р < 0,05) снижение уровня повреждаемых диоксидином клеток до 4,6±0,9 %. Качественный анализ поврежденных метафаз не выявил различий с предыдущей серией эксперимента и позволил обнаружить на каждые 100 клеток 2,2 одиночных фрагментов, 0,8 парных фрагмента и 1,4 обменов. Предобработка животных комбинацией ЖБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг привела к снижению уровня повреждаемых диоксидином клеток до обменов. При исследовании влияния пятидневной предобработки комбинациями из ЖБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг на цитогенетические эффекты диоксидина в дозе 100 мг/кг, отдельно взятый мутаген индуцировал 6,8+1,0 % аберрантных клеток. При этом на каждые 100 клеток было зарегистрировано : 6,2 одиночных фрагментов, 0,2 парных, 0,4 обмена и 0,4 клетки с множественными повреждениями хромосом. Использование для предобработки животных комбинации из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг не привело к статистически значимому снижению уровня аберрантных клеток, индуцируемых диоксидином. Выявленный результат 3,8+0,8% поврежденных клеток значимо не отличался от данных позитивного контроля. На каждые 100 клеток приходилось 0,25 гепа, 2,5 одиночных фрагментов, 0,4 обмена, 0,2 клетки с множественными повреждениями хромосом. На фоне пятидневной предобработки животных комбинацией из ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг выявлено достоверное (Р<0,05) снижение уровня повреждаемых диоксидином клеток до 3,0+0,8 %. Качественный анализ поврежденных метафаз позволил обнаружить на каждые 100 клеток 2,6 одиночных фрагментов, 0,2 обмена и 0,4 метафазы с множественным повреждением хромосом. 3,2±0,8 % (Р < 0,01). На каждые 100 клеток зарегистрировано 0,2 гепа, 2,0 одиночных фрагментов, 0,4 парных, 0, Предобработка животных комбинацией с ЖБК в дозе 15 мг/кг и аспартама в дозе 4 мг/кг привела к снижению уровня повреждаемых диоксидином клеток до 2,4+0,7 % (Р<0,05). Спектр хромосомных повреждений включал : 2,2 одиночных фрагмента и 0,2 метафазы с множественными повреждениями хромосом на каждые 100 исследуемых клеток. Таким образом, комбинации бета-каротина в жирорастворимой форме с аспартамом при пятидневной обработке животных практически во всех используемых дозах значимо снижает повреждающее действие диоксидина в дозе 100 мг/кг, только комбинация с ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг не влияет на эффект этого мутагена. В таблице 11 приведены данные, характеризующие влияние комбинаций из ЖБК и аспартама на цитогенетические эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг в условиях предобработки ими животных. Однократное воздействие диоксидином в дозе 300 мг/кг индуцировало хромосомные повреждения у 19,0+1,8 % клеток. При этом на каждые 100 клеток были зарегистрировано : гепа 0,8, одиночных фрагментов 6,0, парных фрагментов 2,2, обменов 2,6, клеток с множественными повреждениями хромосом 7,4. На фоне пятидневной обработки животных комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг уровень поврежденных диоксидином метафаз составил 15,8+1,6 %. Было выявлено на каждые 100 клеток 1,0 гепов, 3,2 одиночных и 2,0 парных фрагментов, 2,8 обменов и 6,8 метафаз с множественными повреждениями. Сравнение установленного результата с данными позитивного контроля не выявило статистически значимое снижение кластогенного действия диоксидина. Определение количества хромосомных повреждений после введения диоксидина на фоне предобработки животных комбинацией из ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг позволило наблюдать 14,2+1,6 % поврежденных метафаз. Спектр хромосомных повреждений был следующим 0,2 гепа, 4,8 одиночных и 1,6 парных фрагментов, 1,8 обменов, 5,8 клеток с множественными повреждениями на каждые 100 исследуемых клеток. Статистическая обработка показала достоверное снижение мутагенного эффекта диоксидина. Анализ цитогенетических повреждений, проведенный на мышах, получавших диоксидин после пятидневного введения комбинации из ЖБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг выявил 11,5+1,4 % диоксидининдуцированных клеток: 0,25 гепа, 2,5 одиночных и 2,0 парных фрагментов, 1,5 обменов и 4,5 метафаз с множественными повреждениями хромосом на 100 клеток, что значительно ниже аналогичных данных в позитивном контроле и свидетельствует об уменьшении кластогенного действия мутагена. Данные о влиянии предобработки комбинациями препаратов ЖБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг на мутагенные эффекты диоксидина также представлены в таблице 11. В результате анализа 500 метафаз, полученных после однократной инъекции диоксидина в дозе 300 мг/кг было обнаружено 0,4 гепа, 4,4 одиночных фрагментов, 0,4 обмена, 12,0 поврежденных метафаз. У животных, обработанных мутагеном после пятидневного введения комбинации с ЖБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 4 мг/кг, было выявлено на каждые 100 клеток 5,6 одиночных фрагментов,0,2 парных фрагмента, 0,6 обмена, 9,2 метафаз с множественными повреждениями хромосом. Общее количество поврежденных метафаз составило 15,6+1,6 %, что достоверно не отличается от данных позитивного контроля. Использование диоксидина на фоне пятидневного введения комбинации ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг привело к статистически значимому снижению количества клеток, повреждаемых мутагеном до 10,0+1,4 % (Р<0,01). В спектре хромосомных повреждений на каждые 100 клеток было обнаружено 4,2 одиночных фрагмента и 5,8 метафаз с множественными повреждениями хромосом. метафаз с множественными повреждениями хромосом на каждые 100 клеток. Всего 17,2+1,6 % Такой же результат, свидетельствующий о значимом (Р<0,001) снижении цитогенетического эффекта диоксидина, был установлен после его применения у животных предобработанных комбинацией из ЖБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг. В этом случае общее количество поврежденных уменьшилось клеток составило клеток 7,8+1,2%. с При этом значительно количество множественными повреждениями хромосом до 3,8 (в контроле – 12,0%), одиночных фрагментов было зафиксировано 3,8, гепа 0,2 на каждые 100 исследованных клеток.. Таким образом, комбинации бета-каротина в жирорастворимой форме в дозе 1,5 и 15 мг/кг в сочетании с аспартамом как в дозе 0,4 мг/кг, так и в дозе 4 мг/кг при пятидневной обработке животных значимо снижает повреждающее действие диоксидина. При использовании ЖБК в дозе 0,15 мг/кг исследуемая комбинация не влияет на эффект применяемого мутагена.

3.2.2. Комбинации аспартама и водорастворимого бета-каротина Результаты исследования влияния пятидневной комбинациями из аспатама с 12. При исследовании 400 метафаз после однократного введения циклофосфана в дозе 20 мг/кг на срок 24 часа было обнаружено на 100 клеток: 0,25 гепа, 9,5 одиночных фрагментов, 1,0 парных фрагментов, 2,0 обменов, всего - 12,75±1,7 % аномальных метафаз. Анализ цитогенетических повреждений, проведенный на мышах, получавших циклофосфан после после 5-ти дневного введения комбинации из ВБК в дозе 0,15 м/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг выявил при пересчете на 100 клеток: 6,8 одиночных фрагментов, 1,0 парных фрагментов, 1,6 обменов, всего зарегистрировано 8,4%±1,2 % поврежденных клеток. Сравнение этого результата с данными позитивного контроля выявило между ними предобработки бета-каротином в водорастворимой форме (ВБК) на цитогенетические эффекты циклофосфана представлены в таблице статистически достоверные различия (Р<0,05), свидетельствующие о снижении мутагенного действия циклофосфана. Определение количества хромосомных повреждений после введения циклофосфана на фоне предобработки животных комбинацией ВБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг позволило наблюдать 6,6±1,1 % поврежденных метафаз. Спектр хромосомных повреждений включал: 3,6 одиночных фрагментов, 1,8 парных фрагментов, 1,4 обменов на каждые 100 клеток. Сравнение полученного результата с данными позитивного контроля показало статистически достоверное (Р < 0,05) уменьшение количества метафаз, повреждаемых используемым мутагеном. Такой же результат был зарегистрирован при пятидневной предобработке животных комбинацией с ВБК в дозе 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг. Общее количество поврежденных метафаз составило 6,4+1,1 % ( на каждые 100 клеток: 5,6 одиночных фрагментов, 0,2 парных фрагмента, 2,2 обменов). Результаты, полученные при испытании влияния комбинаций ВБК с апартамом в дозе 4 мг/кг на кластогенную активность циклофосфана, позволили установить, что циклофосфан при однократном воздействии индуцировал хромосомные повреждения у 12,2+1,5 % исследованных клеток. Спектр хромосомных повреждений был представлен : гепами 1,4, одиночными фрагментами 7,2, парными фрагментами 1,0, обменами 1,6, на каждые 100 клеток. Использование для предобработки животных комбинации ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 4 мг/кг привело к статистически значимому снижению уровня индуцированных циклофосфаном аберрантных клеток. Он составил 6,25+1,2 %. На каждые 100 клеток приходилось : 0,75 гепа, 3,75 одиночных фрагментов, 1,0 парных фрагментов, 1,6 обменов.

На фоне пятидневного введения комбинации ВБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг выявлено статистически достоверное (Р<0,05) снижение уровня повреждаемых циклофосфаном клеток до 6,5+1,2 %. Качественный анализ поврежденных матафаз позволил обнаружить на каждые 100 клеток 0,5 гепа, 4,5 одиночных и 1,0 парных фрагментов, 0,5 обмена. Определение количества хромосомных повреждений после введения циклофосфана на фоне предобработки животных комбинацией из ВБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг позволило наблюдать 6,6+1,1% поврежденных метафаз. Спектр хромосомных повреждений включал : 1,2 гепов, 3,4 одиночных фрагментов, 1,2 парных фрагментов, 1,0 обменов на каждые 100 клеток. Сравнение полученного результата с данными позитивного контроля показало статистически достоверное (Р<0,05) уменьшение количества повреждаемых используемым мутагеном метафаз и, следовательно, снижение его кластогенного эффекта. Таким образом, пятидневная обработка экспериментальных животных комбинациями из водорастворимого бета-каротина и аспартама во всем диапазоне используемых дозировок способствует снижению уровня клеток, повреждаемых циклофосфаном. Результаты исследования влияния пятидневной обработки животных комбинациями из водорастворимого бета-каротина с аспартамом на цитогенетические эффекты таблице 13. Цитогенетическое исследование влияния диоксидина на уровень поврежденных клеток костного мозга мышей линии С57Bl/6 показало, что отдельно взятый мутаген в дозе 100 мг/кг индуцировал хромосомные повреждения у 6,8±1,1 % клеток. При этом качественный состав хромосомных повреждений был следующий: 1,2 гепов, 4,8 одиночных фрагментов, 0,6 парных фрагмента, 1,0 обменов на каждые 100 исследованных клеток. диоксидина в дозе 100 мг/кг приведены в Предобработка животных комбинацией с ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг не оказывала значимого влияния на проявление мутагенного эффекта диоксидина. Зарегистрированный результат – 6,0±1,1 % поврежденных клеток - не отличался от аналогичного показателя, характеризующего эффект отдельно взятого мутагена. Спектр хромосомных повреждений на каждые 100 клеток также был сходен с таковым в позитивном контроле: гепов 1,2, одиночных фрагментов 3,75, парных фрагмента 0,75, обменов 0,5, метафаз с множественными повреждениями выявлено не было. На фоне предобработки животных комбинациями из ВБК в дозе 1,5 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг уровень поврежденных диоксидином метафаз составил 5,2±1,0 %. Было выявлено на каждые 100 клеток 3,8 одиночных фрагментов, 0,6 парных фрагмента, 1,2 гепов. Установленные результаты также не выявили статистически значимого снижения уровня клеток, повреждаемых диоксидином. Результат, свидетельствующий о значимом (Р < 0,05) уменьшении цитогенетического эффекта диоксидина, был установлен после его применения у животных предобработанных комбинацией с ВБК в дозе 15 мг/кг. В этом случае общее количество поврежденных клеток составило 3,8±0,8 % (на каждые 100 клеток приходилось 1,2 гепов, 3,4 одиночных и 0,2 % парных фрагментов). Результаты экспериментов, направленных на исследование влияния предообработки комбинациями из ВБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг на кластогенные эффекты диоксидина в дозе 100 мг/кг, показали что 500 метафаз, полученных после однократной инъекции диоксидина в дозе 100 мг/кг содержат всего поврежденных клеток 6,0+1,1 %. Причем на каждые 100 клеток было обнаружено 0,2 гепа, 2,6 одиночных и 1,0 парных фрагментов. Введение экспериментальным животным в течение 5 дней комбинации с ВБК в минимальной (0,15 мг/кг) и промежуточной (1,5 мг/кг) дозах с аспартамом в дозе 4 мг/кг не выявило статистически достоверного снижения уровня диоксидин – индуцируемых клеток. В первом случае было зарегистрировано 4,8+0,9 % поврежденных метафаз. Во втором – 3,75+0,9 %. У животных, предобработанных комбинацией с ВБК в максимальной дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг, диоксидин вызвал повреждение у 3,25+0,8 % исследованных клеток. Качественный состав метафаз на каждые 100 исследуемых клеток был следующий: гепов 0,5, одиночных фрагментов 2,5, парных фрагментов 0,25. Этот результат статистически достоверно (Р<0,05) отличался от данных позитивного контроля, что позволяет сделать вывод о снижении мутагенного эффекта диоксидина. Таким образом, в условиях предобработки животных комбинациями с водорастворимой формой бета-каротина в дозе 15 мг/кг и аспартамом в дозах 0,4 и 4 мг/кг значимо снижает цитогенетические эффекты диоксидина в дозе 100 мг/кг и не влияет на них при использовании ВБК в минимальной и промежуточной дозах. Данные о влиянии предобработки комбинациями из водорастворимого бета-каротина и аспартама на мутагенные эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг представлены в таблице 14. В результате анализа 450 метафаз, полученных после однократной инъекции диоксидина в дозе 300 мг/кг было обнаружено 1,1 гепов, 11,3 одиночных и 0,4 парных фрагмента, 1,6 обменов, 6,2 метафаз с множественными повреждениями хромосом на каждые 100 клеток. Всего 15,55±1,7 % поврежденных метафаз. У животных, обработанных мутагеном после пятидневного введения комбинации из ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг было выявлено на каждые 100 клеток 7,0 одиночных фрагментов, 0,75 парных фрагментов, 1,25 обменов и 5,25 метафаз с множественными повреждениями. Общее количество поврежденных метафаз составило 11,75±1,5 %, что достоверно не отличается от результата позитивного контроля.

Использование диоксидина на фоне пятидневного введения комбинации с ВБК в дозе 1,5 мг/кг привело к статистически значимому снижению количества клеток, повреждаемых мутагеном до 9,8±1,4 % (Р < 0,05). В спектре хромосомных повреждений было обнаружено 8,2 клеток с одиночными и 0,6 парными фрагментами, 0,2 клеток с обменами и 3,2 клеток с множественными повреждениями. У животных, предобработанных комбинацией с ВБК в дозе 15 мг/кг, диоксидин вызвал повреждение у 8,0±1,3 % исследованных клеток, что, при сравнении с данными позитивного контроля, свидетельствует о снижении цитогенетического действия мутагена. Качественный состав поврежденных метафаз : 1,4 гепов, 5,0 одиночных 1,0 парных фрагментов, 0,8 обмена, 2,8 метафаз с множественными повреждениями на каждые 100 клеток. Таблица 14 также содержит результаты аналогичных экспериментов, направленных на изучение комбинаций с водорастворимым бета-каротином и аспартамом в дозе 4 мг/кг. Диоксидин при однократном воздействии индуцировал хромосомные повреждения у 18,0+1,7 % исследованных клеток. Спектр хромосомных повреждений был представлен : гепами 0,75, одиночными фрагментами 10,75, парными фрагментами 0,75, обменами 1,75, метафазами с множественными повреждениями хромосом 10,0 на каждые 100 клеток. Использование для предобработки животных комбинации ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 4 мг/кг не привело к статистически значимому снижению уровня индуцированных диоксидином аберрантных клеток. Анализируемые показатели по качественному и количественному составу не отличались от контрольных, уровень повреждений составил 15,0+1,6 %. На каждые 100 клеток приходилось : 0,2 гепа, 10,6 одиночных и 1,2 парных фрагментов, 1,8 обменов, 7,2 метафаз с множественными повреждениями. Использование для предобработки комбинаций с ВБК в более высоких дозах 1,5 и 15 мг/кг, позволило зарегистрировать статистически значимое снижение уровня индуцируемых диоксидином клеток. В результате анализа 400 метафаз, полученных после однократной инъекции диоксидина в дозе 300 мг/кг было обнаружено (соответственно дозам ВБК) 3,0 и 2,8 гепов, 8,75 и 8,0 одиночных фрагментов, 0,75 и 1,0 парных фрагментов, 3,0 и 2,4 метафаз с множественными Таким образом, повреждениями при хромосом. Общее количество введении поврежденных метафаз составило 11,0+1,6 % и 8,4+1,2 %. предварительном пятидневном комбинаций из водорастворимого бета-каротина в дозах 1,5-15 мг/кг с аспартамом как в дозе 0,4 мг/кг, так и в дозе 4 мг/кг значимо снижают мутагенный эффект диоксидина в дозе 300 мг/кг. Комбинации аспартама с ВБК в минимальной дозе 0,15 мг/кг не эффективны по отношению к эффектам мутагенов. Совокупность данных, полученных при изучении цитогенетических эффектов циклофосфамида и диоксидина, у животных, предварительно получавших комбинации из каротиноидов и аспартама в течение 5 дней, позволяет отметить следующие экспериментальные факты. 1. Предобработка животных комбинациями препаратов из жирорастворимого бета-каротина в дозе 15 мг/кг (но не в дозах 0,151,5 мг/кг) с аспартамом в дозах 0,4 мг/кг и 4 мг/кг приводит к ослаблению эффектов циклофосфамида. 2. Комбинации препаратов из жирорастворимого бетакаротина в дозах 0,15-15 мг/кг с аспартамом в доззе 0,4 мг/кг после предварительного пятидневного введения уменьшают кластогенный эффект диоксидина в дозе 100 мг/кг. Также действуют комбинации из ЖБК в дозах 1,5-15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг. При использовании в данной комбинации ЖБК в минимальной дозе 0,15 мг/кг препарат не активен. 3. Предобработка животных комбинациями из препаратов жирорастворимого бета-каротина в дозах 1,5-15 мг/кг с аспартамом как в дозе 0,4 мг/кг, так и 4 мг/кг значимо влияет на уровень клеток с хромосомными повреждениями, при использовании в качестве мутагена диоксидина в дозе 300 мг/кг. Но при использовании в комбинациях 4. ЖБК в дозе 0,15 мг/кг они не снижают цитогенетический эффект этого мутагена. Комбинации препаратов водорастворимого бета-каротина в дозах 0,15-15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг после предварительного пятидневного введения уменьшают кластогенный эффект 5. циклофосфана. Также эффективны комбинации из препаратов ВБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг. Предобработка животных комбинациями с ВБК в дозе 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг и 4 мг/кг приводит к ослаблению эффекта диоксидина в дозе 100 мг/кг, но не эффективна при использовании в комбинациях ВБК в меньших (0,15-15 мг/кг) дозах. 6. Комбинация препарата водорастворимого бета-каротина в дозе 0,15 мг/кг в сочетании с аспартамом в дозах 0,4 и 4 мг/кг не оказывает значимого влияния на кластогенные эффекты диоксидина в дозе 300 мг/кг. Увеличение дозы ВБК в комбинациях с аспартамом до 1,5-15 мг/кг делает их активными по отношению к используемому мутагену, снижая его цитогенетический эффект. 3.3. Исследование влияния комбинаций из аспартама и бетакаротина на кластогенные эффекты мутагенов при совместном многодневном введении.

В этой серии экспериментов комбинации каротиноидов и аспартама вводили совместно с мутагенами в течение 5 дней. Забой животных осуществляли через 6 часов после последнего введения. В качестве позитивного контроля использовалась группа животных, которой вводился только мутаген в течение 5 дней в той же, что и в опыте дозе.

3.3.1. Комбинации аспартама с жирорастворимым бета-каротином Результаты, полученные при цитогенетическом обследовании животных, получавших циклофосфамид раздельно или совместно с комбинацией ЖБК и аспартама в течение 5 дней, представлены в таблице 15. В контрольной группе, где животные обрабатывались только циклофосфамидом, мутаген в условиях пятидневного введения индуцировал хромосомные аномалии у 19,2±1,8 % клеток костного мозга мышей. При этом было зарегистрировано 0,2 гепа, 15,8 одиночных фрагментов, 0,8 парных фрагментов, 1,4 обменов и 4,2 клеток с множественными повреждениями на каждые 100 исследованных метафаз. После совместного введения циклофосфамида с комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг в сочетании с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг в течении 5-ти дней уровень аберрантных клеток снизился до 16,2±1,6 %, однако, достоверных различий с данными позитивного контроля установлено не было. Спектр хромосомных повреждений на каждые 100 исследованных клеток был следующий: 0,2 гепа, 14,6 одиночных фрагментов, 0,6 парных фрагмента, 1,2 обменов, 2,0 метафаз с множественными повреждениями. В следующей серии эксперимента циклофосфамид вводили совместно с комбинацией ЖБК в дозе 1,5 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг. Анализ 500 метафазных пластинок позволил выявить повреждения у 13,6±1,5 % клеток. При этом в спектре хромосомных повреждений преобладали одиночные фрагменты – 12,8 на каждые 100 исследованных метафаз, кроме этого было зарегистрировано 0,2 гепа, 0,6 парных фрагмента и 1,8 метафазы с множественными повреждениями. При статистической обработке были выявлены достоверные различия между установленными экспериментальными данными и значениями позитивного контроля с уровнем значимости Р<0,05, свидетельствующем о снижении эффекта мутагена.

Анализ 500 метафазных пластинок, полученных от животных после пятидневного введения циклофосфамида с комбинацией ЖБК в дозе 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг позволил выявить 12,4±1,5 % аномальных метафаз. При этом на каждые 100 исследованных клеток наблюдалось 0,2 гепа, 10,6 одиночных фрагментов, 0,4 парных фрагмента, 1,0 обменов и 0,8 метафазы с множественными повреждениями. Сравнение полученного результата с данными позитивного контроля выявило между ними статистически достоверные различия(Р < 0,05), что позволяет сделать вывод об антимутагенной эффективности исследуемой комбинации по отношению к цитогенетическим эффектам мутагена. Увеличение дозы аспартама до 4 мг/кг в комбинациях с ЖБК не привело к изменению действия комбинации на мутагенные эффекты циклофосфамида в условиях подострого эксперимента. Отдельно взятый мутаген, вводимый экспериментальным животным в течение 5 дней индуцировал 18,2+1,7 % аномальных клеток (2,8 гепов, 8,4 одиночных и 1,4 парных фрагментов, 4,0 обменов, 2,6 метафаз с множественными повреждениями хромосом на каждые 100 клеток). Анализ 500 метафазных пластинок, полученных от животных после пятидневного совместного введения циклофосфана с комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг позволил выявить 14,8+1,6 % аномальных метафаз. При этом на каждые 100 клеток приходилось 3,4% гепов, 6,6 одиночных фрагментов, 0,8 парных,3,3 % обменов, 0,6% метафаз с множественными повреждениями хромосом. Эти значения статистически достоверно не отличались от данных позитивного контроля. В следующих 2-ух сериях экспериментов циклофосфан вводили совместно с комбинациями из ЖБК в дозе 1,5 мг/кг и 15 мг/кг в сочетании с аспартамом в дозе 4 мг/кг. Анализ 400 и 500 (соответственно дозам ЖБК) метафазных пластинок позволил выявить повреждения у 12,8+1,7 % клеток в первом случае и у 10,8+1,4 % клеток во втором. Спектр хромосомных повреждений, в зависимости от дозы ЖБК, практически не различался и составил на 100 исследованных клеток: гепов в обоих случаях 2,0, одиночных фрагментов 7,0 и 6,4, парных фрагментов 2,0 и 1,4, обменов 1,8 и 1,0, метафаз с множественными повреждениями хромосом в первом случае – 0,5, во втором зарегистрировано не было. Статистически достоверное снижение уровня индуцированных циклофосфаном аберрантных клеток в этих экспериментах свидетельствует о значимом снижении эффектов данного мутагена. Таким образом, результаты, зарегистрированные после совместного пятидневного введения циклофосфамида и комбинаций с жирорастворимым бета-каротином в дозе 1,5 мг/кг и 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 или 4 мг/кг, позволяют сделать вывод об антимутагенной эффективности Данные полученные при анализе клеток костного мозга животных, получавших диоксидин (100 мг/кг) раздельно и совместно с комбинациями из ЖБК в дозах 0,15, 1,5 и 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг или с комбинациями из аспартама в дозе 4 мг/кг в сочетании с вышеуказанными дозами ЖБК, представлены в таблице 16. В первой серии экспериментов для исследования комбинаций с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг, диоксидин при 5-ти дневном введении вызывал хромосомные повреждения у 11,4±1,4 % исследованных клеток. В спектре хромосомных повреждений преобладали метафазы с одиночными фрагментами - 7,0 на каждые 100 клеток, каждые 100 клеток. После совместного введения диоксидина с комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг было обнаружено 8,0±1,2 % поврежденных клеток. Качественный состав метафазного материала был следующим: 1,4 гепов, 4,8 одиночных фрагментов, 1,0 парных фрагментов, 0,6 обмена на каждые 100 клеток. Сравнение полученного результата с данными позитивного контроля не выявило между ними статистически достоверных различий. обнаружены также парные исследованных комбинаций по отношению к эффектам циклофосфамида.

фрагменты – 1,4 и незначительное количество обменов - 0,2 и гепов 1,6 на Анализ 500 метафазных пластинок, полученных от животных, обработанных диоксидином и комбинацией ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг позволил выявить 6.6±1,1 % аберрантных клеток. Хромосомные повреждения были представлены одиночными фрагментами 4,8, парными фрагментами 1,0, обменом 0,6, на каждые 100 клеток. Статистический анализ полученных результатов с данными позитивного контроля выявил значимое уменьшение эффектов диоксидина. Аналогичным было действие комбинации аспартама с ЖБК в максимальной дозе 15 мг/кг при ее совместном пятидневном применении с диоксидином. Общее количество клеток, индуцируемых мутагеном снизилось до 5,25+1,1%. При этом на каждые 100 клеток было зарегистрировано 0,25 гепа, 3,75 одиночных фрагментов, 1,0 парных фрагментов, 0,25 обменов. Во второй серии экспериментов для исследования комбинаций препаратов ЖБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг при их совместном 5-ти дневном применении с диоксидином в дозе 100 мг/кг, отдельно вводимый мутаген индуцировал 9,2+1,3 % клеток с аномалиями. В спектре хромосомных повреждений преобладали клетки с одиночными фрагментами повреждений хромосом – 8,2 на каждые 100 клеток, кроме этого было выявлено 0,8 гепа, по 0,2 парных фрагмента и обмена, 0,6 метафазы с множественными повреждениями хромосом. Совместное применение мутагена с комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартамом в дозе 4 мг/кг в течение 5-ти дней не привело к снижению кластогенного эффекта диоксидина. Общее количество поврежденных клеток практически не отличалось от данных позитивного контроля и составило 9,0+1,3 % ( 0,6 гепа, 8,4 одиночных и 0,2 парных фрагментов, 0,6 метафазы с множественными повреждениями хромосом каждые 100 клеток). Влияние комбинации с каротиноидом и аспартамом в дозе 4 мг/кг на цитогенетические эффекты диоксидина при их совместном пятидневном введении оказалось достоверным (Р < 0,05) лишь в случае использования ЖБК в дозах 1,5 и 15 мг/кг. При этом уровень аберрантных клеток практически не различался и составил (соответственно дозам ЖБК) 7,6±1,2 % и 7,0+1,2 %. При этом было в первом случае зафиксировано 0,2 гепа, 7,2 одиночных фрагментов и 0,2 метафазы с множественными повреждениями, во втором – 6,8 одиночных фрагментов, 0,2 парных фрагмента, 0,2 обмена и 0,2 метафазы с множественными повреждениями на каждые 100 клеток. В таблице 17 представлены данные полученные при анализе клеток костного мозга животных, получавших диоксидин (300 мг/кг) раздельно и совместно с комбинациями из ЖБК в дозах 0,15, 1,5 и 15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг или с комбинациями из аспартама в дозе 4 мг/кг в сочетании с вышеуказанными дозами ЖБК. При исследовании 400 метафаз после пятидневного введения диоксидина в дозе 300 мг/кг было обнаружено по 1,75 гепов и парных фрагментов, 10,0 одиночных фрагментов, 2,5 обменов, 14,5 метафаз с множественными повреждениями на каждые 100 исследованных клеток, всего – 30,±2,3 % аномальных клеток. Анализ метафазного материала животных, получавших диоксидин совместно с комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 и аспартама в дозе 0,4 мг/кг мг/кг в течение 5 дней, позволил выявить 29,3±2,3 % поврежденных клеток. На каждые 100 исследованных метафаз приходилось 1,25 гепов, 10,25 одиночных фрагментов, 1,5 парных фрагментов, 14,25 метафаз с множественными повреждениями. Сравнение этого результата с данными позитивного контроля не выявило между ними статистически достоверных различий. В результате совместной обработки животных диоксидином и комбинацией из ЖБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг уровень поврежденных мутагеном метафазных пластинок составил 25,8±1,9 %. В спектре обнаруженных хромосомных аномалий были выявлены одиночные фрагменты – 7,6, парные фрагменты - 0,5, обмены - 0,75 и метафазы с множественными повреждениями – 14,2 на каждые 100 клеток. Этот результат также контроля.

статистически не отличался от данных позитивного Только при использовании совместно с диоксидином в течение 5-ти дней комбинации из ЖБК в максимальной дозе с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг позволило зарегистрировать статистически достоверные результаты, свидетельствующие о снижении эффекта мутагена. Анализ 400 метафазных пластинок выявил при перерасчете на 100 исследованных метафаз 2,25 гепов, 7,5 одиночных фрагментов, 0,5 парных фрагмента, 0,75 обмена, 9,75 хромосом с множественными повреждениями метафаз. Всего 20,25+2,0 % поврежденных клеток. Повышение дозы аспартама до 4 мг/кг в комбинациях с ЖБК привело к значимому снижению уровня индуцируемых диоксидином клеток во всем диапазоне доз каротиноида. Отдельно мутаген в данной серии экспериментов индуцировал хромосомные аномалии у 34,8±2,1 % клеток. При этом зафиксировано 8,6 одиночных фрагментов, 0,2 парных фрагмента, 0,4 обмена, 25,6 метафаз с множественными повреждениями на каждые 100 исследованных клеток. Анализ 500 метафазных пластинок, полученных от животных после пятидневного введения диоксидина совместно с комбинацией из ЖБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартамом. позволил выявить 27,6+2,2 % аномальных метафаз. Спектр хромосомных повреждений при этом составил : 17,2 метафаз с одиночными фрагментами, 0,8 обменов, 9,6 метафаз с множественными повреждениями хромосом. Увеличение в комбинации с аспартамом дозы каротиноида до 1,5 и 15 мг/кг не повлияло на результаты эксперимента. Также наблюдалось статистически значимое (Р<0,05) снижение уровня индуцируемых диоксидином клеток.

Таким образом, совокупность полученных данных свидетельствует, что при совместном введении диоксидина с комбинацией из жирорастворимого бета-каротин в дозах 0,15, 1,5 и 15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг мг/кг уровень цитогенетических повреждений статистически значимо ниже, чем результат, полученный после обработки животных только диоксидином. При использовании аспартама в меньшей дозе 0,4 мг/кг снижение эффектов мутагена происходит только при использовании в комбинации ЖБК в максимальной дозе 15 мг/кг.

3.3.2. Комбинации аспартама с водорастворимым бета-каротином Результаты модифицирующего влияния комбинаций из ВБК и аспартама на мутагенные эффекты циклофосфамида в условиях подострого эксперимента, представлены в таблице 18. Эксперимент по определению цитогенетической активности циклофосфамида в дозе 20 мг/кг выявил хромосомные аберрации у 10,8±1,4 % исследованных клеток. При этом в спектре хромосомных повреждений было обнаружено 1,8 клеток с гепами, 5,4 клеток с одиночными фрагментами, 1,0 клеток с парными фрагментами, 1,4 клеток с обменами, 0,8 клеток с множественными повреждениями. В клетках костного мозга животных, получавших циклофосфамид совместно с комбинацией ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 0,4 мг/кг было зарегистрировано 8,6±1,3 % поврежденных клеток. Качественный состав поовреждений в метафазных пластинках был следующим: 1,8 гепов, 3,8 одиночных фрагментов, 1,2 парных фрагментов, 1,6 обменов, метафаз с множественными повреждениями выявлено не было на каждые 100 клеток. Сравнение этого результата с данными позитивного контроля не выявило между ними статистически достоверных различий.

Увеличение в комбинации дозы ВБК до 1,5 мг/кг не привело к существенным изменениям в состоянии наблюдаемых параметров. Анализ 500 метафазных пластинок позволил выявить 8,0+1,2 поврежденных клеток, что практически не отличалось от значений предыдущей серии эксперимента. Спектр хромосомных повреждений также был аналогичным: на каждые 100 клеток 2,0 гепов, 4,2 одиночных фрагмента, 1,0 парных фрагментов, 0,8 обмена. Только совместное применение комбинации ВБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг привело к статистически значимому снижению уровня аберрантных клеток, индуцируемых циклофосфаном до 7,2+1,0 % против мутагена. При исследовании комбинаций из ВБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг, вводимых совместно в течение 5 дней с циклофосфаном, отдельно взятый мутаген индуцировал 13,4+1,5 % клеток с аномалиями. При этом на каждые 100 исследуемых клеток приходилось : 2,0 гепов, 7,0 клеток с одиночными и 1,6 парными фрагментами повреждений хромосом, 1,8 обменов, 0,8метафазы с множественными повреждениями хромосом. Применение к значимому совместно с циклофосфаном мутагена в течение общее 5 дней комбинации из ВБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг не привело ослаблению эффекта количество индуцируемых им клеток составило 9,75+1,5 мг/кг, что статистически не отличалось от данных позитивного контроля. Уровень поврежденных клеток равный 7,4±1,2 % был зарегистрирован у животных после пятидневного введения циклофосфамида совместно с комбинацией из ВБК в дозе 1,5 мг/кг и аспартама в дозе 4 мг/кг. 10,8+1,4 % установленных в позитивном контроле, что свидетельствует о значимом уменьшении цитогенетического эффекта Хромосомные повреждения были представлены гепами - 0,8, одиночными фрагментами – 4,4, парными фрагментами – 1,0, с обменами 1,4 на каждые 100 клеток. Сравнение суммарного показателя с аналогичным значением позитивного контроля выявило между ними статистически достоверные (Р < 0,05) различия, которые указывают на уменьшение мутагенного эффекта циклофосфана под действием исследуемых комбинаций препаратов. В результате обработки животных циклофосфамидом и комбинацией с ВБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в течение 5 дней количество аберрантных метафаз составило 6,2±1,1 %. На каждые 100 исследованных клеток было выявлено 0,8 клеток с гепами, 3,6 клеток с одиночными фрагментами, 0,6 клеток с парными фрагментами, 1,8 клеток с обменами. Статистический анализ также показал снижение кластогенного эффекта мутагена. Таким образом, в случаях, предусматривающих введение циклофосфамида совместно с комбинациями из водорастворимого бетакаротина в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозах 0,4 и 4 мг/кг, уровень цитогенетических повреждений оказался ниже, чем в позитивном контроле. Использование комбинаций с ВБК в минимальной дозе не влияло на цитогенетический эффект мутагена. Данные, полученные при цитогенетическом исследовании клеток животных, получавших диоксидин в дозе 100 мг/кг раздельно или совместно с комбинациями из ВБК и аспартама, приведены в таблице 19. Диоксидин (100 мг/кг) в данной серии экспериментов индуцировал хромосомные аномалии у 10,2±1,4 % клеток. При этом зафиксировано 2,6 гепов, 6,2 одиночных фрагментов, 0,6 парных фрагмента, 1,2 обменов, 0,2 метафазы с множественными повреждениями на каждые 100 исследованных клеток.

После совместного введения диоксидина с комбинацией ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартамом в дозе 0,4 мг/кг уровень хромосомных повреждений составил 8,8±1,2 %. На каждые 100 исследованных клеток приходилось 6,4 одиночных фрагментов, по 0,2 парных фрагмента и обмена. Полученный результат значимо не отличался от результата, зарегистрированного в позитивном контроле. Значение количества аномальных метафаз при введении в течение 5 дней диоксидина и комбинации ВБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг составило 6,6±1,1 % (0,2 гепа, 5,0 одиночных фрагментов, 0,2 обмена на каждые 100 клеток). Достоверных различий с данными позитивного контроля установлено не было. При совместном пятидневном применении с диоксидином комбинации из ВБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг уровень аберрантных клеток составил 5,0±1,0 %. В спектре хромосомных повреждений преобладали метафазы с одиночными фрагментами – 3,2 на каждые 100 клеток, гепов обнаружено 1,6 %, обменов – 0,4 на каждые 100 клеток. Статистический анализ выявил достоверное снижение уровня диоксидининдуцируемых клеток, что позволило сделать вывод об эффективности исследуемой комбинации препаратов по отношению к снижению мутагенного действия диоксидина. При проведении серии эксперименов, направленных на изучение влияния пятидневного совместного с диоксидином введения комбинаций из препаратов ВБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг, отдельно инъецируемый животным мутаген индуцировал хромосомные повреждения у 9,25±1,4 % исследуемых клеток. При этом было зафиксировано на каждые 100 клеток 2,25 гепов, 5,75 одиночных фрагментов, 0,75 парных фрагмента, 1,5 обменов. Введение диоксидина совместно с комбинацией ВБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг в течение 5 дней не оказывало какого-либо влияния на уровень повреждаемых мутагеном метафаз. Значение количества аберрантных клеток составило 6,6±1,1 %. Спектр хромосомных повреждений мало отличался от такового в позитивном контроле: 2,0 гепов, 3,75 одиночных фрагментов, 0,5 парных фрагмента, 0,75 обмена на каждые 100 клеток. После пятидневного использования диоксидина и комбинации из ВБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 4 мг/кг количество поврежденных метафаз составило 6,0±1,1 % (0,75 гепа, 3,75 одиночных фрагментов, 0,75 метафазы с обменами, 0,5 с парными фрагментами). Полученный результат статистически значимо не отличался от данных позитивного контроля. Влияние комбинации из ВБК с аспартамом в дозе 4 мг/кг на цитогенетические эффекты диоксидина мутагенного действия диоксидина, при их совместном пятидневном лишь в случае использования введении оказалось достоверным (Р < 0,05), свидетельствующим о снижении каротиноида в дозе 15 мг/кг. Уровень аберрантных клеток составил 5,0±1,1 %. При этом было зафиксировано 0,75 гепа, 2,0 одиночных фрагментов, 0,75 обмена на каждые 100 клеток. Таким образом, при совместном пятидневном введении комбинация из водорастворимого бета-каротина в дозе 15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг снижает уровень повреждаемых диоксидином клеток на 49 %, в комбинации с аспартамом в дозе 4 мг/кг – на 54 %. При использовании в комбинациях с аспартамом ВБК в меньших дозах они не оказывают значимого влияния на кластогенные эффекты мутагена. Данные о воздействии комбинаций из ВБК и аспартама эксперимента представлены в таблице 20. При исследовании 400 метафаз после пятидневного введения диоксидина в дозе 300 мг/кг было обнаружено 15,0 одиночных и 1,5 парных фрагментов, 1,25 обменов, 26,5 метафаз с множественными повреждениями на каждые 100 исследованных клеток, всего - 32,75±2,6 % аномальных клеток. на повреждающее действие диоксидина в дозе 300 мг/кг условиях подострого Анализ метафазного материала животных, получавших диоксидин совместно с комбинацией ВБК в дозе 0,15 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг в течение 5 дней, позволил выявить 29,8±2,5 % поврежденных клеток. На каждые 100 исследованных метафаз приходилось 1,75 гепов, 15,25 одиночных фрагментов, 1,0 парных фрагментов, 20,5 метафаз с множественными повреждениями. Сравнение этого результата с данными позитивного контроля не выявило между ними статистически достоверных различий. При применении совместно с диоксидином комбинации ВБК в дозе 1,5 мг/кг с аспартамом в дозе 0,4 мг/кг количество аберрантных клеток составило 27,25±2,4 % (14,5 одиночных и 1,0 парных фрагментов, 1,5 обменов, 19,5 метафаз с множественными повреждениями на каждые100 клеток), что также значимо не отличалось от результата позитивного контроля. Использование в течение 5 дней диоксидина с комбинацией ВБК в дозе 15 мг/кг с аспартамом привело к статистически значимому (Р < 0,05) снижению количества клеток, повреждаемых мутагеном до 26,5±2,3 %. При этом на каждые 100 исследованных метафаз приходилось 0,75 гепа, 13,5 одиночных и 0,5 парных фрагментов, 3,0 обменов, 13,4 клеток с множественными повреждениями. Эти результаты позволи сделать вывод о значимом снижении кластогенного эффекта диоксидина при использовании комбинаций из бета-каротина и апартама. Увеличение в исследуемых комбинациях дозы аспартама до 4 мг/кг позволило зарегистрировать следующие результаты. Отдельно вводимый животным в течении 5 дней мутаген индуцировал хромосомные повреждения у 32,25+2,6 % клеток. В спектре хромосомных повреждений на каждые 100 клеток приходилось 0,75 гепа, 15,25 одиночных фрагмента, по 1,5 парных фрагментов и обменов, 20,25 метафаз с множественными повреждениями хромосом. Анализ метафазного материала, полученного от животных, получавших совместно с мутагеном в течении 5 дней комбинацию из ВБК в дозе 0,15 мг/кг и аспартама в дозе 4 мг/кг, позволил выявить 29,0+2,5 % аберрантных клеток. Спектр хромосомных повреждений составил: гепов 1,5, одиночных фрагментов 21,75, парных фрагментов 1,5, обменов 1,75, метафаз с множественными повреждениями хромосом 17,0. Результат статистически не отличается от данных позитивного контроля и свидетельствует об отсутсвии у исследуемой комбинации свойства, редуцирующего эффект мутагена. Обратный результат наблюдается при использовании совместно с диоксидином комбинаций с препаратом ВБК в промежуточной 1,5 мг/кг и максимальной 15 мг/кг дозах. Количество аберрантных клеток снизилось до 25,5+2,2 % в первом случае и до 25,25+2,2 % во втором. Спектр хромосомных повреждений практически не различался и составил (соответственно дозам ВБК): гепов по 1,25, одиночных фрагментов 22,5 и 23,5, парных фрагментов 1,25 и 1,5, обменов 4,5 и 4,75, метафаз с множественными повреждениями хромосом 14,0 и 12,75. Статистический анализ результатов показал достоверное снижение цитогенетических эффектов диоксидина. Таким образом, комбинации из водорастворимого бета-каротина и аспартама в дозе 0,4 мг/кг в условиях подострого эксперимента значимо снижают цитогенетическую активность диоксидина только в максимальной дозе каротиноида 15 мг/кг, в дозах 0,15-1,5 мг/кг не оказывают влияния на действие мутагена. Увеличение в комбинациях дозы аспартама до 4 мг/кг в сочетании с ВБК в дозе 0,15 мг/кг также не изменяет кластогенный эффект мутагена, но в сочетании с ВБК в дозах 1,5-15 мг/кг усиливает антимутагенные свойства комбинаций, снижая цитогенетическую активность диоксидина в дозе 300 мг/кг. Совокупность выше указанных данных, полученных при изучении влияния комбинаций из каротиноидов и аспартама на проявление цитогенетических эффектов циклофосфамида и диоксидина (в дозах 100 и 300 мг/кг) в условиях совместного пятидневного введения изучаемых соединений мышам С57Вl/6 позволяет сделать следующие заключения:

Pages:     || 2 |



© 2011 www.dissers.ru - «Бесплатная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.